Summary
여기에서 우리는 전방 난포에서 난소 세포를 식별하고 정제하기 위한 프로토콜을 제시합니다. 우리는 피질 스트립의 냉동 보존을 위해 전체 난소를 처리하는 동시에 과립구, 테카, 내피, 조혈 및 기질 세포를 포함한 여러 난포 상주 세포 유형을 유리하기 위해 효소로 처리되는 온전한 전방 난포를 수확하는 방법에 대해 자세히 설명합니다.
Abstract
난모세포의 활성화, 성장, 발달 및 성숙은 난소의 여러 세포 유형뿐만 아니라 시상하부/뇌하수체/난소 회로 내의 여러 제어 지점에 걸쳐 조정되는 복잡한 과정입니다. 난소 내에서 여러 특수 세포 유형이 난소 난포 내의 난모세포와 밀접하게 연관되어 성장합니다. 이 세포의 생물학은 보조 생식 치료의 부산물로 쉽게 회수되는 후기 단계에서 잘 설명되었습니다. 그러나 난소에서 직접 분리된 작은 전방 난포에 대한 심층 분석은 인간 난소 조직의 부족과 보조 생식 치료를 받는 환자의 난소에 대한 제한된 접근으로 인해 일반적으로 수행되지 않습니다.
난소 상주 세포의 동시 식별/분리와 함께 피질 스트립의 냉동 보존을 위해 전체 난소를 처리하는 이러한 방법은 전방 난포 발달의 초기 단계에 대한 고해상도 분석을 가능하게 합니다. 우리는 전방 난포를 효소로 처리하고 과립구, 테카, 내피, 조혈 및 기질 세포를 분리하여 개별 세포 유형을 분리하는 프로토콜을 보여줍니다. 다양한 크기와 발달 단계에서 전방 난포에서 세포를 분리하면 난포 성장과 난소 생리학을 유도하는 세포 및 분자 메커니즘에 대한 포괄적인 분석이 가능하며 난포 미세 환경을 요약하기 위해 시험관 내에서 배양할 수 있는 생존 가능한 세포의 공급원을 제공합니다.
Introduction
인간 난소의 주요 기능 요소는 난모세포의 성장과 발달을 관장하는 난포입니다. 난포 세포 분리를 위한 프로토콜은 체외 수정과 관련하여 잘 확립되어 있지만, 이는 난모세포 회수 시점의 황 체 화 난포에서 세포를 채취하는 데만 적합하다1. 우리는 천연 난소 또는 이종 이식된 난소 조직에서 발생하는 다양한 발달 단계의 전방 난포에서 분리된 세포 집단을 분리할 수 있는 프로토콜을 개발했습니다2. 난모세포 배양에 대한 난포 상주 세포의 기여가 매우 중요하다는 데 동의하지만, 전향적 난포에 존재하는 독특한 표현형 아형을 전향적으로 확인하고 추출한 연구는 거의 없습니다. 다양한 발달 단계에서 특수 세포 간의 분화 계층 구조와 신호 전달에 대한 더 깊은 이해는 항상성 및 병리학적 조건에서 난소 생리학에 대한 이해를 넓힐 수 있습니다. 또한, 분리된 세포 아형의 구별 및 난포 성장/성숙에 대한 분자적 기여는 난모세포 성숙을 촉진하고 및/또는 내분비 기능 장애를 치료하기 위해 난소 기능을 재구성하는 생체 외 대리모를 생성하는 수단을 제공할 수 있습니다.
