Summary
Die Tyramid-Signalverstärkung während der Immunfluoreszenzfärbung ermöglicht den sensitiven Nachweis von phosphoryliertem RIPK3 und MLKL während der ZBP1-induzierten Nekroptose nach HSV-1-Infektion.
Abstract
Die Kinase-Rezeptor-interagierende Serin/Threonin-Proteinkinase 3 (RIPK3) und ihre substratgemischte Linie Kinase Domain-like (MLKL) sind kritische Regulatoren der Nekroptose, einer entzündlichen Form des Zelltods mit wichtigen antiviralen Funktionen. Die Autophosphorylierung von RIPK3 induziert die Phosphorylierung und Aktivierung des porenbildenden Henkerproteins der Nekroptose MLKL. Der Transport und die Oligomerisierung von phosphoryliertem MLKL an der Zellmembran führt zur Zelllyse, die für den nekroptotischen Zelltod charakteristisch ist. Der Nukleinsäuresensor ZBP1 wird durch Bindung an linkshändige Z-Form doppelsträngige RNA (Z-RNA) nach Infektion mit RNA- und DNA-Viren aktiviert. Die ZBP1-Aktivierung schränkt die Virusinfektion ein, indem sie den regulierten Zelltod, einschließlich Nekroptose, infizierter Wirtszellen induziert. Die Immunfluoreszenzmikroskopie erlaubt die Visualisierung verschiedener Signalschritte nach ZBP1-vermittelter Nekroptose pro Zelle. Die Empfindlichkeit der Standard-Fluoreszenzmikroskopie unter Verwendung derzeit kommerziell verfügbarer Phospho-spezifischer Antikörper gegen humanes RIPK3 und MLKL schließt jedoch eine reproduzierbare Bildgebung dieser Marker aus. Hier beschreiben wir ein optimiertes Färbeverfahren für Serin (S) phosphoryliertes RIPK3 (S227) und MLKL (S358) in humanen HT-29-Zellen, die mit Herpes-simplex-Virus 1 (HSV-1) infiziert sind. Die Aufnahme eines Tyramid-Signalamplifikationsschritts (TSA) in das Immunfluoreszenz-Färbeprotokoll ermöglicht den spezifischen Nachweis von S227 phosphoryliertem RIPK3. Darüber hinaus erhöht TSA die Empfindlichkeit der Detektion von S358 phosphoryliertem MLKL erheblich. Zusammen ermöglicht diese Methode die Visualisierung dieser beiden kritischen Signalereignisse während der Induktion der ZBP1-induzierten Nekroptose.
Introduction
Rezeptor-interagierende Serin/Threonin-Proteinkinase 3 (RIPK3) und Mixed Lineage Kinase Domain-like (MLKL) sind zentrale Regulatoren des nekroptotischen Zelltods 1,2. Nekroptose ist eine lytische und entzündliche Form des regulierten Zelltods, die an der antiviralen Immunität und Autoentzündung beteiligt ist. Die Nekroptose von virusinfizierten Zellen stoppt sofort die Virusreplikation. Die Zelllyse nach Nekroptose-Induktion setzt auch schadensassoziierte molekulare Muster frei, die die antivirale Immunität stimulieren 3,4. Die Nekroptose wird durch die Aktivierung von RIPK3 nach RIP homotypic interaction motif (RHIM)-vermittelten Interaktionen mit einem von drei vorgeschalteten aktivierenden Molekülen eingeleitet: RIPK1 (bei TNF-Rezeptor 1 [TNFR1]-Engagement), TIR-Domänen-enthaltendes adapterinduzierendes Interferon-β (TRIF; bei Toll-like-Rezeptor-3- und 4-Engagement) oder dem antiviralen Nukleinsäuresensor Z-DNA-bindende Protein 1 (ZBP1)1,2 . Die Nekroptose-Signalisierung verläuft durch eine Reihe von Phosphorylierungsereignissen, beginnend mit der Autophosphorylierung von RIPK3. Die Autophosphorylierung von humanem RIPK3 an Serin (S)227 innerhalb seiner Kinasedomäne ist eine Voraussetzung für die Nekroptose, indem sie die Interaktion mit MLKL ermöglicht und wird üblicherweise als biochemischer Marker für die Aktivierung von humanem RIPK3 und den nekroptischen Zelltod verwendet 1,5. Nach der Aktivierung phosphoryliert RIPK3 die Aktivierungsschleife von MLKL an Threonin (T)357 und S3581. Dies führt zu einer Änderung der MLKL-Konformation, was zu einer Exposition der N-terminalen Vier-Helix-Bündeldomäne führt. MLKL oligomerisiert dann und transportiert zur Zellmembran, wo es durch das Einführen der exponierten vier Helixbündel in die Lipiddoppelschicht eine Pore bildet, was schließlich zum Zelltod führt 2,6.
ZBP1 ist ein antiviraler Nukleinsäuresensor, der linkshändige Z-Form-Nukleinsäuren einschließlich doppelsträngiger RNA in der Z-Konformation (Z-RNA) erkennt. Die Z-RNA-Bindung erfolgt über zwei Zα-Domänen, die am N-Terminus von ZBP1 positioniert sind. Es wird angenommen, dass Z-RNA, die sich während einer RNA- und DNA-Virusinfektion ansammelt, ZBP1 7,8 direkt angreift. Aktiviertes ZBP1 rekrutiert RIPK3 durch seine zentralen RHIMs und induziert einen regulierten Zelltod, einschließlich Nekroptose 9,10. Viren haben zahlreiche Fluchtmechanismen angenommen, um der ZBP1-induzierten Wirtszellnekroptoseentgegenzuwirken 11. Zum Beispiel beherbergt die Herpes-simplex-Virus 1 (HSV-1) Ribonukleotid-Reduktase-Untereinheit 1, bekannt als ICP6 und kodiert durch UL39, RHIM an seinem N-Terminus, der die ZBP1-vermittelte RIPK3-Aktivierung in menschlichen Zellenstört 12,13,14,15. ZBP1 schränkt nicht nur die Virusreplikation ein, sondern Mausstudien haben gezeigt, dass die ZBP1-Aktivierung entzündliche Erkrankungen verursacht und die Krebsimmunität stimuliert 16,17,18,19,20,21. Protokolle, die Signalereignisse erkennen, die während der ZBP1-induzierten Nekroptose in menschlichen Zellen auftreten, sind daher wertvoll, um die Rolle von ZBP1 in diesen Prozessen zu beurteilen.
