Summary
העבודה הנוכחית מתארת פרוטוקול ניסיוני של קצב פרץ פרוזדורים טרנס-ווסגיאלי לאינדוקציה יעילה של פרפור פרוזדורים (AF) בחולדות. ניתן להשתמש בפרוטוקול בחולדות עם לבבות בריאים או משופצים, מה שמאפשר מחקר של פתופיזיולוגיה של AF, זיהוי מטרות טיפוליות חדשניות והערכה של אסטרטגיות טיפוליות חדשות.
Abstract
מחקרים בבעלי חיים הביאו תובנות חשובות להבנתנו לגבי פתופיזיולוגיה של פרפור פרוזדורים (AF) וניהול טיפולי. כניסה חוזרת, אחד המנגנונים העיקריים המעורבים בפתוגנזה של AF, דורשת מסה מסוימת של רקמת שריר הלב על מנת להתרחש. בשל גודלו הקטן של האטריה, מכרסמים נחשבים זה מכבר 'עמידים' בפני AF. למרות שהוכח כי מיקוד אוטומטי ספונטני מתרחש בחולדות, נדרש מעקב ארוך טווח (עד 50 שבועות) כדי שהפרעת הקצב תתרחש במודלים אלה. העבודה הנוכחית מתארת פרוטוקול ניסיוני של קצב פרץ פרוזדורים טרנס-ווסגיאלי לאינדוקציה מהירה ויעילה של AF בחולדות. ניתן להשתמש בפרוטוקול בהצלחה בחולדות עם לב בריא או משופץ, בנוכחות מגוון רחב של גורמי סיכון, המאפשרים מחקר של פתופיזיולוגיה של AF, זיהוי מטרות טיפוליות חדשניות והערכה של אסטרטגיות מניעתיות ו /או טיפוליות חדשניות.
Introduction
פרפור פרוזדורים (AF) הוא הפרעת קצב הלב המתמשכת הנפוצה ביותר שנתקלים בה בפרקטיקה הקלינית ושכיחותה ממשיכים לעלות באופן דרמטי ברחבי העולם1. הפרעת קצב זו משפיעה על עד 4% מאוכלוסיית העולם על פי מחקרים אחרונים2. עם זאת, בהתחשב בכך ש-AF פרוקסימלי יכול להיות א-סימפטומטי ולכן עשוי לחמוק מזיהוי, השכיחות האמיתית של AF עשויה להיות גבוהה בהרבה מזו המוצגת בספרות.
הפתופיזיולוגיה של AF נחקרה באינטנסיביות. עם זאת, המנגנונים הבסיסיים של הפרעת קצב מורכבת זו נותרים לא ברורים לחלוטין וזה משתקף באפשרויות הטיפוליות המוגבלות, עם יעילות מפוקפקת. מחקרים בבעלי חיים הביאו תובנות חשובות להבנתנו לגבי פתופיזיולוגיה וניהול טיפולי של AF. כניסה חוזרת, אחד המנגנונים העיקריים המעורבים בפתוגנזה של AF3, דורשת מסה מסוימת של רקמת שריר הלב על מנת להתרחש. לפיכך, בעלי חיים גדולים הועדפו בדרך כלל במחקרי AF, בעוד שבשל גודלה הקטן של האטריה שלהם, מכרסמים נחשבים זה מכבר 'עמידים' ל-AF. עם זאת, השימוש בבעלי חיים גדולים נפגע בעיקר על ידי טיפול בקשיים. בינתיים, למרות שהוכח כי מיקוד אוטומטי ספונטני מתרחש בחולדות4, נדרש מעקב ארוך טווח (עד 50 שבועות) כדי שהפרעת הקצב תתרחש במודלים אלה5. כמו כן פותחו דגמים המבטיחים התרחשות מהירה של AF במכרסמים קטנים. לרוב, מודלים אלה משתמשים בגירוי חשמלי חריף, לעתים קרובות בנוכחות תנאים מועדפים אחרים, כגון גירוי פאראסימפתטי מקביל או חנק, כדי לגרום באופן מלאכותי AF 6,7. אף על פי שהם יעילים, מודלים כאלה אינם מאפשרים הערכה של תכונות קריטיות הקשורות ל-AF, כגון השיפוץ החשמלי, המבני, האוטונומי או המולקולרי המתקדם של האטריה, וגם לא את ההשפעות של תרופות אנטי-אריתמיות קונבנציונליות או לא קונבנציונליות על מצע הפרוזדורים או על הסיכון לפריעת קצב חדרית 8,9.