난소 내의 각각의 고유한 세포 유형은 난포의 복잡한 기능에 기여하며, 난포는 난포에 포함된 난모세포의 성장과 성숙을 촉진하는 별개의 미니 기관으로 효과적으로 기능합니다. 난포의 중심인 난모세포는 과립구 세포(GC)의 연속적인 층으로 직접 둘러싸여 있으며, 테카 세포(TC)는 난모세포 및 GC와 결합하여 난포 단위를 구성하는 세포의 2차 층을 형성합니다. 두 그룹으로 분류되지만 GC와 TC에는 수많은 하위 유형이 포함되어 있습니다. GC는 난포 내의 위치에 따라 분류됩니다. 난모세포를 둘러싸고 있는 GC와 기저막에 인접한 GC는 각각 난모세포 및 벽화 GC로 지정되며 이러한 아형은 고유한 전사체 시그니처를 나타냅니다. TC에는 스테로이드 생성, 대사 및 구조적 지원을 제공하는 기능을 하는 수많은 하위 유형이 있습니다. 내피, 혈관주위 및 면역 세포는 정상적인 난소 생리를 유지하는 데 중심적인 역할을 합니다. 난소 기질은 난포 성장의 기질 역할을 할 뿐만 아니라 TC를 유발하는 전구체의 공급원을 제공할 가능성이 높습니다. 난소 내의 세포 아형의 다층 복합체는 내분비 및 생식 기관으로서의 기능을 가능하게합니다.
이 논문은 전방 난포에서 과립구, 테카, 간질, 내피 및 조혈 세포의 식별 및 정제를 위한 프로토콜을 제시합니다. 우리는 이 프로토콜을 사용하여 이러한 난소 세포를 분리하고 단일 세포 시퀀싱을 사용하여 분석한 다음 다양한 발달 단계의 난포에서 특정 염색을 수행했습니다. 이 프로토콜은 복제 가능한 간단한 방법론을 제공하며 난소의 생리학 및 병리학 모두에 대한 고해상도 분석을 가능하게 합니다.
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Protocol
마우스와 관련된 모든 절차는 Weill Cornell Medicine의 IACUC(Institutional Animal Care and Use Committee)의 승인을 받았습니다. 난소 조직을 이용한 모든 이종 이식 실험은 관련 지침 및 규정에 따라 수행하였다. 두 난소 모두 방사선/화학 요법의 병력이 없고 내분비 또는 생식 질환의 문서화된 병력이 없는 14세의 뇌사 장기 기증자로부터 분리되었습니다. Weill Cornell Medicine의 IRB(Institutional Review Board) 위원회는 조직 수집을 승인했으며 조직 사용에 대한 정보에 입각한 동의에 따라 장기 기증자 가족의 승인을 받았습니다.
1. 난소 조직 수집 및 취급
- 전체 난소와 관련 조직을 수집하고 멸균 식염수로 헹굽니다.
- 멸균 핀셋을 사용하여 난소를 멸균 용기에 넣으십시오. 멸균되고 완충된 차가운 용액(예: Leibovitz의 L-15 배지)을 용기에 붓습니다. 조직이 액체로 완전히 덮여 있는지 확인하십시오.
- 용기를 닫고 멸균 비닐 봉지를 사용하여 두 번 봉지하십시오. 격리된 상자(예: 스티로폼) 안에 얼음 위에 용기를 운반합니다. 가능한 한 빨리, 가급적이면 5시간 3,4를 초과하지 않는 시간에 난소를 처리할 실험실로 표본을 옮깁니다.
2. 난소 조직 처리
알림: 허혈 간격을 최대한 줄이기 위해 조직이 실험실에 도착하기 전에 모든 시약과 도구가 준비되었는지 확인하십시오. 완충액은 냉동 1주일 전까지 준비할 수 있으며 사용할 때까지 냉장 보관할 수 있습니다.
- 난소 처리 및 동결 준비
- 조직 처리를 준비하기 위해 생물 안전 캐비닛에 멸균 된 수술 도구를 설정하십시오 : 1 번 21 메스; 하나의 번호 11 메스; 날카로운 미세한 곡선 가위; 하나의 긴 집게 (~ 150mm 길이); 및 두 개의 중간 집게(~110mm 길이).