Die Tyramid-Signalamplifikation (TSA), auch als katalysierte Reporterabscheidung (CARD) bezeichnet, wurde entwickelt, um die Nachweisgrenze und das Signal-Rausch-Verhältnis in Antikörper-basierten Immunoassays zu verbessern. Während der TSA kann jeder primäre Antikörper verwendet werden, um das interessierende Antigen nachzuweisen. Meerrettichperoxidase (HRP), gekoppelt an einen sekundären Antikörper, katalysiert den lokalen Aufbau von biotinylierten Tyramidradikalen in Gegenwart von Wasserstoffperoxid. Diese aktivierten Biotin-Tyramid-Radikale reagieren dann mit proximalen Tyrosinresten zu kovalenten Bindungen. Mögliche Tyramid-Biotin-Substrate umfassen das Antigen selbst, die primären und sekundären Antikörper und benachbarte Proteine. Während TSA die Empfindlichkeit des Assays signifikant verbessert, geht ein Teil seiner räumlichen Auflösung verloren. In einem letzten Schritt werden Biotinmoleküle mit fluoreszenzmarkiertem Streptavidin nachgewiesen. Die HRP-Reaktion lagert viele Tyramid-Biotin-Moleküle auf oder in der Nähe des interessierenden Antigens ab. Dies erhöht die Anzahl der Streptavidin-Fluorochrom-Bindungsstellen erheblich, wodurch die Empfindlichkeit des Assays stark verstärkt wird (Abbildung 1). Alternativ kann Tyramid direkt an ein Fluorochrom gekoppelt werden, wodurch die Notwendigkeit von Streptavidin-gekoppelten Fluorophoren entfällt. Proteinimmunhistochemie und DNA/RNA in situ Hybridisierung gehörten zu den ersten Methoden, bei denen TSA zur Verbesserung der Signalintensitäten eingesetzt wurde22,23. In jüngerer Zeit wurde TSA mit intrazellulärer Durchflusszytometrie24 und Massenspektrometrie25 kombiniert.
Hier präsentieren wir ein Protokoll zum Nachweis von Serin 227 phosphoryliertem humanem RIPK3 (p-RIPK3 [S227]) und phosphoryliertem humanem MLKL (p-MLKL [S358]) nach Aktivierung von ZBP1 durch HSV-1-Infektion mittels Immunfluoreszenzmikroskopie. Wir verwenden eine nekroptosesensitive HT-29 humane kolorektale Adenokarzinom-Zelllinie, die transduziert wurde, um menschliches ZBP1 stabil zu exprimieren. Diese Zellen wurden mit einem HSV-1-Stamm infiziert, der ein mutiertes ICP6-Protein (HSV-1 ICP6mutRHIM) exprimierte, in dem vier Kernaminosäuren innerhalb des viralen RHIM (VQCG) durch Alanine (AAAA) ersetzt wurden, wodurch das ICP6 nicht in der Lage war, die ZBP1-vermittelte Nekroptosezu blockieren 13,14,15. Um das Problem des niedrigen Signal-Rausch-Verhältnisses der derzeit kommerziell verfügbaren Antikörper gegen p-RIPK3 und p-MLKL bei der Immunfärbung26 zu überwinden, führen wir einen Tyramid-Signalamplifikationsschritt (TSA) durch (Abbildung 1), der zum robusten Nachweis von humanem p-RIPK3 (S227) führt und die Detektionsempfindlichkeit von humanem p-MLKL (S358) um eine Größenordnung verbessert.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
1. Herstellung von biotinyliertem Tyramid
- Biotinyliertyramid ausgehend von Biotin-Tyramid herstellen. Um eine 10 mM Stammlösung herzustellen, lösen Sie 3,6 mg Biotin-Tyramid in 1 ml DMSO. Lagern Sie das gelöste Produkt aliquot bei −20 °C, um die Qualität zu erhalten.
2. Aufrechterhaltung von HT-29-Zellen in Kultur
HINWEIS: ZBP1-exprimierende HT-29 wurden durch Transduktion mit einem Lentivektor27 erzeugt, der für humanes ZBP1 kodiert.
- Halten Sie ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen in McCoys 5A-Medium, ergänzt mit L-Glutamin, Natriumpyruvat und 10% fötalem Rinderserum (im Folgenden als Vollmedium bezeichnet) und halten Sie in einem Inkubator bei 37 ° C mit 5% Kohlendioxid. Verwenden Sie idealerweise Zellen mit einer niedrigen Durchgangszahl (kleiner als 10). Lassen Sie die Zellen mindestens 5 Tage nach dem Auftauzyklus vor Beginn des Experiments ruhen.
- Um die Zellen aus dem Kulturkolben zu lösen, entfernen Sie das Medium und waschen Sie die Zellen mit 5 mL PBS (vorgewärmt auf 37 °C). Als nächstes wird die entsprechende Menge Trypsin/EDTA (0,05 % Trypsin bzw. 0,032 % EDTA, auf 37 °C vorgeheizt) in die Zellen gegeben (2 ml für einen T75-Kolben, 3 ml für einen T175-Kolben).
- Die Zellen mit Trypsin/EDTA bis zu 10 min in einem Inkubator bei 37 °C mit 5% Kohlendioxid inkubieren. Klopfen Sie anschließend auf den Kolben und überprüfen Sie visuell, ob sich die Zellen mit einem Mikroskop mit 4-facher Objektivvergrößerung vom Kolben gelöst haben.
- Wenn sich die Zellen nicht vollständig abgelöst haben, inkubieren Sie weitere 5 Minuten bei 37 °C. Wenn sich die Zellen gelöst haben, stoppen Sie die enzymatische Reaktion, indem Sie 6 ml volles Medium in den Kolben geben.
- Sammeln Sie die Zellsuspension in einem 15-ml-Röhrchen. Zählen Sie die Zellen mit einem trypanblauen Färbstoff, um die Lebensfähigkeit zu beurteilen. Eine Verdünnung von 1:5 wird empfohlen. Fahren Sie nur mit dem Experiment fort, wenn die Lebensfähigkeit der Zellen 90% übersteigt.
3. Beginn des Experiments, Aussaat und Stimulation der Zellen
- Säen Sie 90.000 ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen in vollem Medium in einer 1 cm² großen Oberflächenvertiefungsplatte, die eine High-End-Mikroskopie ermöglicht. Verwenden Sie ein Endvolumen von 200 μL pro Vertiefung.
- Die Zellen über Nacht bei 37 °C mit 5% Kohlendioxid inkubieren. Beachten Sie, dass einige zusätzliche Vertiefungen für Färbekontrollen ausgesät werden müssen, was in Schritt 5.6 ausführlicher erläutert wird.
- Wenn die Zellen eine Konfluenz von 70% -80% erreichen, fügen Sie den Zellen einen nekrodose-induzierenden Reiz hinzu. Hier wurden die Zellen mit HSV-1 ICP6mutRHIM (Multiplicity of infection [MOI] of 5, defined as plaque forming units (pfu) dividiert durch die Anzahl der Zellen; die pfu wurde mit einem Plaque-Assay an Vero-Zellen quantifiziert) für 6 h, 8 h oder 10 h infiziert.
- Als Positivkontrolle für die Nekroptose-Induktion stimulieren Sie die Zellen für 4 h mit einem Nekroptose-induzierenden Cocktail, der 30 ng/ml TNF, 20 μM des Pan-Caspase-Inhibitors zVAD-fmk und 5 μM des SMAC-Mimetikums BV6 enthält.
- Als Negativkontrolle für die p-RIPK3 (S227)-Färbung ist GSK'840 (1 μM) enthalten, um die RIPK3-Kinaseaktivität zu hemmen und die Autophosphorylierung von S227 zu verhindern. Idealerweise fügen Sie den Inhibitor in einem unbehandelten Zustand und nach Nekroptose-Stimulation hinzu. Der Inhibitor kann gleichzeitig mit einer Virusinfektion hinzugefügt werden.
- Die Stimulationen in vollem Medium, vorgeheizt auf 37 °C, vorbereiten. Verwenden Sie ein Endvolumen von 200 μL pro Vertiefung für alle Stimulationen.