העבודה הנוכחית מתארת פרוטוקול ניסיוני של קצב פרץ פרוזדורים טרנס-ווסגיאלי ארוך טווח לאינדוקציה מהירה ויעילה של AF בחולדות. הפרוטוקול מתאים למחקרים אקוטיים וארוכי טווח וניתן להשתמש בו בהצלחה בחולדות עם לב בריא או משופץ, בנוכחות מגוון רחב של גורמי סיכון, המאפשרים מחקר של פתופיזיולוגיה של AF, זיהוי מטרות טיפוליות חדשניות והערכה של אסטרטגיות מניעתיות ו /או טיפוליות חדשניות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
נהלים הנוגעים לנבדקים מן החי אושרו על ידי ועדת האתיקה של האוניברסיטה לרפואה, רוקחות, מדע וטכנולוגיה "ג'ורג' אמיל פאלאדה" מ-Târgu Mureș, על ידי הרשות הלאומית הרומנית לווטרינריה סניטרית ובטיחות מזון, וצייתו להנחיות המועצה הבינלאומית למדעי חיות המעבדה (הנחיה 2010/63/EU).
1. פרוטוקול קצב פרץ פרוזדורים טרנס-ווסגיאלי
- מחלקים באופן אקראי חולדות Wistar זכרים בוגרים (200-400 גרם של משקל גוף) לשתי קבוצות: STIM ו-SHAM.
- להרדים את החיות.
- עבור אינדוקציה, השתמש ב-2.5% איזופלורן, 4 ליטר לדקה, 99.5% O2.
- לצורך תחזוקה, יש להשתמש בתערובת של קטמין/מדטומידין (75.0/0.5 מ"ג/ק"ג) הניתן באופן תוך-צפקי.
- בדקו את עומק ההרדמה על ידי בדיקת רפלקס הקרנית (תמיסת גלוקוז 5%) ורפלקס הגמילה הנוציצפטיבי (צביטה בבוהן). עקוב אחר קצב הנשימה (ירידה של 50% מקובלת במהלך הרדמה; שיעור נורמלי הוא בין 70-120 נשימות לדקה) וטמפרטורת הגוף באמצעות מדחום פי הטבעת (הטמפרטורה הרגילה היא בין 96.5 - 99.5 מעלות פרנהייט או 35.9 - 37.5 מעלות צלזיוס).
הערה: המשך בהליך רק לאחר אישור יעילות ההרדמה. עקוב אחר עומק ההרדמה מעת לעת לאורך הפרוטוקול. חזור על זריקת הקטמין/מדטומידין התוך-צפקית בעת הצורך. - יש למרוח משחה אופתלמית על שתי העיניים כדי למנוע נזק לקרנית.
- הניחו את החיה במצב שכיבה והניחו אותה על משטח חימום כדי לשמור על טמפרטורת הגוף בטמפרטורה של כ-37 מעלות צלזיוס.
- חברו את שלוש אלקטרודות האק"ג המשטחיות לגפי החולדה בתצורת עופרת II (איור 1A).
- מניחים את האלקטרודה השלילית על המצח הימני.
- מקם את האלקטרודה החיובית על האחורי השמאלי.
- מניחים את אלקטרודת ההארקה בצד שמאל.
- אבטחו את האלקטרודות למקומם באמצעות כבלי צמיד אלסטיים דקים.
- הפעל את הקלטת האק"ג על פני השטח ובצע הקלטת א.ק.ג רציפה לאורך כל ההליך (איור 1B) באמצעות תוכנית רכישה מסחרית או תוכנית רכישה שפותחה באופן מקומי10.
- לגירוי חשמלי, השתמש בצנתר מרובע 5-6 F המחובר לקוצב לב מבוסס מיקרו-בקר10.
- לאחר שהחיה מורדמת, הכנס את הצנתר דרך חלל הפה, לתוך הוושט. מדוד את המרחק בין החותכות העליונות ללב (מוערך על ידי מישוש) כדי להעריך את העומק שבו יש להחדיר את הצנתר לוושט.