- 100 mL의 조직 처리 배지를 준비한다 ( 재료 표 참조) : 항생제 - 항 진균 용액을 함유 한 Leibovitz의 L-15 배지를 0.2 μm 필터를 사용하여 여과한다. 매체를 차갑게 유지하십시오.
- 극저온 액체에 라벨을 붙이고 각 바이알에 1.5mL의 냉동 용액( 재료 표 참조)을 넣고 4°C에서 보관합니다.
- 사용할 수 있는 6웰 플레이트를 준비하십시오.
- 조직 도착 시
- 용기에 70% 에탄올 용액을 뿌리고 철저히 닦은 다음 생물 안전 캐비닛 안에 넣습니다.
- 멸균 장갑을 끼고 용기를 엽니 다. 난소를 멸균 된 페트리 접시에 넣고 차가운 배지 (2.1.2 단계)를 부어 조직을 수화시킵니다. 난소가 배지에 반쯤 잠겨 있는지 확인하십시오.
- 봉합사 또는 기타 물질을 제거하고 잔여 주변 조직을 난소에서 해부합니다.
3. 전방 모낭의 격리
- 격리를 위해 개별 모낭을 식별하십시오. 건강한 모낭을 선택할 때 혈액이 채워져 있거나 어둡거나 대칭이 아닌 모낭은 폐쇄적일 가능성이 있으므로 제외하십시오.
- 메스를 사용하여 전체 난소에서 선택한 전방 난포를 분리하고 난포를 둘러싸고 있는 피질 조직을 절제하여 전두부를 온전하게 유지합니다.
- 절제된 각각의 온전한 전방 난포를 6-웰 플레이트의 한 웰에 놓습니다. 설명 목적으로 필요한 경우 접시 아래에 있는 자를 사용하여 모낭 직경을 결정합니다.
- 메스를 사용하여 손상되지 않은 전방 난포를 이등분하여 전방강에 접근하고 4mL의 효소 세포 분리 배지를 추가합니다. 플레이트를 5%CO2 및 37°C에서 10분 동안 가습된 인큐베이터에서 인큐베이션한다.
- 필요에 따라 추가 antral follicles의 추출을 반복하십시오.
4. 난포 상주 세포의 분리
- 배양 후, 20% FBS를 함유한 사용 가능한 배지 4mL를 추가하고, P1,000 마이크로피펫으로 이등분된 모낭 위에 배지를 반복적이고 격렬하게 피펫팅하여 플러시합니다.
- 매체를 수집하고 100μm 필터를 통과시킵니다.
- 여과된 상층액을 300 × g 및 4°C에서 3분 동안 원심분리한다. 상층액을 흡인하고 라벨링 및 형광 활성화 세포 분류(FACS)를 위해 세포 펠릿(GC가 풍부함)을 얼음 위에 보관합니다.
- 균형 잡힌 식염수(예: 행크스)에 희석된 콜라게나제(100U/mL)와 디스파아제(1U/mL)의 혼합물에 나머지 조직을 넣고 5%CO2 및 37°C에서 30분 동안 배양하고, 10분 및 20분 후에 두 번 분쇄 및 격렬한 피펫팅(즉, 10-15회 피펫 팁 통과)을 통해 조직을 기계적으로 파괴합니다.
- 조직이 포함된 배지를 회수하고 P1,000 마이크로피펫 팁을 통해 피펫팅을 통해 세척하고 100μm 필터를 통해 걸러냅니다.
- 300 × g 및 4 °C에서 3 분 동안 원심 분리. 상층액을 흡인하고 라벨링 및 FACS를 위해 얼음 위에 세포 펠릿(TC 및 기질 세포가 풍부함)을 따로 보관합니다.
5. 형광 활성화 세포 분류
- 세포 펠릿을 블로킹 용액(PBS + 0.1% FBS)에 재현탁하고, 4°C에서 10분 동안 인큐베이션한다.
- 300 × g 및 4°C에서 3분 동안 원심분리하고, 상층액을 흡인한다.