4. Fixieren der Zellen
- Entfernen Sie das Medium und waschen Sie die Zellen mit 200 μL 1x PBS. Dann 150 μL 4% PFA (bereits bei Raumtemperatur ausgeglichen) in die Zellen geben und bei Raumtemperatur für 30 min inkubieren.
HINWEIS: Wenn Sie Zellen verwenden, die sich leicht lösen lassen, kann die Fixierung der Zellen wie folgt optimiert werden. Entfernen Sie 100 μL Medium aus der Vertiefung, so dass ein Volumen von 100 μL auf der Platte verbleibt. Fügen Sie 100 μL 4% PFA zu den Zellen hinzu. Inkubieren Sie die Zellen für 5 min bei Raumtemperatur. Anschließend entfernen Sie das Medium/Fixiermittel aus den Vertiefungen und ersetzen Sie es durch 150 μL 4% PFA. Inkubieren Sie die Zellen für weitere 20 Minuten bei Raumtemperatur, um eine vollständige Fixierung der Zellen zu gewährleisten. - Nach der Fixierung die 4% PFA entfernen und die Zellen 3x mit 200 μL 1x PBS waschen. Die Proben können in einem Überschuss (>200 μL) von 1x PBS bei 4 °C über Nacht bis zur Weiterverarbeitung gelagert werden.
5. Permeabilisierung und Primärfärbung
- Entfernen Sie das PBS und fügen Sie 100 μL Permeabilisierungspuffer hinzu (0,5% Triton X-100 in PBS). Bei Raumtemperatur 30 min inkubieren.
- Entfernen Sie den Permeabilisierungspuffer und waschen Sie anschließend die Vertiefungen mit 100 μL Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Inkubieren Sie die Bildgebungskammer mit Waschpuffer für 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler (20-30 Schaukelbewegungen pro Minute).
- Um eine unspezifische Bindung von primären Antikörpern zu verhindern, fügen Sie 100 μL Sperrmedium hinzu und inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 2 h. Alternativ kann dieser Blockierungsschritt durch eine Blockierung mit 3% BSA, 0,1% Triton-X-100 in PBS für 1 h bei Raumtemperatur ersetzt werden.
- Waschen Sie die Vertiefungen 3x mit 100 μL Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Die Waschschritte 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler inkubieren.
- Nach dem Entfernen des Waschpuffers die primären Antikörper in die Bildgebungskammer geben und über Nacht bei 4 °C inkubieren. Verwenden Sie ein Endvolumen von 100 μL, um die Vertiefung abzudecken. Während der nächtlichen Inkubation bei 4 °C stellen Sie die Bildgebungskammer nicht auf einen kippbaren Laborshaker.
HINWEIS: Anti-p-MLKL (S358; Verdünnung: 1:200) und Anti-p-RIPK3 (S227; Verdünnung: 1:200) teilen Kaninchen als Wirtsart und sollten daher nicht in einer Vertiefung kombiniert werden. Um die Virusinfektion zu überwachen, kombinieren Sie einen primären Antikörper gegen ein virales Protein Ihrer Wahl mit p-MLKL (S358) oder p-RIPK3 (S227). Hier wurden die Zellen mit einer HSV-1-Infektion infiziert, gefolgt von einer ICP0-Färbung (Verdünnung: 1:50, Wirtsspezies: Maus). - Berücksichtigen Sie an dieser Stelle die notwendigen Färbekontrollen. Geben Sie immer eine Bedingung ohne primäre Antikörper an, um den potenziellen Hintergrund des TSA-Amplifikationsschritts zum Festlegen der Maskierungsschwelle zu visualisieren (siehe Schritt 9).
HINWEIS: Im Falle eines Co-Färbeprotokolls (z. B. Kombination von p-MLKL [S358] oder p-RIPK3 [S227] mit einem Antikörper gegen ein virales Protein) verwenden Sie auch einzelne Färbungen. Die Verwendung einzelner Färbungen ist wichtig, um ein potenzielles Durchblutungssignal in anderen Bildgebungskanälen zu korrigieren.
6. Tyramid-Signalverstärkung (TSA)
- Entfernen Sie die primäre Antikörpermischung und waschen Sie die Vertiefungen 3x mit 100 μL Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Die Waschschritte 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler inkubieren.
- Entfernen Sie den Waschpuffer und fügen Sie 100 μL HRP-markierten sekundären Antikörper hinzu, um die Art des primären Antikörpers zu erkennen, der amplifiziert werden muss. Um das p-RIPK3 (S227) oder p-MLKL (S358) Signal zu verstärken, fügen Sie 100 μL Anti-Kaninchen-HRP hinzu und inkubieren Sie 30 Minuten bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborshaker.
HINWEIS: Nur p-MLKL (S358) oder p-RIPK3 (S227) wird verstärkt. Die Färbung eines viralen Proteins wird mit einer indirekten Standardfärbemethode visualisiert. - Anschließend waschen Sie die Vertiefungen 3x mit 100 μL Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Die Waschschritte 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler inkubieren.
- In den nächsten Schritten fügen Sie das biotinylierte Tyramid zur mikroskopischen Platte hinzu. Unter Verwendung der HRP-Gruppe, die an die sekundären Antikörper gekoppelt ist, löst die enzymatische Reaktion die Bildung von Tyramidradikalen in unmittelbarer Nähe des primären Ziels aus (hier p-MLKL [S358] oder p-RIPK3 [S227]).
- Um die enzymatische Aktivität von HRP zu aktivieren, fügen Sie ein oxidierendes Substrat zusammen mit dem biotinylierten Tyramid hinzu. Um dies zu erreichen, ergänzen Sie den TSA-Puffer (0,1 M Borsäure [pH 8,5]) mit 0,03 MH2O2; Insbesondere nehmen Sie 5 ml TSA-Puffer und fügen Sie 5 μL 30%H2O2hinzu.
- Verdünnen Sie nun das Biotin-Tyramid in H2O2-ergänztem TSA-Puffer im Bereich von 1:1.000 bis 1:20.000.
HINWEIS: Der Verdünnungsfaktor des Biotin-Tyramids muss pro Charge optimiert werden. - Entfernen Sie den Waschpuffer aus den Vertiefungen und geben Sie verdünntes Biotin-Tyramid zu den Vertiefungen auf ein Endvolumen von 100 μL. Inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 10 min auf einem kippbaren Laborschüttler.
- Als nächstes waschen Sie die Vertiefungen 3x mit 100 μL Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Die Waschschritte 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler inkubieren.
7. Fluorophore
HINWEIS: Da das Signal des primären Antikörpers in eine Biotin-Gruppe umgewandelt wird, werden p-MLKL (S358) und p-RIPK3 (S227) mit Streptavidin sichtbar gemacht, das an ein Fluorophor gekoppelt ist (Fluorophor 568, Verdünnung: 1:500). Zusätzlich werden die Kerne mit DAPI (5 μg/ml) angefärbt. Wenn ein virales Protein im Färbeprotokoll enthalten ist, fügen Sie einen geeigneten fluoreszenzmarkierten sekundären Antikörper gegen die Wirtsspezies Ihres primären Antikörpers hinzu. In den repräsentativen Ergebnissen wurde ein Maus-Anti-ICP0 verwendet. Als sekundärer Antikörper wurde Ziegen-Maus-Anti-Maus gekoppelt an Fluorophor 633 (Verdünnung: 1:1.000) eingeschlossen.