אזהרה: היזהרו שלא לכפות את הצנתר מכיוון שקיים סיכון לניקוב הוושט. - אשר את המיקום הנכון של קטטר הגירוי ברמת האטריה כדלקמן.
- יש למרוח גירוי חשמלי בתדירות של 400 גירויים לדקה (משך הגירוי 6 אלפיות השנייה).
- בדקו אם מעקב האק"ג מראה לכידה מתמדת של האטריה (כלומר, כל גירוי חשמלי מלווה בקומפלקס QRS צר) (איור 2).
- קבעו את הסף הדיאסטולי – כלומר, המתח הנמוך ביותר הנדרש להשגת לכידת פרוזדורים (בדרך כלל, בין 10 וולט ל-20 וולט).
הערה: בצע את הפעולות הבאות עבור בעלי החיים בקבוצת STIM. - לאחר שנקבע המיקום הנכון של הצנתר, הגדר את הממריץ לתדירות של 4,000 גירויים לדקה (משך גירוי 6 אלפיות השנייה), במתח 3 V מעל הסף הדיאסטולי (איור 3).
- החל על כל בעל חיים 15 מחזורים רצופים של גירוי, 20 שניות כל אחד, עם מרווח חופשי של 5 דקות בין מחזורים11. בהתאם למטרות המחקר, חזור על הפרוטוקול עבור כל חולדה במשך 10 ימים, בקצב של 5 ימים בשבוע, באותה שעה בכל יום.
- בדוק את האפקטיביות של הגירוי כדלקמן.
- זהה את זמן ההתאוששות של צומת הסינוסים (SNRT), המופיע בסוף הקצב המהיר כמרווח זמן ארוך יותר מאורך המחזור שנרשם במהלך מקצב הסינוסים (איור 4A) ומייצג את מרווח הזמן הנדרש לחידוש מקצב הסינוסים לאחר סיום דיכוי ההילוך יתר.
הערה: דיכוי הילוך יתר מייצג את העיכוב של פעילות צומת הסינוסים על ידי גירוי חשמלי של הלב בקצב גבוה יותר מהקצב הפנימי. - זהה את ההתרחשות של פרק המיקוד האוטומטי, המוגדר כאן כנוכחות של שלוש פעימות על-חדריות לא סדירות או יותר (כלומר, תגובה חדרית לא סדירה עם קומפלקסי QRS צרים), כאשר גלי P נעדרים או מוחלפים בגלי "f" קטנים ומעוותים (איור 4B).
- זהה את זמן ההתאוששות של צומת הסינוסים (SNRT), המופיע בסוף הקצב המהיר כמרווח זמן ארוך יותר מאורך המחזור שנרשם במהלך מקצב הסינוסים (איור 4A) ומייצג את מרווח הזמן הנדרש לחידוש מקצב הסינוסים לאחר סיום דיכוי ההילוך יתר.
- אם פרק המיקוד האוטומטי אינו מסתיים באופן ספונטני עד למועד ביצוע מחזור הגירוי הבא (כלומר, עד סוף חמש הדקות הפנויות בין המחזורים), אל תפעיל את הגירוי הבא.
- חכו עוד 5 דקות. אם פרק המיקוד האוטומטי עדיין ממשיך לאחר אותן 10 דקות, סיים את הפרוטוקול לאותו יום.
הערה: אם יש צורך בהערכה של חומרת המיקוד האוטומטי המושרה חשמלית, ניתן לבצע ניטור א.ק.ג. ארוך יותר.
- חכו עוד 5 דקות. אם פרק המיקוד האוטומטי עדיין ממשיך לאחר אותן 10 דקות, סיים את הפרוטוקול לאותו יום.
- אם ברדיקרדיה חמורה או אסיסטוליה מתרחשת בסוף הגירוי (כלומר, עקב גירוי חשמלי של עצב הוואגוס), לסיים את הפרוטוקול. אם הפעילות החשמלית אינה חוזרת לקדמותה במהירות, בצעו עיסוי לב חיצוני ונתנו אטרופין סולפט (0.05 מ"ג/ק"ג) באופן תוך-צפקי.
- בסוף ההליך, להפוך את ההרדמה עם atipamezole (1 מ"ג / ק"ג) הניתן באופן תוך צפקי. אחסנו את החולדות בנפרד בכלובים נקיים בחום משלים והתבוננו מעת לעת עד שהן מתאוששות לחלוטין. אין צורך בטיפול ספציפי אחר בבעלי חיים בסוף הפרוטוקול.