- 직접 접합된 항체를 포함하는 블로킹 용액에 세포 펠릿을 재현탁하고(GC 및 TC를 식별하기 위한 적절한 항체 조합은 표 1 참조) 얼음에서 10분 동안 배양합니다.
- 세포를 세척하고 300 × g 및 4°C에서 3분 동안 원심분리한다. 4′,6-디아미디노-2-페닐인돌(DAPI)을 함유하는 FACS 완충액에 세포를 재현탁하고 FACS 기기를 통해 세포 현탁액을 실행하여 게이팅을 위한 형광단 접합 항체의 형광 강도를 사용하여 작은 세포 집단(500-1,000)을 캡처합니다.
- 고유한 하위 모집단을 식별하려면 다음 게이팅 전략을 활용합니다.
- GC의 정제를 위해 CD45+ 세포 주위에 게이트를 그리고(그림 1B), CD99+ 개체군에서 이 개체군을 제외합니다(그림 1A 및 그림 1C). 그런 다음 나머지 CD99+ 분획을 PVRL+/- 분획으로 추가로 세분화합니다(그림 1A 및 그림 1C).
- TC 및 간질의 정제를 위해 총 ENG+(그림 1A) 또는 CD55+(그림 1D) 집단을 게이트하여 CD34+ 내피 분획(그림 1E)을 제외하고 스테로이드성(ANPEP+) 및 비스테로이드성(ANPEP-) 세포를 구별합니다. 방출 스펙트럼에 가까운 형광단 사이의 블리드스루(bleed-through)를 보상하도록 주의하십시오.
- 분류된 세포 분획의 순도를 검증하려면 FACS 기기를 통해 총 포획 부피의 5%를 실행하고 세포가 예상 게이트를 채우고 >95% 순도로 존재하는지 확인합니다.
6. 난소 피질 조직의 처리
- 난소의 나머지 부분을 이등분하고 난소 피질이 손상되지 않도록 주의하면서 구부러진 가는 가위와 메스를 사용하여 수질을 절제합니다.
- 최소한의 수질이 남을 때까지 부드럽게 긁어 난소 피질을 계속 처리하고 얇게 만듭니다. 필요한 최소한의 힘을 사용하십시오.
참고: 피질 조직 두께는 1mm에서 1.5mm 사이여야 합니다. - 피질 조직을 난소 길이를 따라 2-3mm 너비의 스트립으로 나눕니다.
7. 난소 조직이 천천히 얼어붙는다
- 냉동 준비
- 냉동 용액이 들어 있는 각 냉장 극저온 바이알에 하나의 피질 스트립을 놓습니다.
- 피질 스트립을 함유하는 극저온 바이알을 4°C에서 20분 동안 회전 플레이트 상에서 흔든다.
- 난소 조직의 느린 동결5
- 난소 조직이 포함된 cryovials를 0°C에서 시작하도록 설정된 프로그래밍 가능한 냉동고에 넣습니다.
- -7 °C까지 2 °C/min의 속도로 냉각합니다.
- 이 온도에서 10분 동안 극저온 난소를 유지합니다.
- 액체 질소(LN2)에 잠깐 담근 면봉으로 각 극저온 부분을 만져 얼음 결정 형성을 핵화합니다.
- 샘플 온도가 -40°C에 도달할 때까지 0.3°C/min의 속도로 냉각합니다.
- 샘플 온도가 -140°C에 도달할 때까지 냉각 속도를 10°C/min으로 높입니다.
- LN2에 보관하기 위해 극저온 이온을 옮깁니다.
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Representative Results
우리는 난소 표면에서 난포를 분리하고 효소로 처리하여 GC와 전두강을 둘러싼 테카 및 기질 세포를 분리했습니다. 세포를 수집하고, 세포 분획을 FACS에 의해 전방 난포(직경 0.5mm에서 4mm 사이)에서 >95% 순도로 분류했습니다(그림 1).
