Summary

تحسين نماذج ليبوفوسين والقياس الكمي لقدرة البلعمة في الجزء الخارجي في الثقافات الظهارية الصبغية للشبكية البشرية شديدة الاستقطاب

Published: April 14, 2023
doi:

Summary

يصف هذا البروتوكول نموذج تراكم الليبوفوسين في الثقافات الظهارية الصبغية الشبكية البشرية شديدة التمايز والاستقطاب (RPE) ومقايسة البلعمة المحسنة للجزء الخارجي (OS) للكشف عن إجمالي سعة استهلاك / تدهور نظام التشغيل ل RPE. تتغلب هذه الطرق على قيود نماذج ليبوفوسين السابقة ومقايسات البلعمة الكلاسيكية لمطاردة النبض.

Abstract

تساهم البلعمة اليومية للأجزاء الخارجية للمستقبلات الضوئية بواسطة ظهارة صبغة الشبكية (RPE) في تراكم صبغة الشيخوخة داخل الخلايا التي تسمى ليبوفوسين. سمية ليبوفوسين راسخة في مرض ستارغاردت ، وهو تنكس الشبكية الوراثي الأكثر شيوعا ، ولكنه أكثر إثارة للجدل في الضمور البقعي المرتبط بالعمر (AMD) ، وهو السبب الرئيسي للعمى الذي لا رجعة فيه في العالم المتقدم. كان تحديد سمية الليبوفوسين في البشر أمرا صعبا ، والنماذج الحيوانية ل Stargardt لها سمية محدودة. وبالتالي ، هناك حاجة إلى نماذج في المختبر تحاكي RPE البشري في الجسم الحي لفهم توليد الليبوفوسين وإزالته وسميته بشكل أفضل. كانت غالبية نماذج ليبوفوسين زراعة الخلايا حتى الآن في خطوط الخلايا أو تضمنت تغذية RPE بمكون واحد من خليط الليبوفوسين المعقد بدلا من شظايا / أطراف الجزء الخارجي للمستقبل الضوئي بأكمله ، مما يولد نموذجا أكثر اكتمالا وفسيولوجيا ليبوفوسين. الموصوف هنا هو طريقة للحث على تراكم المواد الشبيهة بالليبوفوسين (تسمى مادة التألق الذاتي غير القابلة للهضم ، أو UAM) في RPE البشري الأولي قبل الولادة (hfRPE) والخلايا الجذعية المستحثة متعددة القدرات (iPSC) المشتقة من RPE. تراكمت UAM في الثقافات عن طريق التغذية المتكررة لشظايا OS المعالجة بالأشعة فوق البنفسجية التي تمتصها RPE عن طريق البلعمة. كما تمت مناقشة الطرق الرئيسية التي يقترب بها UAM ويختلف عن lipofuscin في الجسم الحي . يرافق هذا النموذج من التراكم الشبيه بالليبوفوسين ، يتم تقديم طرق التصوير لتمييز طيف التألق الذاتي الواسع لحبيبات UAM من تلطيخ الأجسام المضادة المتزامن. أخيرا ، لتقييم تأثير UAM على قدرة البلعمة RPE ، تم تقديم طريقة جديدة لتحديد كمية امتصاص الجزء الخارجي / الأطراف وتفكيكها. تتغلب هذه الطريقة ، التي يطلق عليها “السعة الاستهلاكية الكلية” ، على التفسيرات الخاطئة المحتملة لقدرة البلعمة RPE المتأصلة في فحوصات “مطاردة النبض” الكلاسيكية للجزء الخارجي. يمكن استخدام النماذج والتقنيات المقدمة هنا لدراسة توليد الليبوفوسين ومسارات الإزالة والسمية المفترضة.