- Stellen Sie die Färbemischung in Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS) her, der die oben genannten Antikörper und Flecken enthält. Entfernen Sie den Waschpuffer, fügen Sie 100 μL Färbemischung hinzu und inkubieren Sie bei Raumtemperatur für 1 Stunde auf einem kippbaren Laborschüttler. Halten Sie die Bildkammer ab diesem Schritt lichtgeschützt.
- Als nächstes waschen Sie die Vertiefungen 2x mit Waschpuffer (0,1% Triton X-100 in PBS). Die Waschschritte 5 min bei Raumtemperatur auf einem kippbaren Laborschüttler inkubieren.
- Zum Schluss spülen Sie die Vertiefungen 2x mit 1x PBS ab. Lagern Sie die Proben in einem Überschuss (> 200 μL) von 1x PBS bis zur Bildgebung. Alternativ können Sie die Proben in Montagemedium tauchen, um die Färbung zu erhalten. Die Bildgebungskammer kann nun auf einem konfokalen Mikroskop visualisiert werden.
8. Bildgebung mit einem konfokalen Mikroskop
- Schalten Sie das konfokale Mikroskop und die Laser mindestens 10 Minuten vor der Bildgebung ein.
- Verwenden Sie ein Immersionsobjektiv für die Empfindlichkeit. Verwenden Sie vorzugsweise eine 40- oder 63-fache Objektivvergrößerung. Reinigen Sie vor der Bildgebung die Tauchobjektive mit einem Linsenreiniger mit geeigneten Wattebällchen. Verschmutzte Objektive (z. B. durch Staub) können zu Bildern mit geringerer Qualität führen.
- Legen Sie eine überschüssige Menge Öl auf den Boden der Bildkammer. Fügen Sie zusätzlich einen Tropfen Öl auf das Ziel Ihrer Wahl hinzu.
- Stellen Sie die Bildgebungskammer auf das Mikroskop. Finden Sie das Fokusfeld mit DAPI-Färbung oder Hellfeld-Bildgebung. Bewegen Sie sich bei Bedarf in der Bildgebungskammer, um eine ordnungsgemäße Verteilung des Tauchöls sicherzustellen.
- Richten Sie die erforderlichen Bildgebungsspuren am Mikroskop ein. Je nach Mikroskop können die folgenden Schritte variieren (Tabelle 1).
HINWEIS: Wenn Sie die Bildgebungsspuren einrichten, programmieren Sie die Spuren so, dass die Kernfärbung zuletzt gemessen wird. Der 405-nm-Laser kann zum Photobleaching und damit zum Verlust eines spezifischen Signals in allen Kanälen beitragen. - Um eine vollständige Zelle auf das Vorhandensein von p-RIPK3 (S227) oder p-MLKL (S358) zu analysieren, messen Sie z-Stacks, die sich über die Höhe der Zelle erstrecken. Hier wurden die Z-Stacks aus 40 Slices alle 0,16 μm hergestellt, woraus sich ein Bereich von 6,22 μm ergibt.
| Spur | Laser | Strahlteiler | Filter |
| pRIPK3 (S227) /pMLKL (S358) | 561 | MBS -405 + | BP 570-620 + LP645 |
| MBS 488/561/633 + SBS SP615 | |||
| Virales Gen: ICP0 | 633 | MBS -405 + | BP 420-480 + LP605 |
| MBS 488/561/633 + SBS LP570 | |||
| Kern: DAPI | 405 | MBS -405 + | BP 420-480 + BP 495-550 |
| MBS 488/561/633 |
Tabelle 1: Bildgebungsspuren für die Zellvisualisierung.
9. Datenanalyse und Quantifizierung
- Laden Sie die mikroskopischen Bilder in die Software hoch. Verwenden Sie den erweiterten Fokus, um alle Informationen des Z-Stacks in einem 2D-Bild zu visualisieren.
- Als nächstes programmieren Sie das Analyseprotokoll, um die folgenden Informationen zu extrahieren: die Anzahl der Zellen pro Bild, die Summe der Voxel, die p-RIPK3 (S227)+ oder p-MLKL (S358)+ Färbung zeigen. Ein Voxel stellt ein dreidimensionales Volumen dar, definiert als das dreidimensionale Äquivalent eines Pixels.
- Um die Anzahl der Zellen pro Bild zu quantifizieren, segmentieren Sie den Kern. Um das Rauschen in den Segmentierungsergebnissen zu reduzieren, fügen Sie der Segmentierung eine Größenbeschränkung hinzu (>100 μm³). Die Anzahl der segmentierten Kerne stellt die Anzahl der Zellen im Bild dar.
- Um die Menge an p-RIPK3 (S227)+ oder p-MLKL (S358)+ Voxeln zu quantifizieren, programmieren Sie eine schwellenwertbasierte Segmentierung. Stellen Sie den Schwellenwert so ein, dass in den Bildern ohne primäre Antikörper (NP) kein Signal aufgenommen wird.
- Passen Sie den Schwellenwert weiter an, indem Sie die Bilder aus dem unbehandelten Scheinzustand verwenden. Um eine empfindliche Detektion des Signalanstiegs aufgrund der Nekroptosestimulation zu gewährleisten, begrenzen Sie die Aufnahme von p-RIPK3 (S227)+ oder p-MLKL (S358)+ Voxeln unter simulierten Bedingungen, indem Sie einen höheren Schwellenwert festlegen. Überprüfen Sie immer das programmierte Analyseprotokoll in mehreren Bildern von der simulierten Bedingung und Nekroptose-induzierenden Virusinfektion.
- Führen Sie die Analyse für alle Image-Sets aus. Exportieren Sie die Voxelquantifizierung und Kernsegmentierung in eine .txt Datei zur weiteren Verarbeitung in Tabellenkalkulationssoftware.
- Erstellen Sie eine Pivot-Tabelle der Daten, die den Bildnamen, die Kernquantifizierung und die Summe der erkannten Voxel anzeigt.
- Als nächstes teilen Sie die Summe der positiven Voxel durch die Anzahl der Zellen im Bild. Daraus ergibt sich ein relativer Wert positiver Voxel pro Zelle. Um die Faltenzunahme zu visualisieren, dividieren Sie den relativen Wert von p-RIPK3 (S227)+ oder p-MLKL (S358)+ Voxel pro Zelle durch den Median des unbehandelten Zustands (mock).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Der Immunfluoreszenznachweis der MLKL-Phosphorylierung und insbesondere der RIPK3-Phosphorylierung in menschlichen Zellen ist technisch anspruchsvoll26. Wir präsentieren hier ein verbessertes Färbeprotokoll für humanes p-RIPK3 (S227) und p-MLKL (S358) nach der Aktivierung von ZBP1. Das Protokoll beinhaltet einen TSA-Schritt zur Verbesserung der Nachweisgrenze und Empfindlichkeit der Fluoreszenzsignale. Um die Methode zu validieren, wurde ein Side-by-Side-Vergleich der TSA-vermittelten Immunfluoreszenz mit der standardmäßigen indirekten Fluoreszenzfärbung von p-RIPK3 (S227) und p-MLKL (S358) durchgeführt.