- נתח את מעקבי האק"ג על פני השטח וקבע את הדברים הבאים.
- האינדוקציה של מיקוד אוטומטי המתבטאת באחוזים (כלומר, [מספר מחזורי הגירוי ואחריהם פרקי AF / המספר הכולל של מחזורי הגירוי המופעלים] x 100).
- משך הזמן של כל פרק AF.
- נוכחותם של פרקי AF 'מתמידים' (כלומר, >10 דקות).
הערה: בצע את הפעולות הבאות עבור בעלי החיים בקבוצת SHAM.
- עבור החולדות בקבוצת SHAM, בצע את שלבים 1.1 עד 1.7 כמתואר לעיל, מבלי ליישם גירוי חשמלי כלשהו.
- שמרו על הצנתר במקומו במשך 80 דקות (כלומר, הזמן הדרוש להשלמת הפרוטוקול בחולדות STIM) מבלי להפעיל גירוי חשמלי כלשהו, תוך הקלטה רציפה של א.ק.ג.
- בסוף ההליך, להפוך את ההרדמה עם atipamezole (1 מ"ג / ק"ג). אין צורך בטיפול ספציפי אחר בבעלי חיים בסוף הפרוטוקול.
- נתח את מעקבי האק"ג על פני השטח וקבע את הפרמטרים המתוארים בשלב 1.16.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
במחקר הוכחת היתכנות, 22 חולדות Wistar זכרים בוגרים (200-400 גרם) חולקו באופן אקראי לשתי קבוצות: STIM (n = 15) ו- SHAM (n = 7). כל בעלי החיים שוכנו בנפרד בכלובי פוליקרבונט, בחדר מבוקר אקלים (21-22 מעלות צלזיוס), עם גישה חופשית למים ולמזון יבש לאורך כל המחקר. פרוטוקול הגירוי הטרנס-ווסגיאלי שתואר לעיל הוחל על כל בעלי החיים במשך 10 ימים, 5 ימים בשבוע. כל בעלי החיים עברו את אותו פרוטוקול, למעט העובדה שהחולדות בקבוצת SHAM לא קיבלו גירוי חשמלי פעיל.
כצפוי, לא הושרו מקרים של AF בחיות SHAM לאורך כל הפרוטוקול. לפיכך, לא ניתן להעריך בקבוצה זו פרמטרים אחרים (כלומר, משך פרקי AF ונוכחותם של פרקי AF 'מתמשכים') ."
ביום הראשון של הגירוי, 12 (80%) מתוך 15 חיות STIM הציגו אפיזודות AF (סיכון יחסי = 3.33, p < 0.001 לעומת קבוצת SHAM באמצעות הבדיקה המדויקת של פישר). בחולדות STIM, מתוך 164 מחזורי גירוי שהופעלו ביום הראשון של הגירוי, 42 היו מלווים בפרקי AF (אינדוקטיביות חציונית של 20% [טווח בין-קווי של 6.67-72.22] לעומת 0% בקבוצת SHAM) (איור 5).
במהלך 10 ימי הפרוטוקול, המיקוד האוטומטי הושרה ביעילות בכל בעלי החיים (איור 6). בממוצע של 15.6 ± 8.7 פרקים של AF הושרו בחיות STIM במהלך כל משך הפרוטוקול. מתוך המספר הכולל של מחזורי הגירוי שהופעלו, 20.05% היו עוקבים אחר AF, ו-41 (17.30%) אפיזודות של AF נמשכו יותר מ-600 שניות. משך הזמן הממוצע של פרקי מיקוד אוטומטי הנמשכים פחות מ-600 שניות הוא 40.12 שניות (טבלה 1).