Introduction

توفر ظهارة الشبكية الصبغية (RPE) دعما حاسما للمستقبلات الضوئية العلوية ، بما في ذلك الامتصاص اليومي وتدهور أطراف أو شظايا الجزء الخارجي للمستقبلات الضوئية (خلال هذا البروتوكول ، يشير اختصار OS إلى نصائح أو شظايا نظام التشغيل بدلا من الأجزاء الخارجية بأكملها). هذا الامتصاص اليومي في RPE بعد الانقسام يؤدي في النهاية إلى زيادة التحميل على قدرة البلعمة ويؤدي إلى تراكم مادة غير قابلة للهضم ، ذاتية الفلورسنت داخل الخلايا ، تسمى ليبوفوسين. ومن المثير للاهتمام ، أن العديد من الدراسات أظهرت أيضا أن RPE lipofuscin يمكن أن يتراكم بدون البلعمةOS 1,2. يحتوي Lipofuscin على العديد من المكونات ، بما في ذلك المضافات المتشابكة المشتقة من الرتينوئيدات ذات الدورة البصرية ، ويمكن أن تشغل ما يقرب من 20٪ من حجم خلايا RPE لمن تزيد أعمارهم عن 803.

ما إذا كان ليبوفوسين ساما قد نوقش بشدة. مرض ستارغاردت هو تنكس صبغي جسدي متنحي للمستقبلات الضوئية و RPE حيث تؤدي طفرة في ABCA4 إلى معالجة غير صحيحة لراتينويدات الدورة البصرية الموجودة داخل الأجزاء الخارجية للمستقبلات الضوئية. تؤدي معالجة الريتينويد غير الصحيحة إلى ربط متقاطع شاذ وتشكيل أنواع ثنائي الريتينويد ، بما في ذلك ثنائي الريتينويد N-retinylidene-N-retinylethanolamine (A2E). أظهرت الدراسات آليات متعددة لسمية A2E 4,5. يساهم Lipofuscin في إشارات التألق الذاتي لقاع العين أثناء التصوير السريري ، ويظهر كل من مرضى Stargardt والنماذج الحيوانية زيادة في التألق الذاتي لقاع العين قبل تنكس الشبكية ، مما يشير إلى وجود علاقة بين مستويات الليبوفوسين والسمية 6,7. ومع ذلك ، مع تقدم العمر ، يتراكم الليبوفوسين في جميع البشر دون التسبب في تنكس RPE. علاوة على ذلك ، في التنكس البقعي المرتبط بالعمر (AMD) ، حيث يحدث تنكس RPE فقط في المرضى المسنين ، فإن أولئك الذين يعانون من أشكال مبكرة ومتوسطة من المرض لديهم إشارات تألق ذاتي قاع العين أقل من البشر غير المصابين بالعمر8. تم التحقق من هذه النتائج السريرية على المستوى النسيجي وكذلك 9,10.

كما تركت النماذج الحيوانية لتراكم الليبوفوسين RPE بعض الغموض حول سمية الليبوفوسين. لا يعرض ماوس خروج المغلوب ABCA4 تنكس الشبكية على خلفية مصطبغة ، بينما يفعل ذلك على خلفية ألبينو أو عند تعرضه للضوء الأزرق11,12. علاوة على ذلك ، من المحتمل أن تختلف سمية ليبوفوسين المشتقة عن طريق خروج المغلوب ABCA4 عن تراكم الليبوفوسين ببطء والذي يحدث مع الشيخوخة الطبيعية ، كما هو موضح في AMD13.

توفر النماذج المختبرية لتراكم الليبوفوسين بديلا لدراسة آثار تراكم الليبوفوسين على صحة RPE. تسمح هذه النماذج بمعالجة مكونات الليبوفوسين ، من تغذية مكونات الريتينويد المفردة إلى تغذية نظام التشغيل ، وتسمح بالدراسة في RPE البشري بدلا من الحيواني. في العقدين الماضيين ، تم تطوير طرق متعددة لنمذجة RPE lipofuscin في الثقافة. جنبا إلى جنب مع مجموعات أخرى ، قامت مجموعة الدكتور بولتون بتغذية نظام التشغيل البقري يوميا لمدة تصل إلى ثلاثة أشهر عند المرور من 4 إلى 7 خلايا RPE أولية بشرية من متبرعين تتراوح أعمارهم بين 4 و 85 عاما14 عاما. بدلا من ذلك ، أدى تثبيط الالتهام الذاتي أيضا إلى تراكم الليبوفوسين في الممرات من 3 إلى 7 ثقافات RPE البشرية الأولية15. ومع ذلك، فإن تثبيط الليزوزومات شبه المميتة في مزارع RPE البشرية الأولية قبل الولادة (hfRPE) شديدة التمايز في الممر 1 فشلت في تحفيز الليبوفوسين، حتى مع الإضافة المتكررة لنظام التشغيل على أساس يومي16.