HT-29-Zellen, die humanes ZBP1 exprimieren, wurden für 9 h mit einem ICP6 RHIM-mutierten HSV-1-Stamm (HSV-1 ICP6mutRHIM) infiziert, um ZBP1-vermittelte Nekroptose und RIPK3-Phosphorylierung zu induzieren. Der HSV-1 ICP6mutRHIM-Stamm trägt eine VQCG-AAAA-Mutation innerhalb des ICP6-RHIM und ist nicht in der Lage, die Nekroptose-Signalübertragung stromabwärts von ZBP114,15 zu blockieren. Wie bereits berichtet26, war die indirekte Standard-Immunfluoreszenz nicht empfindlich genug, um die RIPK3 S227-Phosphorylierung mit dem derzeit kommerziell erhältlichen Antikörper sichtbar zu machen, selbst wenn die Laserleistung des konfokalen Mikroskops auf 30% erhöht wurde (Abbildung 2A). Im Gegensatz dazu ermöglichte die Einbeziehung eines TSA-Schritts den robusten Nachweis von p-RIPK3 (S227) im Zytosol von Zellen, die mit HSV-1 ICP6mutRHIM infiziert waren. Das p-RIPK3 (S227)-Signal erreichte eine Sättigung, wenn die Laserleistung auf 2% eingestellt wurde (Abbildung 2A). Die Quantifizierung der dreidimensionalen z-Stack-Bilder (siehe Schritt 9) zeigte einen etwa 20-fachen Anstieg der Anzahl der Voxel, die positiv für p-RIPK3 (S227) in HSV-1ICP6-mutRHIM-infizierten Zellen gegenüber pseudobehandelten Zellen waren (Abbildung 2B). Das Weglassen des primären Anti-p-RIPK3 (S227)-Antikörpers aus dem TSA-vermittelten Färbeprotokoll als keine primäre (NP) Kontrolle ergab kein nachweisbares Signal. Um HSV-1 ICP6mutRHIM-infizierte Zellen sichtbar zu machen, wurden die Proben mit einem primären Antikörper kofärbt, der gegen das unmittelbare frühe virale Protein ICP0 gerichtet war (Abbildung 2A). In den nachgebildeten Zellen war ein niedriges, aber nachweisbares p-RIPK3 (S227)-Signal vorhanden, das die konstitutive Autophosphorylierung von humanem RIPK3 an dieser Stelle5 darstellen könnte (siehe Diskussion). In Übereinstimmung mit einem früheren Bericht28 ist das RHIM von ICP6 nicht in der Lage, die RIPK3 S227-Phosphorylierung vollständig zu blockieren, da wir eine erhöhte p-RIPK3 (S227)-Färbung von Zellen festgestellt haben, die mit Wildtyp-HSV-1 (HSV-1WT; Abbildung 2A,B). Um die Spezifität des p-RIPK3 (S227)-Signals weiter zu validieren, wurden die Zellen vor der Infektion mit dem RIPK3-Kinase-Inhibitor GSK'840 behandelt. GSK'840 bindet an die Kinasedomäne von RIPK3, verhindert dessen Aktivität und hemmt dadurch seine Autophosphorylierung29. GSK'840 verhinderte die RIPK3-Phosphorylierung bei S227 nach ZBP1-Aktivierung (Abbildung 2A,B), was die Spezifität der TSA-vermittelten p-RIPK3 (S227)-Detektionsmethode bestätigt.
Um der MLKL-Phosphorylierung, einem Endstadiumsmarker für Nekroptose, zu folgen, wurden ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen für 8 h und 10 h mit HSV-1 ICP6mutRHIM infiziert. Die Zellen wurden mit einem Antikörper gegen S358 phosphoryliertes MLKL (p-MLKL [S358]) mittels TSA angefärbt. Die simulierten Zellen zeigten eine niedrige und etwas punktierte zytosolische Färbung von p-MLKL (S358), während eine starke p-MLKL-Färbung im Zytosolkern nachgewiesen wurde. und an der Plasmamembran in den Zellen, die mit HSV-1 ICP6mutRHIM infiziert waren (Abbildung 3A). Darüber hinaus wurde das p-MLKL (S358) Signal in Clustern beobachtet. Dies steht im Einklang mit den porenbildenden Funktionen von aktivierten phosphorylierten MLKL-Oligomeren an der Zellmembran und ihrer kürzlich berichteten nuklearen Translokation bei Influenza-A-Infektion 1,2,6,30. Als positive p-MLKL (S358)-Färbekontrolle stimulierten wir ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen mit einer Kombination aus TNF, dem SMAC-Mimetikum BV6 und dem Pan-Caspase-Inhibitor zVAD-fmk, um TNFR1-vermittelte Nekroptose zu induzieren (Abbildung 3A). Das Weglassen des primären Anti-p-MLKL (S358)-Antikörpers aus dem TSA-vermittelten Färbeprotokoll als keine primäre Kontrolle ergab kein nachweisbares Signal.
Als nächstes führten wir einen direkten Vergleich der p-MLKL (S358) Immunfluoreszenzfärbung mit und ohne TSA durch. ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen wurden für 9 h mit HSV-1 ICP6mutRHIM infiziert. Während eine Laserleistung von 40% erforderlich war, um ein spezifisches p-MLKL (S358)-Signal in den infizierten Zellen mittels indirekter Standard-Immunfluoreszenz zu detektieren, erreichten die TSA-behandelten Proben bereits Sättigungssignale bei einer Laserleistung von 6%, ohne die Hintergrundfärbung in den nachbehandelten Proben zu erhöhen (Abbildung 3B). Darüber hinaus zeigte die Quantifizierung der dreidimensionalen Z-Stack-Bilder einen mehr als 10-fachen Anstieg der Anzahl der Voxel, die bei Verwendung von TSA positiv für p-MLKL (S358) waren, im Vergleich zur indirekten Standard-Immunfluoreszenz. Dies zeigt, dass TSA sowohl die Nachweisschwelle als auch die Empfindlichkeit für p-MLKL (S358; Abbildung 3C).
Um schließlich das TSA-vermittelte Immunfluoreszenzprotokoll für andere ZBP1-abhängige Nekroptose-Virusstimuli zu validieren, infizierten wir ZBP1-exprimierende HT-29-Zellen mit dem PR8-Stamm des Influenza-A-Virus (IAV) für 9 h. IAV induziert sowohl ZBP1-vermittelte Apoptose als auch Nekroptose in menschlichen Zellen30. Tatsächlich ermöglichte TSA den robusten Nachweis von p-RIPK3 (S227) und p-MLKL (S358), was auf eine Nekroptose dieser Zellen hinweist (Abbildung 4A-D).