인간 전방 난포 내의 고유한 세포 분획을 표지하고 정제하기 위해 우리는 효소 분해와 유세포 분석 분류를 결합했습니다. 우리는 이전에 난포에 상주하는 분획2를 특이적으로 표시하는 표면 단백질을 확인했습니다. 우리는 CD99(그림 1A의 빨간색)가 GC를 구체적으로 표지하고 PVRL1(그림 1A의 노란색)이 전방 난포의 크기가2로 증가함에 따라 난소 GC 구획에 점점 더 국한된다는 것을 보여주었습니다. 우리는 또한 엔도글린(ENG, 그림 1A의 녹색) 또는 CD55(그림 1D)에 대한 항체가 모든 간질과 TC를 특이적으로 구분하고 알라닌 아미노펩티다아제(ANPEP, 그림 1E)가 안드로겐 TC에 의해 특이적으로 발현된다는 것을 보여주었습니다 2,6.
세포는 GC를 식별하기 위해 CD99에 대한 항체로 표지되었고, CD45에 대한 항체는 조혈 세포를 배제하는 데 사용되었습니다(그림 1B, C). PVRL1에 대한 항체는 GC 집단을 난소 구획과 벽화 구획으로 분리할 수 있게 했습니다(그림 1C). 콜라게나제/디스파스를 사용한 효소 분해 후, CD55(또는 대안적으로 ENG), CD34 및 ANPEP에 대한 항체로 표지된 세포 제제는 모든 간질/TC(CD55+) 및/또는 안드로겐 TC(ANPEP+), TC 집단에서 내피 세포(CD34+)를 제외하고(그림 1D,E). 이 패널과 단계적 효소 해리 프로토콜을 사용하여 갓 절제된 난소의 전방 난포에서 조혈, 내피, 과립구(난소 및 벽화) 및 테카(기질 및 안드로겐) 세포를 표지하고 정제했습니다.
그림 1: 인간 전방 난포에서 계통 특이적 세포의 표지 및 정제. (A) 전방 단계에서 인간 난포 내의 GC(CD99+ PVRL+/-) 및 TC(ENG+) 구획을 보여주는 대표적인 현미경 사진; 흰색 획 상자는 오른쪽으로 확대됩니다. (B-E) GC를 CD45-CD99+ PVRL1+/- 세포(a 및 b)뿐만 아니라 일반(CD34-, CD55+) 및 안드로겐(CD34-, CD55+ANPEP+) TC(C,D)로 식별하는 대표적인 정렬 플롯. 게이트 인구는 (B, C)와 (D, E)간에 공유됩니다. 염색되지 않은 대조군은 (B-E)의 좌측에 나타내었다. 스케일 바 = (A) 100 μm. 약어: GC = granulosa cell; TC = theca 세포; PVRL = 넥틴; ANPEP = 알라닌 아미노펩티다제; Nuc = 핵; SSC = 측면 산란; PE = 피코에리트린; APC = 알로피코시아닌. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
| 세포 유형 | 포함 항체와 관련상품 | Exclusion 항체와 관련상품 |
| 과립구 세포 | CD99 (PVRL+/-) | CD45 (CD45) |
| 모든 Theca 세포 | CD55 또는 ENG | CD34 및 CD45 |
| 스테로이드 생성 Theca 세포 | 앙펩 | CD34 및 CD45 |
표 1: GC, TC 및 난소 기질을 식별하는 데 사용할 수 있는 항체 목록. 약어: GC = granulosa cell; TC = theca 세포.