كنهج أكثر اختزالا ، قام آخرون بتغذية مكونات ليبوفوسين مفردة للثقافات ، وخاصة ثنائي الريتينويد A2E 4,17. هذه الدراسات قيمة من حيث أنها تحدد الآليات المباشرة المحتملة للسمية لمكونات الليبوفوسين الفردية ، والتي تنطوي ، على سبيل المثال ، على الكوليسترول الليزوزومي وتوازن السيراميد18. في الوقت نفسه ، هناك جدل حول سمية A2E19 ، وإطعامه مباشرة إلى الخلايا يتحايل على المسار النموذجي لتراكم الليبوفوسين ، والذي ينطوي على البلعمة من مستقبلات الضوء OS. في محاولة لتوصيل جميع مكونات الليبوفوسين إلى ثقافات RPE ، قام بولتون ومارشال بتنقية الليبوفوسين من عيون الإنسان وتغذيته بالممر 4 إلى 7 ثقافات RPE الأولية البشرية المستمدة من كل من المتبرعين البشريين الجنين وكبار السن20. على الرغم من أن هذه الطريقة مبتكرة ، إلا أنها تمثل مصدرا محدودا للليبوفوسين للتجارب المتكررة.

في حين أن التغذية المتكررة لثقافات نظام التشغيل إلى RPE تنتج ليبوفوسين في العديد من الأنظمة ، إلا أنها تفشل في القيام بذلك في ثقافات RPE الأولية شديدة التمايز16. يحفز نظام التشغيل المؤكسد الضوئي تفاعلات الربط المتقاطع مثل تكوين ثنائي الريتينويد الذي يحدث بشكل طبيعي أثناء تكوين ليبوفوسين في الجسم الحي. يمكن أن يؤدي ذلك إلى تسريع تكوين حبيبات تشبه الليبوفوسين في أنظمة زراعة RPE ، حتى تلك شديدة التمايز ومقاومة لتراكم الليبوفوسين16. هنا ، يتم تقديم طريقة للحث على تراكم الحبيبات الشبيهة بالليبوفوسين في hfRPE شديد التمايز و iPSC-RPE البشري ، وتعديلها من بروتوكول Wihlmark المنشور21. تتميز هذه الطريقة بتحفيز حبيبات شبيهة بالليبوفوسين تستخدم نفس المصدر (مستقبل ضوئي OS) والمسار (امتصاص OS البلعمي) كما يحدث في تكوين الدهون في الجسم الحي. علاوة على ذلك ، يتم إجراؤه على ثقافات RPE البشرية المتباينة للغاية والتحقق من صحتها في دراسات متعددة لتكرار RPE البشري في الجسم الحي22،23،24. تسمى هذه الحبيبات الشبيهة بالليبوفوسين بالمواد الفلورية الذاتية غير القابلة للهضم (UAM) ، وتوفر بيانات ومناقشة في هذا البروتوكول تقارن UAM بالدهون في الجسم الحي. جنبا إلى جنب مع طرق لبناء وتقييم الثقافات المحملة ب UAM في RPE البشري شديد التمايز ، يتم أيضا تقديم طريقة محدثة لتقييم البلعمة RPE OS. تم إدخال العديد من طرق مطاردة النبض الممتازة لقياس البلعمة OS ، بما في ذلك النشاف الغربي ، والكيمياء الخلوية المناعية ، و FACS25،26،27. ومع ذلك ، في وقت مبكر من مطاردة نبض نظام التشغيل ، يمكن الخلط بين الظروف التي تؤدي إلى ضعف امتصاص نظام التشغيل مع الظروف التي تعزز التدهور السريع لنظام التشغيل الداخلي. تقيس الطريقة المعروضة هنا إجمالي كمية نظام التشغيل الذي تم إدخاله / تدهوره بالكامل بواسطة RPE (“إجمالي السعة الاستهلاكية”) ، مما يساعد على إزالة هذا الغموض. ومن المتوقع أن يتم استخدام رؤى حول سمية ليبوفوسين باستخدام هذه البروتوكولات، بما في ذلك التأثيرات على معدلات البلعمة باستخدام طريقة “السعة الاستهلاكية الكلية”، لإلقاء الضوء على سمية ليبوفوسين في الجسم الحي.