Abbildung 1: Schematische Darstellung des TSA-Protokolls. Die Zellen werden in einer Well-Platte ausgesät und stimuliert, die mit der High-End-Mikroskopie kompatibel ist. Danach werden die Proben in 4% PFA fixiert, permeabilisiert und blockiert, um eine unspezifische Bindung von primären Antikörpern zu verhindern. Um phosphoryliertes RIPK3 (p-RIPK3 [S227]) und MLKL (p-MLKL [S358]) sichtbar zu machen, werden spezifische Antikörper, die diese wichtigen Phosphorylierungsstellen erkennen, über Nacht in der Bildgebungskammer inkubiert. Als nächstes wird ein sekundärer Antikörper, gekoppelt an eine Meerrettichperoxidase (HRP), hinzugefügt. Diese HRP-Gruppe ermöglicht die Aktivierung von biotinyliertem Tyramid in Gegenwart vonH2O2. Anschließend koppelt das aktive Biotin-Tyramid kovalent an Tyrosinreste in unmittelbarer Nähe des HRP-markierten sekundären Antikörpers. Dazu gehören Tyrosine auf den interessierenden Proteinen - in diesem Fall p-RIPK3 oder p-MLKL, wie in der Abbildung angegeben - und auf denen benachbarter Proteine sowie auf den primären und sekundären Antikörpern selbst (nicht gezeigt). Dieser Tyramid-Signalverstärkungsschritt erhöht die Empfindlichkeit des Färbeprotokolls erheblich. In einem letzten Schritt wird Streptavidin an eine fluoreszierende Gruppe gekoppelt, um die biotinylierten Moleküle sichtbar zu machen. Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 2: HSV-1 ICP6mutRHIM induziert ZBP1-abhängige Phosphorylierung von humanem RIPK3 bei S227. (A) Repräsentative konfokale Bilder von humanen ZBP1-exprimierenden HT-29-Zellen, Vergleich der TSA-Färbung mit einem standardmäßigen indirekten (keine TSA) Immunfluoreszenz-Färbeprotokoll für p-RIPK3 (S227). Die Mock- und Virus-infizierten Proben (HSV-1WT oder HSV-1 ICP6mutRHIM [MOI = 5]) wurden für 9 h inkubiert. Als Negativkontrolle wurde der RIPK3-Kinase-Inhibitor GSK'840 (1 μM) eingeschlossen. Eine keine primäre (NP) Färbekontrolle von mit HSV-1 ICP6mutRHIM infizierten Zellen (MOI = 5) für 9 h, in der sowohl die primären Anti-p-RIPK3 (S227) als auch die ICP0-Antikörper weggelassen wurden, ist enthalten. Die Laserleistung, die zur Detektion des spezifischen p-RIPK3 (S227)-Signals erforderlich ist, ist auf den Bildern angegeben. ICP0 wurde verwendet, um die virusinfizierten Zellen zu färben, und DAPI wurde verwendet, um den Zellkern zu färben. Die Maßstabsbalken sind 10 μm. (B) Relative Quantifizierung von p-RIPK3 (S227)+ Voxeln unter Verwendung des TSA-Färbeprotokolls. Jeder Punkt stellt ein Bild dar, und der rote Balken stellt den Median dar. Voxel-Zählwerte werden relativ zum Median der Voxelanzahl von Bildern in der Mock-Bedingung dargestellt. Die Statistik wurde unter Verwendung einer Einweg-ANOVA mit mehreren Vergleichen unter Verwendung der Tukey-Korrektur durchgeführt. p > 0,05 (N.S.), S≤ 0,05 (*), S≤ 0,01 (**). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 3: HSV-1 ICP6mutRHIM induziert ZBP1-abhängige Phosphorylierung von humanem MLKL bei S358. (A) Repräsentative konfokale Bilder von humanen ZBP1-exprimierenden HT-29-Zellen. Die Zellen wurden entweder pseudobehandelt oder mit HSV-1 ICP6mutRHIM (MOI = 5) für 8 h und 10 h infiziert. TSA wurde verwendet, um p-MLKL (S358) nachzuweisen. ICP0 wurde verwendet, um die virusinfizierten Zellen zu färben, und DAPI wurde verwendet, um den Zellkern zu färben. Es wird eine keine primäre (NP) Färbekontrolle von Zellen gezeigt, die für 10 h mit HSV-1 ICP6mutRHIM (MOI = 5) infiziert waren, bei der der primäre Anti-p-MLKL (S358) weggelassen wurde. Als Positivkontrolle wurden die Zellen für 4 h mit 30 ng/ml TNF, 5 μM BV6 und 20 μM ZVAD-fmk stimuliert, was eine Nekroptose über TNFR1 induziert. Die Maßstabsbalken sind 10 μm groß. (B) Repräsentative konfokale Bilder von humanen ZBP1-exprimierenden HT-29-Zellen, Vergleich der TSA-Färbung mit einem standardmäßigen indirekten (keine TSA) Immunfluoreszenz-Färbeprotokoll für p-MLKL (S358). Die Zellen wurden entweder simuliert behandelt oder mit HSV-1 ICP6mutRHIM (MOI = 5) für 9 h infiziert. Eine NP-Färbekontrolle von mit HSV-1ICP6 mutRHIM infizierten Zellen (MOI = 5) für 9 h, in der die primären Anti-p-MLKL (S358) und ICP0-Antikörper weggelassen wurden, ist enthalten. Die Laserleistung, die zur Detektion des spezifischen p-MLKL-Signals (S358) erforderlich ist, ist auf den Bildern angegeben. (C) Relative Quantifizierung von p-MLKL (S358)+ Voxeln unter Verwendung des Standard- (keine TSA) und TSA-Färbeprotokolls. Jeder Punkt stellt ein Bild dar, und der rote Balken stellt den Median dar. Die Voxel-Count-Werte werden relativ zum Median der Voxel-Anzahl von Bildern in der Mock-Bedingung dargestellt. Die Statistik wurde unter Verwendung einer Einweg-ANOVA mit mehreren Vergleichen unter Verwendung der Tukey-Korrektur durchgeführt. p > 0,05 (n.s.), p ≤ 0,0001 (****). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Abbildung 4: Influenza-A-Virus induziert ZBP1-abhängige Phosphorylierung von humanem RIPK3 und MLKL. (A,C) Repräsentative konfokale Bilder von humanen ZBP1-exprimierenden HT-29-Zellen. Die Zellen wurden entweder pseudobehandelt oder mit dem Influenza-A-Virus (IAV), PR8-Stamm (MOI = 4) für 9 h infiziert und für p-RIPK3 (S227; A) oder p-MLKL (S358; C) Verwendung des TSA-Protokolls. Die Maßstabsbalken sind 10 μm. (B,D) Relative Quantifizierung von p-RIPK3 (S227)+ (B) oder p-MLKL (S358; D) Voxel. Jeder Punkt in (B,D) stellt ein Bild dar, und der rote Balken stellt den Median dar. Die Voxel-Count-Werte werden relativ zum Median der Voxel-Anzahl von Bildern in der Mock-Bedingung dargestellt. Die Statistik wurde mit einem Mann-Whitney-Test durchgeführt. S≤ 0,05 (*), S≤ 0,01 (**). Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung zu sehen.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Dieses Immunfluoreszenz-Färbeprotokoll beschreibt die Verwendung von Tyramid-Signalamplifikation (TSA), um die Empfindlichkeit für Signalereignisse des menschlichen nekrtotischen Signalwegs zu erhöhen, die schwer zu erkennen sind, einschließlich der Phosphorylierung von RIPK3 und MLKL26. Die Einbeziehung eines TSA-Schritts verbessert signifikant die Nachweisschwelle von p-RIPK3 (S227) und p-MLKL (S358) und erhöht die Empfindlichkeit der p-MLKL (S358) Dehnung. TSA enthüllte ein p-RIPK3 (S227) -Signal, das bereits in den simulierten behandelten Proben vorhanden war. In menschlichen Zellen ist die Autophosphorylierung von RIPK3 an S227 eine Voraussetzung für die Nekroptoseaktivierung, indem sie eine stabile Interaktion mit MLKL ermöglicht. Dieser Prozess findet bereits auf basaler Ebene statt und führt zur Bildung eines stabilen inaktiven p-RIPK3 (S227)/MLKL-Dimers vor der Nekroptobinduktion 2,5,31. In ähnlicher Weise weist der in dieser Studie verwendete Anti-p-RIPK3-Antikörper auch p-RIPK3 (S227) in unbehandelten Zellen durch Western Blotting26 nach.