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Discussion
난소 난포 내의 세포 다양성의 더 나은 분해능은 여러 가지 이유로 임상적으로 중요합니다. 위의 프로토콜을 전방 단계 난포 내에 존재하는 고유한 표현형 아형의 분리에 적용할 때 몇 가지 요소를 고려해야 합니다. 첫째, 전방 난포가 유래된 난소 조직의 건강과 생존력은 세포의 품질과 다운스트림 적용의 성공을 결정하는 데 중요합니다. 이것은 허혈 간격을 최소화하고, 신속하게 (바람직하게는 쌍으로) 작업하고, 조직 처리 및 FACS에 사용될 실험실 공간을 준비함으로써 최적화 될 수 있습니다. 둘째, 이러한 프로토콜은 난소에서 쉽게 식별하고 추출하여 전두강에 효율적으로 접근할 수 있기 때문에 전단 난포에 매우 적합합니다. 초기 단계 및 전항 난포 연구를 위한 유사한 접근 방식은 훨씬 더 큰 이질성을 가진 세포 집단을 생성할 것입니다. 마지막으로, 난포에서 얻은 세포의 수와 질은 난포가 발달적으로 얼마나 진행되었는지, 난포가 폐쇄증 상태에 들어갔는지 여부에 따라 크게 달라집니다. 이러한 한계로 인해 난포 형성의 재건에 대한 연구가 어려워지지만, 난포 유래 세포의 효율적이고 강력한 분리는 인간 난소 생물학 및 불임의 기본 메커니즘에 대한 추가 조사를 가능하게 할 것입니다.
전방 난포에서 GC를 정제하는 방법은 항뮬러관 호르몬(AMH)의 초생리학적 수치가 난포 발달에 미치는 해로운 영향을 입증하기 위해 이전에 우리 그룹에 의해 활용되었습니다6. 이 연구에서, 생식력 보존 환자와 장기 기증자 모두의 냉동 보존 및 해동 된 난소 조직을 다른 실험 부문 (대조군 또는 AMH 발현 내피 세포)의 면역 저하 마우스에 이식했습니다. AMH에 만성적으로 노출되면 난포 크기 증가에 반영되는 가속화된 황체 형성의 표현형이 촉발되었지만, 이는 난포에 상주하는 GC의 분자 시그니처에서만 명확하게 설명되었습니다.
난모세포가 휴면기를 빠져 나오면, GC는 입방체 형태(cuboidal morphology)7를 획득하고, 증식하기 시작하며, 난모세포와 함께 주위의 간질 세포를 모집하고 TC 운명8을 향한 분화를 촉진하는 신호를 분비한다. 기질 세포를 특수 TC로 적절하게 분화하는 것이 생식력에 필수적인 것으로 알려져 있지만, TC 사양을 유도하고 난모세포 성숙 동안 난포에 상주하는 세포와의 상호 작용을 제어하는 메커니즘은 잘 정의되어 있지 않습니다. 인간의 경우, 난포를 둘러싼 TC에 존재하는 세포 이질성은 IVF 환경에서 쉽게 접근할 수 있는 GC와 달리 TC의 분리 및 배양에는 배란 전 난포의 직접적인 생검이 필요하기 때문에 특히 파악하기 어렵습니다. 또한, 대부분의 연구는 분리된 전방 모낭 9,10에서 테카층의 기계적 해리에 의존하여 간질, 테카, 혈관 및 면역 집단의 이질적인 혼합물을 생성했습니다.
단일 세포 다중 오믹스 접근법은 수많은 조직의 세포 이질성을 밝혀냈으며, 난소 내에서 난모세포 발달을 촉진하는 다양한 세포 유형이 다양한 크기와 성숙 단계에 걸쳐 난포 내에 존재합니다. 상술한 방법들은 생식력 보존을 목적으로 난소 조직의 분리 및 동결을 위한 기존의 프로토콜을 보완하고, 임상적 또는 실험적 목적을 위한 난포-상주 세포의 조달을 위해 병행하여 구현될 수 있다. 이러한 방법의 적용은 인간 모낭 형성을 지배하는 분자 메커니즘을 해독하는 데 중요하며 시험관 내 원시 난포에서 난모세포 발달/성숙을 촉진하는 것을 목표로 하는 접근 방식의 중요한 전제 조건입니다.