Protocol

تمت مراجعة البروتوكول الحالي الذي يتضمن اقتناء واستخدام الأنسجة البشرية والموافقة عليه من قبل مجلس المراجعة المؤسسية بجامعة ميشيغان (HUM00105486). 1. إعداد نصائح وشظايا الجزء الخارجي المؤكسد بالصور ملاحظة: تم شراء شبكية العين البقري المتكيفة مع الظلام وشحنها على ا…

Representative Results

يوضح الشكل 1Ai إعداد الأكسدة الضوئية لنظام التشغيل. تسمح الشرائح المطلية بالبولي تترافلورو إيثيلين بتحميل حجم كبير من نظام التشغيل في المحلول لكل مستطيل مفتوح دون الانتشار عبر بقية الشريحة. يتم احتواء الشريحة مع نظام التشغيل داخل طبق بتري معقم مع الغطاء ، ويتم وضع مصباح ال?…

Discussion

بينما تمت دراسة RPE lipofuscin لعقود من الزمن ، فإن سميته تناقش2،9،16،42. بالنظر إلى الغموض حول سمية الليبوفوسين من النماذج الحيوانية11 ، فإن النماذج في المختبر التي تستخدم RPE البشري قيمة. تم وصف مجموعة من نماذج …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

يتم دعم هذا العمل ، جزئيا ، من خلال منح من مؤسسة جراحة الشبكية والجسم الزجاجي (VRSF) ، والكفاح من أجل البصر (FFS) ، والمؤسسة الدولية لأبحاث الشبكية (IRRF). يتم دعم J.M.L.M. حاليا بمنحة K08 من المعهد الوطني للعيون (EY033420). لم يتم استخدام أي أموال فيدرالية لأبحاث HFT. يأتي المزيد من الدعم من مبادرة جيمس جروسفيلد ل Dry AMD والجهات المانحة الخاصة التالية: باربرا دن ودي وديكسون براون.

Materials

100 mm cell culture dish Corning #353003 Others also work
24-well Transwells Corning #3470
Anti-LC3 antibody Cell Signaling Technology #4801S 1:1000 dilution
Anti-rhodopsin antibody 1D4 Abcam #5417 1:1000 dilution. Epitope is C-terminal.
Anti-rhodopsin antibody 4D2 EnCor Biotech MCA-B630 1:5000 dilution for western blot, 1:1000 dilution for immunostaining. Epitope is N-terminal.
Autofluorescence quencher Biotium #23007 TrueBlack Lipofuscin Autofluorescence Quencher
Autofluorescence quencher Vector Laboratories SP-8400 Vector TrueVIEW Autofluorescence Quenching Kit
Bodipy 493/503 Life Technologies D3922
Cholesterol esterase  Life Technologies From A12216 kit
Confocal microscope Leica Leica Stellaris SP8 with FALCON module
Dark-adapted bovine retinas W. L. Lawson Company Dark-adapted bovine retinas (pre-dissected) Contact information:
https://wllawsoncompany.com/
(402) 499-3161
stacy@wllawsoncompany.com
Filipin Sigma-Aldrich F4767
Flow cytometer Thermo Fisher Attune NxT
Flow cytometer analysis software  BD FlowJo
Handheld UV light  Analytik Jena US UVGL-55
Human MFG-E8 Sino Biological 10853-H08B
Human purified Protein S Enzyme Research Laboratories HPS
Laemmli sample buffer Thermo Fisher J60015-AD
LDH assay Promega J2380 LDH-Glo Cytotoxicity Assay
Mounting media Invitrogen P36930 Prolong Gold antifade reagent
Nile red Sigma-Aldrich #72485
Polytetrafluoroethylene-coated slides Tekdon Customized Customized specifications: PTFE mask with the following "cut-outs" -  3 glass rectangles, each measuring 17 mm x 9 mm, oriented so that the 17 mm side is 4 mm from the top of the slide and 4 mm from the bottom of the slide, assuming a standard microscope slide of 25 mm x 75 mm. Each rectangle is spaced at least 6 mm away from other rectangles and the edges of the slide. Print PTFE mask on a slide with frosted glass on one side to allow for labeling of the slide.
Protease inhibitors  Cell Signaling Technology #5872
Protein assay Bio-Rad #5000122 RC DC protein assay
TEER electrode World Precision Instruments STX3
Trans-epithelial electrical resistance (TEER) meter World Precision Instruments EVOM3
Ultraviolet crosslinker device Analytik Jena US UVP CL-1000