איור 1: הקלטת א.ק.ק.ג. (A) מיקום אלקטרודות א.ק.ג. – שתיים ברמת ה-forelimbs ואחת על החלק האחורי השמאלי של החיה. (B) מעקב א.ק.ג. על פני השטח שנרשם לפני הפעלת גירוי חשמלי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: מעקב א.ק.ג המאשר את לכידת האטריה. מעקב האק"ג מאשר את המיקום הנכון של הצנתר, כלומר, קומפלקס QRS צר נצפה לאחר כל גירוי חשמלי בתדירות של 400 גירויים לדקה. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: הגדרות קוצב לב מבוססות מיקרו-בקרים. פרמטרי הגירוי נקבעים בתדירות של 4,000 גירויים לדקה (ppm: פולסים לדקה), משך גירוי של 6 אלפיות השנייה (WDTh: רוחב), ומתח של 11 V (כלומר, 3 V מעל הסף הדיסטולי). אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 4: מעקבי א.ק.ג המאשרים את היעילות של פרוטוקול הגירוי. שים לב שמרווח הזמן בהפסקת הגירוי (SNRT) ארוך יותר מאורך המחזור שנרשם במהלך מקצב הסינוסים (מרווח RR, כלומר המרווח בין גלי ה-R של שני קומפלקסי QRS עוקבים, המייצג את משך מחזור הלב). (B) הופעתה של אפיזודה של פרפור פרוזדורים לאחר השלמת מחזור הגירוי החשמלי של פרוזדורים. שימו לב למתחמי ה-QRS הצרים והלא סדירים, להיעדר גלי P ולגלי ה-"f" הקטנים והמעוותים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 5: אינדוקציה של פרפור פרוזדורים (AF) ביום הראשון של הגירוי בקבוצות STIM (n = 15) ו- SHAM (n = 7). הנתונים מבוטאים כטווח חציוני ובין-קווי. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 6: אינדוקציה יומית ממוצעת של פרפור פרוזדורים במהלך 10 הימים של פרוטוקול הגירוי בחולדות STIM. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של נתון זה.
| פרקי פרפור פרוזדורים המושרים חשמלית (n = 237) | מספר (%) | משך ממוצע (שניות) |
| משך ≥600 שניות | 41 (17.30%) | - |
| משך < 600 שניות | 196 (82.70%) | 40.12 |
טבלה 1: פרמטרים טמפורליים של פרקי פרפור פרוזדורים 'מתמשכים' ו'לא מתמשכים' המושרים חשמלית בקבוצת STIM.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
המאמר הנוכחי מתאר פרוטוקול ניסיוני של קצב פרץ פרוזדורים טרנס-ווסגיאלי ארוך טווח לאינדוקציה מהירה ויעילה של AF בחולדות, המתאים למחקרי AF חריפים וארוכי טווח כאחד. פרוטוקול הגירוי בן 10 הימים המתואר כאן שימש בהצלחה לפיתוח 'מודל משני של AF ספונטני' (כלומר, מודל שבו, לאחר תקופה של אינדוקציה של AF על ידי גירוי חשמלי, AF מתפתח באופן ספונטני)10. עם זאת, משך הפרוטוקול יכול להשתנות בהתאם למטרה המדויקת של המחקר.
ניתן גם להתאים פרמטרים אחרים, כגון גודל קטטר הגירוי, בהתאם לגודל בעלי החיים. עם זאת, יש להקפיד על הימנעות משימוש בצנתרים גדולים מדי, שכן הם עלולים לגרום ללחץ על קנה הנשימה ולפגוע בנשימה תקינה. עבור חולדות 200-400 גרם, צנתרי 5-6 F גורמים ללחץ זניח על קנה הנשימה ומאפשרים ליישם את הפרוטוקול ללא צורך באינטובציה אנדוטרכאלית.
שלב מרכזי בפרוטוקול הוא המיקום הנכון של צנתר הגירוי בתוך הוושט, ברמת האטריה (שלב 1.7). שלב זה צריך להתבצע רק לאחר בדיקה מדוקדקת של עומק ההרדמה, שכן חוסר הרדמה יעילה מגביר את הסיכון למעצר לב-ריאה-נשימתי במהלך השלבים הבאים של הפרוטוקול. ניטור הפעילות החשמלית של הלב באמצעות א.ק.ג. משטחי מספק בדרך כלל מספיק נתונים כדי לאשר כי הצנתר ממוקם כראוי בתוך הוושט (כלומר, גירוי בתדירות גבוהה יותר מקצב הלב הפנימי ממחיש את תופעת דיכוי ההילוך יתר בצומת הסינוסים וכל גירוי מלווה בקומפלקס QRS צר). עם זאת, ביצוע הקלטות אלקטרוקרדיוגרמה של הוושט יכול לשמש כדי לאשר עוד יותר את המיקום הנכון של צנתר הגירוי.