Die Phosphorylierung von MLKL durch RIPK3 innerhalb der Aktivierungsschleife bei T357 und S358 führt zu einer Dissoziation des inaktiven p-RIPK3 (S227)/MLKL-Komplexes und induziert eine Konformationsänderung, bei der MLKL seine N-terminale Vier-Helix-Bündeldomäne freilegt. Aktiviertes p-MLKL oligomerisiert dann und transportiert zur Zellmembran, wo es seine vier Helixbündel in die Lipiddoppelschicht einfügt, was zur Zelllyse führt 1,2,6. Mit diesem TSA-Immunfluoreszenzprotokoll konnten wir einen starken Anstieg der S358 MLKL-Phosphorylierung während der ZBP1-induzierten Nekroptose feststellen. p-MLKL (S358) gruppierte sich im Zytosol und an der Plasmamembran und wurde auch im Zellkern nach ZBP1-Aktivierung gefunden. Tatsächlich wurde berichtet, dass ZBP1 die MLKL-vermittelte Störung der Kernmembran im Zusammenhang mit einer IAV-Infektion stimuliert 8,30. Es ist jedoch zu beachten, dass TSA Biotin-Tyramid nicht nur auf dem interessierenden Antigen und den primären/sekundären Antikörpern, sondern auch auf benachbarten Proteinen ablagert. TSA ist daher nicht ideal geeignet, um Informationen über die genaue subzelluläre Lokalisation der nachgewiesenen Proteine abzuleiten, und wir empfehlen TSA nicht für Co-Lokalisierungsstudien.
Wiederholte Gefrier-Tau-Zyklen beeinträchtigen die Stabilität des biotinylierten Tyramids. Um eine Abnahme der Signalempfindlichkeit zu verhindern, empfehlen wir, das Tyramid zu aliquotisieren und für jedes Experiment ein neues Aliquot zu verwenden. Vorsicht ist geboten bei Chargenunterschieden in den Biotin-Tyramid-Beständen. Wenn die Endkonzentration von Biotin-Tyramid zu hoch ist, maskiert der unspezifische Hintergrund der TSA-Verstärkung das spezifische Signal. Um dies zu kontrollieren, empfehlen wir, jede neue Biotin-Tyramid-Charge zu titrieren und eine Kontrolle ohne primäre Färbung einzuschließen, bei der der primäre Antikörper weggelassen wird.
Im vorgestellten Protokoll war die TSA auf ein Ziel beschränkt. Der Nachweis von phosphoryliertem RIPK3 und MLKL wurde nicht in derselben Färbung kombiniert, da beide primären Antikörper in derselben Spezies erhöht wurden. Das Protokoll könnte angepasst werden, um mehrere TSA-verstärkte Signale (z. B. p-RIPK3 [S227] und p-MLKL [S358]) innerhalb derselben Probe unter Verwendung von Multiplex-Immunfluoreszierendem TSA32,33 zu detektieren. Schließlich kann die TSA-vermittelte Amplifikation für die Immunfluoreszenzmikroskopie zur Erkennung von Biomarkern anderer Signalwege mit berichteten schlechten Signal-Rausch-Verhältnissen verwendet werden.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Die Autoren haben nichts offenzulegen.
Acknowledgments
Wir danken dem VIB Bioimaging Core für die Schulung, den Support und den Zugang zum Instrumentenpark. J.N. wird durch ein Doktorandenstipendium der Forschungsstiftung Flandern (FWO) unterstützt. Die Forschung in der J.M.-Gruppe wurde durch ein Odysseus II Grant (G0H8618N), EOS INFLADIS (40007512), ein Junior Research Grant (G031022N) der Research Foundation Flanders (FWO), ein CRIG Young Investigator Proof-of-Concept Grant und die Universität Gent unterstützt. Die Forschung in der P.V.-Gruppe wurde von EOS MODEL-IDI (30826052), EOS INFLADIS (40007512), FWO Senior Research Grants (G.0C76.18N, G.0B71.18N, G.0B96.20N, G.0A9322N), Methusalem (BOF16/MET_V/007), iBOF20/IBF/039 ATLANTIS, Foundation against Cancer (F/2016/865, F/2020/1505), CRIG und GIGG Konsortien und VIB unterstützt.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Antibodies | |||
| Anti-rabbit HRP | Agilent Technologies Belgium | K4002 | Envision+ System-HRP Labelled Polymer anti-rabbit |
| Goat anti-mouse DyLight 633 | Thermofisher | 35513 | Secundary antibody |
| HSV-1 ICP0 | Santa Cruz | sc-53070 | Mouse anti-ICP0(HSV-1) antibody |
| IAV-PR8 mouse serum | In house production | xx | Mouse anti-IAV-PR8 polyclonal antibody |
| pMLKL | Abcam | ab187091 | Rabbit anti-MLKL-phospho S358 antibody |
| pRIPK3 | Abcam | ab209384 | Rabbit anti-RIPK3-phospho S227 antibody |
| Fluorophores | |||
| DAPI | Thermofisher | D21490 | To visualise the nucleus of the cells |
| Streptavidin coupled to Alexa Fluor 568 | Thermofisher | S11226 | To visulalise biotin molecules |
| Compounds | |||
| 30% H2O2 | Sigma | H1009 | Oxidising substrate, necessary for HRP activity |
| 4% PFA | SANBIO | AR1068 | To fix/crosslink the cells |
| Biotinyl-tyramide | R&D Systems | 6241 | To amplify signal, HRP substrate |
| BV-6 | Selleckchem | S7597 | BV6 IAP Inhibitor |
| For cell culture: to detach the cells | |||
| 8.0 g/L NaCl | |||
| 0.4 g/L disodium salt of EDTA | |||
| EDTA 0.04% | In house formulation | 1.1 g/L Na2HPO4 | |
| 0.2 g/L NaH2PO4 | |||
| 0.2 g/L KCl | |||
| 0.2 g/L Glucose | |||
| Fetal Bovine serum | TICO | FBS EU XXX | For cell culture, maintaining cell culture; lot number: 90439 |
| GSK'840 | Aobious | AOB0917 | RIPK3 kinase inhibitor |
| L-Glutamine | Sigma-Aldrich | G7513 | For cell culture, maintaining cell culture |
| MAXblock | Active Motif | 15252 | Blocking solution |
| PBS | Gibco | 10444402 | |
| Sodium pyruvate | Sigma-Aldrich | S8636 | For cell culture, maintaining cell culture |
| TNF-α | In house production | - | Signaling molecule, able to trigger cell death in combination with BV6 and zVAD |
| Triton X-100 | Sigma Aldrich | T8787-50ML | To permeabilise the cells |
| Trypan blue | Merck | 11732 | For cell counting, used as live/dead marker at 0,1% |
| Trypsine | Sigma-Aldrich | T4424 | For cell culture: to detach the cells |
| zVAD | Bachem | BACE4026865.0005 | Z-Val-Ala-DL-Asp-fluoromethylketone |
| Material | |||
| µ-Slide 8 well high glass bottom | iBidi | 80807 | To culture the cells |
| Cotton Preping Balls-size medium | Electron Microscopy Sciences | 71001-10 | To clean the objectives |
| Immersol 518 F / 30 °C | ZEISS | 444970-9000-000 | To visualise the sample at high magnifications |
| Lens Cleaner | ZEISS | 000000-0105-200 | To clean the objectives |
| LSM880 Fast Airyscan confocal microscope | To visualise the sample | ||
| Software | |||
| Excel | Office | xx | To process the data |
| Prism 9 | Graphpad | xx | To analyse the data- statistical testing and graph generation |
| Volocity 6.3 | Volocity | xx | To perform quantifications |
| Zen black | ZEISS | xx | To aquire and process images |
| Zen blue | ZEISS | xx | To visualise images |
| Viruses | |||
| HSV-1 (mutRHIM) F strain | produced by Dr. Jiahuai Han | in house replication | HSV-1 as a trigger for necroptosis; RHIM core domain of UL39/ICP6 is mutated (VQCG>AAAA) |
| HSV-1 (WT) F strain | Produced by Dr. Jiahuai Han | in house replication | HSV-1 (WT) as a negative control for necroptosis induction (ICP6 inhibition) |
| IAV PR8 | in house stock | in house replication | IAV as a trigger for necroptosis |
References
- Meng, Y., Sandow, J. J., Czabotar, P. E., Murphy, J. M. The regulation of necroptosis by post-translational modifications. Cell Death & Differentiation. 28 (3), 861-883 (2021).