References

  1. Palczewska, G., et al. Receptor MER Tyrosine Kinase Proto-oncogene (MERTK) Is Not Required for Transfer of Bis-retinoids to the Retinal Pigmented Epithelium. The Journal of Biological Chemistry. 291 (52), 26937-26949 (2016).
  2. Boulton, M. E. Studying melanin and lipofuscin in RPE cell culture models. Experimental eye research. 126, 61-67 (2014).
  3. Feeney-Burns, L., Hilderbrand, E. S., Eldridge, S. Aging human RPE: morphometric analysis of macular, equatorial, and peripheral cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 25 (2), 195-200 (1984).
  4. Sparrow, J. R., Nakanishi, K., Parish, C. A. The lipofuscin fluorophore A2E mediates blue light-induced damage to retinal pigmented epithelial cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 41 (7), 1981-1989 (2000).
  5. Finnemann, S. C., Leung, L. W., Rodriguez-Boulan, E. The lipofuscin component A2E selectively inhibits phagolysosomal degradation of photoreceptor phospholipid by the retinal pigment epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (6), 3842-3847 (2002).
  6. Charbel Issa, P., et al. Fundus autofluorescence in the Abca4(-/-) mouse model of Stargardt disease–correlation with accumulation of A2E, retinal function, and histology. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (8), 5602-5612 (2013).
  7. Cideciyan, A. V., et al. Mutations in ABCA4 result in accumulation of lipofuscin before slowing of the retinoid cycle: a reappraisal of the human disease sequence. Human Molecular Genetics. 13 (5), 525-534 (2004).
  8. Gliem, M., Müller, P. L., Finger, R. P., McGuinness, M. B., Holz, F. G., Charbel Issa, P. Quantitative Fundus Autofluorescence in Early and Intermediate Age-Related Macular Degeneration. JAMA ophthalmology. 134 (7), 817-824 (2016).
  9. Rudolf, M., et al. Histologic basis of variations in retinal pigment epithelium autofluorescence in eyes with geographic atrophy. Ophthalmology. 120 (4), 821-828 (2013).
  10. Ach, T., et al. Quantitative autofluorescence and cell density maps of the human retinal pigment epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (8), 4832-4841 (2014).
  11. Taubitz, T., et al. Ultrastructural alterations in the retinal pigment epithelium and photoreceptors of a Stargardt patient and three Stargardt mouse models: indication for the central role of RPE melanin in oxidative stress. PeerJ. 6, e5215 (2018).
  12. Fang, Y., et al. Fundus autofluorescence, spectral-domain optical coherence tomography, and histology correlations in a Stargardt disease mouse model. FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 34 (3), 3693-3714 (2020).
  13. Ach, T., Tolstik, E., Messinger, J. D., Zarubina, A. V., Heintzmann, R., Curcio, C. A. Lipofuscin redistribution and loss accompanied by cytoskeletal stress in retinal pigment epithelium of eyes with age-related macular degeneration. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56 (5), 3242-3252 (2015).
  14. Boulton, M., McKechnie, N. M., Breda, J., Bayly, M., Marshall, J. The formation of autofluorescent granules in cultured human RPE. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 30 (1), 82-89 (1989).
  15. Wassell, J., Ellis, S., Burke, J., Boulton, M. Fluorescence properties of autofluorescent granules generated by cultured human RPE cells. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 39 (8), 1487-1492 (1998).