בהתחשב בקצב הלב הבסיסי התקין של חולדות Wistar12, חשוב לבצע את הגירוי הראשוני בתדירות גבוהה יותר מקצב הלב של החולדות עצמן (כלומר, >400 גירויים לדקה), כדי להבטיח לכידה מתמדת של האטריה (שלב 1.8). במהלך שלב זה, יש להתאים את תדירות הגירוי לקצב הלב הבסיסי של כל בעל חיים. בנוכחות קצב גירוי נכון, היעדר לכידת פרוזדורים קבועה יכול לנבוע ממיקום שגוי של הצנתר או מגירוי במתח מתחת לסף הדיאסטולי (שלב 1.9). שני התרחישים עלולים לגרום לגירוי לא יעיל ולכשל בפרוטוקול. בהתחשב בכך ששינויים בטמפרטורת הגוף יכולים לקדם הפרעות קצב לב13, יש לתת תשומת לב לשמירה על טמפרטורת גוף קבועה (37 מעלות צלזיוס) במהלך ההליך כולו.
גם לטכניקה המתוארת כאן יש מספר מגבלות. בהתחשב בסמיכות האנטומית של עצב הוואגוס לוושט, גירוי חשמלי במקביל של עצב הוואגוס יכול להתרחש במהלך הפרוטוקול, מה שמגדיל את הסיכון למעצר לב-ריאה-נשימתי. בנוסף, יש לזכור כי גירוי פאראסימפתטי עשוי לתרום גם להתרחשות AF במודל זה וכי מודלים אחרים עשויים להיות מתאימים יותר למחקרים שמטרתם להעריך ו /או לתפעל את מערכת העצבים האוטונומית.
מודלים של בעלי חיים ממשיכים למלא תפקיד חשוב בחשיפת המנגנונים הפתופיזיולוגיים העומדים בבסיס AF ובשיפור אסטרטגיות טיפוליות. מודל AF אידיאלי של בעלי חיים צריך להיות מהיר וקל לשחזור, ניתן לשחזור, וצריך לחקות ככל האפשר את הפתולוגיה שנצפתה בבני אדם14. במכרסמים, רוב דגמי המיקוד האוטומטי מורכבים מאינדוקציה חריפה של AF, לרוב בנוכחות גורמים מועדפים אחרים, בנוסף לגירוי חשמלי של האטריה 6,15. עם זאת, מודלים כאלה אינם יכולים להעריך את התפקיד של שיפוץ פרוזדורים מתקדם בפתופיזיולוגיה של AF, אינם יכולים לבחון את ההשפעות ארוכות הטווח של תרופות אנטי-אריתמיות שונות, ואינם יכולים להעריך את הסיכון לפרואריתמי חדרי הקשור לטיפול אנטי-אריתמי כרוני 8,9. במחקרים אחרים16, פרוטוקול גירוי יחיד יושם על אטריה משופצת כרונית, מועדת ל-AF. למרות שאסטרטגיה זו מתגברת על חלק מחסרונות אלה, היא אינה לוקחת בחשבון את ההשפעה של ה- AF כשלעצמו על שיפוץ פרו-אריתמי פרוזדורים ועל התרחשות AF עתידיתשל 8,9. בינתיים, יישום ממושך (למשל, 10 ימים) של פרוטוקול קצב הפרוזדורים הטרנס-ווסגיאלי שתואר לעיל גורם לשיפוץ פרו-אריתמי פרו-פרוזדורי מתקדם ויוצר את סביבת הפרוזדורים הנדרשת להתרחשות ספונטנית של AF, לאחר השלמת פרוטוקולי הגירוי10.