- Petrie, E. J., Czabotar, P. E., Murphy, J. M. The structural basis of necroptotic cell death signaling. Trends in Biochemical Sciences. 44 (1), 53-63 (2019).
- Mocarski, E. S., Guo, H., Kaiser, W. J. Necroptosis: The Trojan horse in cell autonomous antiviral host defense. Virology. 479-480, 160-166 (2015).
- Nailwal, H., Chan, F. K. Necroptosis in anti-viral inflammation. Cell Death & Differentiation. 26 (1), 4-13 (2019).
- Meng, Y., et al. Human RIPK3 maintains MLKL in an inactive conformation prior to cell death by necroptosis. Nature Communications. 12 (1), 6783 (2021).
- Samson, A. L., Garnish, S. E., Hildebrand, J. M., Murphy, J. M. Location, location, location: A compartmentalized view of TNF-induced necroptotic signaling. Science Signalling. 14 (668), (2021).
- Koehler, H., et al. Vaccinia virus E3 prevents sensing of Z-RNA to block ZBP1-dependent necroptosis. Cell Host Microbe. 29 (8), 1266-1276 (2021).
- Balachandran, S., Mocarski, E. S. Viral Z-RNA triggers ZBP1-dependent cell death. Current Opinion in Virology. 51, 134-140 (2021).
- Kuriakose, T., Kanneganti, T. D. ZBP1: Innate sensor regulating cell death and inflammation. Trends in Immunology. 39 (2), 123-134 (2018).
- Maelfait, J., Liverpool, L., Rehwinkel, J. Nucleic acid sensors and programmed cell death. Journal of Molecular Biology. 432 (2), 552-568 (2020).
- Verdonck, S., Nemegeer, J., Vandenabeele, P., Maelfait, J. Viral manipulation of host cell necroptosis and pyroptosis. Trends in Microbiology. 30 (6), 593-605 (2022).
- Guo, H., et al. Herpes simplex virus suppresses necroptosis in human cells. Cell Host & Microbe. 17 (2), 243-251 (2015).
- Yu, X., et al. Herpes simplex virus 1 (HSV-1) and HSV-2 mediate species-specific modulations of programmed necrosis through the viral ribonucleotide reductase large subunit R1. Journal of Virology. 90 (2), 1088-1095 (2016).
- Huang, Z., et al. RIP1/RIP3 binding to HSV-1 ICP6 initiates necroptosis to restrict virus propagation in mice. Cell Host & Microbe. 17 (2), 229-242 (2015).
- Guo, H., et al. Species-independent contribution of ZBP1/DAI/DLM-1-triggered necroptosis in host defense against HSV1. Cell Death & Disease. 9 (8), 816 (2018).
- Devos, M., et al. Sensing of endogenous nucleic acids by ZBP1 induces keratinocyte necroptosis and skin inflammation. The Journal of Experimental Medicine. 217 (7), 20191913 (2020).
- Jiao, H., et al. Z-nucleic-acid sensing triggers ZBP1-dependent necroptosis and inflammation. Nature. 580 (7803), 391-395 (2020).
- de Reuver, R., et al. ADAR1 prevents autoinflammation by suppressing spontaneous ZBP1 activation. Nature. 607 (7920), 784-789 (2022).
- Jiao, H., et al. ADAR1 averts fatal type I interferon induction by ZBP1. Nature. 607 (7920), 776-783 (2022).
- Hubbard, N. W., et al. ADAR1 mutation causes ZBP1-dependent immunopathology. Nature. 607 (7920), 769-775 (2022).
- Zhang, T., et al. ADAR1 masks the cancer immunotherapeutic promise of ZBP1-driven necroptosis. Nature. 606 (7914), 594-602 (2022).
- Adams, J. C. Biotin amplification of biotin and horseradish peroxidase signals in histochemical stains. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry. 40 (10), 1457-1463 (1992).
- Speel, E. J., Hopman, A. H., Komminoth, P. Tyramide signal amplification for DNA and mRNA in situ hybridization. Methods in Molecular Biology. 326, 33-60 (2006).
- Clutter, M. R., Heffner, G. C., Krutzik, P. O., Sachen, K. L., Nolan, G. P. Tyramide signal amplification for analysis of kinase activity by intracellular flow cytometry. Cytometry A. 77 (11), 1020-1031 (2010).
- Dopie, J., Sweredoski, M. J., Moradian, A., Belmont, A. S. Tyramide signal amplification mass spectrometry (TSA-MS) ratio identifies nuclear speckle proteins. The Journal of Cell Biology. 219 (9), 201910207 (2020).
- Samson, A. L., et al. A toolbox for imaging RIPK1, RIPK3, and MLKL in mouse and human cells. Cell Death and Differentiation. 28 (7), 2126-2144 (2021).
- De Groote, P., et al. Generation of a new gateway-compatible inducible lentiviral vector platform allowing easy derivation of co-transduced cells. Biotechniques. 60 (5), 252-259 (2016).
- Ali, M., Roback, L., Mocarski, E. S. Herpes simplex virus 1 ICP6 impedes TNF receptor 1-induced necrosome assembly during compartmentalization to detergent-resistant membrane vesicles. The Journal of Biological Chemistry. 294 (3), 991-1004 (2019).
- Mandal, P., et al. RIP3 induces apoptosis independent of pronecrotic kinase activity. Moleular Cell. 56 (4), 481-495 (2014).
- Zhang, T., et al. Influenza virus Z-RNAs induce ZBP1-mediated necroptosis. Cell. 180 (6), 1115-1129 (2020).
- Garnish, S. E., et al. Conformational interconversion of MLKL and disengagement from RIPK3 precede cell death by necroptosis. Nature Communications. 12 (1), 2211 (2021).
- Clay, H., Ramakrishnan, L. Multiplex fluorescent in situ hybridization in zebrafish embryos using tyramide signal amplification. Zebrafish. 2 (2), 105-111 (2005).
- Parra, E. R., et al. Procedural requirements and recommendations for multiplex immunofluorescence tyramide signal amplification assays to support translational oncology studies. Cancers. 12 (2), 255 (2020).