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Disclosures
모든 저자는 경쟁 이익이 없다고 선언합니다.
Acknowledgments
저자는 Queenie Victorina Neri Research Scholar Award (DJ)와 Hung-Ching Liu Research Scholar Award (LM)의 지원을 인정합니다. NLG는 NYSTEM 줄기 세포 및 재생 의학 박사후 과정 교육 보조금의 지원을 받습니다.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Chemicals, reagents | |||
| Antibiotic-Antimycotic 100x | Thermo Fisher Scientific | 15240062 | Anti-Anti |
| Antifade Mountant solution | Thermo Fisher Scientific | P36930 | ProLong Gold |
| Collagenase from Clostridium histolyticum | Millipore Sigma | C 2674 | |
| DAPI | Thermo Fisher Scientific | D1306 | |
| Dispase II, powder | Thermo Fisher Scientific | 17105041 | |
| DMSO | Millipore Sigma | D 2650 | Dimethyl sulfoxide |
| DPBS, no calcium, no magnesium | Thermo Fisher Scientific | 14190144 | |
| Enzyme Cell Detachment Medium | Thermo Fisher Scientific | 00-4555-56 | Accutase |
| Fetal Bovine Serum, heat-inactivated | Thermo Fisher Scientific | 10438026 | |
| Hanks′ Balanced Salt solution | Thermo Fisher Scientific | 14175079 | no calcium, no magnesium, no phenol red |
| Leibovitz’s L-15 medium | Thermo Fisher Scientific | 11415064 | |
| Normal Saline | Quality Biological | 114-055-101 | |
| Sucrose | Millipore Sigma | S 1888 | |
| Freezing Medium (100 mL, filtered through a 0.2 micron filter) | |||
| - 69.64 mL of Leibovitz's L-15 | |||
| - 17.66 mL of fetal bovine serum | |||
| - 3.42 g of sucrose | |||
| - 10.65 mL of DMSO | |||
| - 1 mL of antibiotic-antimycotic | |||
| Lab Plasticware and Supplies | |||
| 6-well Clear Flat Bottom Not Treated | Corning | 351146 | Falcon |
| Cell Strainer 100 µm | Fisher scientific | 352360 | Corning, Falcon |
| Cryovials | Thermo Fisher Scientific | 377267 | CryoTube 1.8 mL |
| Petri dish, D x H 150 mm x 25 mm | Millipore Sigma | CLS430599 | 60EA |
| Round-Bottom Polystyrene Test Tubes with Cell Strainer Snap Cap, 5 mL | Fisher scientific | 352235 | Corning, Falcon |
| Vacuum Filter/Storage Bottle System, 0.22 µm | Corning | 431154 | |
| Antibodies | |||
| ANPEP | BioLegend | 301703 | |
| CD34 | R&D Systems | FAB7227A | |
| CD45 | BioLegend | 304019 | |
| CD55 | BioLegend | 311306 | |
| CD 99 | BioLegend | 371308 | |
| PVRL | BioLegend | 340404 | |
| Surgical tools | |||
| long forceps (~150 mm length) | Fisherbrand | 12-000-128 | Fisher Scientific |
| medium forceps (~110 mm length) | Fisherbrand | 12-000-157 | Fisher Scientific |
| number 21 scalpel | Andwin Scientific | EF7281H | Fisher Scientific |
| number 11 scalpel | Andwin Scientific | FH/CX7281A | Fisher Scientific |
| sharp fine curved scissors | Roboz Surgical | RS-5881 | |
| Instruments | |||
| FACSJazz Flourescence activated cell sorter | BD | ||
| LSM 710 META Confocal microscope | Zeiss |
References
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- Jensen, A. K., et al. Outcomes of transplantations of cryopreserved ovarian tissue to 41 women in Denmark. Human Reproduction. 30 (12), 2838-2845 (2015).
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