המודל הניסיוני המתואר כאן יכול אפוא לשמש ביעילות לא רק להערכת אינדוקציה חריפה של AF, אלא גם ליצירת מודל של AF ספונטני (משני). מודל זה מביא אפוא מספר יתרונות עיקריים, ויוצר את הנחות היסוד להבנה טובה יותר של המנגנונים המעורבים בהתרחשות ובתחזוקה של מיקוד אוטומטי, כמו גם לזיהוי ובדיקה של אסטרטגיות טיפוליות חדשות.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
למחברים אין ניגודי עניינים.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה על ידי מענק של משרד החינוך והמחקר הרומני, CNCS - UEFISCDI, מספר הפרויקט PN-III-P1-1.1-TE-2019-0370, בתוך PNCDI III.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antisedan (Atipamezole Hydrochloride) 5mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4004 | for Rats use 1 mg / kg |
| Dormitor (Medetomidine Hydrochloride) 1 mg / mL, solution for injection | Orion Corporation | 06043/4003 | for Rats use 0.5 mg / kg |
| E-Z Anesthesia Single Animal System | E-Z Systems Inc | EZ-SA800 | Allows the manipulation of one animal at a time |
| Isoflurane 99.9%, 100 mL | Rompharm Company | N01AB06 | |
| Ketamine 10%, 25 mL | for Rats use 75 mg / kg | ||
| Microcontroller-based cardiac pacemaker for small animals | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) | ||
| Surface ECG recording system | Developed in our laboratory (See Reference number 10 in the manuscript) |
References
- Kornej, J., Börschel, C. S., Benjamin, E. J., Schnabel, R. B. Epidemiology of atrial fibrillation in the 21st century: Novel methods and new insights. Circulation Research. 127 (1), 4-20 (2020).
- Hindricks, G., et al. 2020 ESC Guidelines for the diagnosis and management of atrial fibrillation developed in collaboration with the European Association for Cardio-Thoracic Surgery (EACTS): The Task Force for the diagnosis and management of atrial fibrillation of the European Society of Cardiology (ESC). European Heart Journal. 42 (5), 373 (2021).
- Veenhuyzen, G. D., Simpson, C. S., Abdollah, H. Atrial fibrillation. Canadian Medical Association Journal. 171 (7), 755-760 (2004).
- Lau, D. H., et al. Atrial arrhythmia in ageing spontaneously hypertensive rats: unraveling the substrate in hypertension and ageing. PloS One. 8 (8), 72416 (2013).
- Scridon, A., et al. Unprovoked atrial tachyarrhythmias in aging spontaneously hypertensive rats: The role of the autonomic nervous system. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 303 (3), 386-392 (2012).
- Haugan, K., Lam, H. R., Knudsen, C. B., Petersen, J. S. Atrial fibrillation in rats induced by rapid transesophageal atrial pacing during brief episodes of asphyxia: a new in vivo model. Journal of Cardiovascular Pharmacology. 44 (1), 125-135 (2004).
- Sugiyama, A., Takahara, A., Honsho, S., Nakamura, Y., Hashimoto, K. A simple in vivo atrial fibrillation model of rat induced by transesophageal atrial burst pacing. Journal of Pharmacological Sciences. 98 (3), 315-318 (2005).
- Scridon, A. Dissociation between animal and clinical studies. where do we go wrong. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 497-500 (2021).
- Mulla, W., et al. Rapid atrial pacing promotes atrial fibrillation substrate in unanesthetized instrumented rats. Frontiers in Physiology. 10, 1218 (2019).
- Scridon, A., et al. Spontaneous atrial fibrillation after long-term transesophageal atrial burst pacing in rats. Technical and procedural approach to a new in vivo atrial fibrillation model. Romanian Journal of Laboratory Medicine. 26 (1), 105-112 (2018).
- Halatiu, V. B., et al. Chronic exposure to high doses of bisphenol A exhibits significant atrial proarrhythmic effects in healthy adult rats. Romanian Journal of Cardiology. 31 (3), 587-595 (2021).
- Zaciragić, A., Nakas-ićindić, E., Hadzović, A., Avdagić, N. Average values of electrocardiograph parameters in healthy, adult Wistar rats. Medical Archives. 58 (5), 268-270 (2004).
- Cheshire, W. P. Thermoregulatory disorders and illness related to heat and cold stress. Autonomic Neuroscience: Basic and Clinical. 196, 91-104 (2016).
- Șerban, R. C., Scridon, A. Data linking diabetes mellitus and atrial fibrillation-how strong is the evidence? From epidemiology and pathophysiology to therapeutic implications. Canadian Journal of Cardiology. 34 (11), 1492-1502 (2018).
- Nishida, K., Michael, G., Dobrev, D., Nattel, S. Animal models for atrial fibrillation: clinical insights and scientific opportunities. Europace. 12 (2), 160-172 (2010).
- Qiu, H., et al. DL-3-n-Butylphthalide reduces atrial fibrillation susceptibility by inhibiting atrial structural remodeling in rats with heart failure. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 391 (3), 323-334 (2018).