  16. Zhang, Q., et al. Highly Differentiated Human Fetal RPE Cultures Are Resistant to the Accumulation and Toxicity of Lipofuscin-Like Material. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 60 (10), 3468-3479 (2019).
  17. Lakkaraju, A., Finnemann, S. C., Rodriguez-Boulan, E. The lipofuscin fluorophore A2E perturbs cholesterol metabolism in retinal pigment epithelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (26), 11026-11031 (2007).
  18. Toops, K. A., Tan, L. X., Jiang, Z., Radu, R. A., Lakkaraju, A. Cholesterol-mediated activation of acid sphingomyelinase disrupts autophagy in the retinal pigment epithelium. Molecular Biology of the Cell. 26 (1), 1-14 (2015).
  19. Ablonczy, Z., et al. Lack of correlation between the spatial distribution of A2E and lipofuscin fluorescence in the human retinal pigment epithelium. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 54 (8), 5535-5542 (2013).
  20. Boulton, M., Marshall, J. Repigmentation of human retinal pigment epithelial cells in vitro. Experimental Eye Research. 41 (2), 209-218 (1985).
  21. Wihlmark, U., Wrigstad, A., Roberg, K., Brunk, U. T., Nilsson, S. E. Formation of lipofuscin in cultured retinal pigment epithelial cells exposed to pre-oxidized photoreceptor outer segments. APMIS: acta pathologica, microbiologica, et immunologica Scandinavica. 104 (4), 272-279 (1996).
  22. Maminishkis, A., et al. Confluent monolayers of cultured human fetal retinal pigment epithelium exhibit morphology and physiology of native tissue. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 47 (8), 3612-3624 (2006).
  23. Zhang, Q., et al. A platform for assessing outer segment fate in primary human fetal RPE cultures. Experimental Eye Research. 178, 212-222 (2019).
  24. Bharti, K., et al. Cell culture models to study retinal pigment epithelium-related pathogenesis in age-related macular degeneration. Experimental Eye Research. 222, 109170 (2022).
  25. Mazzoni, F., Mao, Y., Finnemann, S. C. Advanced Analysis of Photoreceptor Outer Segment Phagocytosis by RPE Cells in Culture. Methods in molecular biology. 1834, 95-108 (2019).
  26. Hazim, R. A., Williams, D. S. Cell Culture Analysis of the Phagocytosis of Photoreceptor Outer Segments by Primary Mouse RPE Cells. Methods in molecular biology. 1753, 63-71 (2018).
  27. Farnoodian, M., et al. Cell-autonomous lipid-handling defects in Stargardt iPSC-derived retinal pigment epithelium cells. Stem Cell Reports. 17 (11), 2438-2450 (2022).
  28. Ushikubo, M., et al. Milk fat globule epidermal growth factor 8 (MFG-E8) on monocytes is a novel biomarker of disease activity in systemic lupus erythematosus. Lupus. 30 (1), 61-69 (2021).
  29. Zheng, H., Yan, G., Marquez, S., Andler, S., Dersjant-Li, Y., de Mejia, E. G. Molecular size and immunoreactivity of ethanol extracted soybean protein concentrate in comparison with other products. Process Biochemistry. 96, 122-130 (2020).
  30. Weber, K., Osborn, M. The reliability of molecular weight determinations by dodecyl sulfate-polyacrylamide gel electrophoresis. The Journal of Biological Chemistry. 244 (16), 4406-4412 (1969).
  31. Kielkopf, C. L., Bauer, W., Urbatsch, I. L. Variations of Staining Sodium Dodecyl Sulfate-Polyacrylamide Gels with Coomassie Brilliant Blue. Cold Spring Harbor Protocols. 2021 (12), (2021).
  32. Sharma, R., Bose, D., Montford, J., Ortolan, D., Bharti, K. Triphasic developmentally guided protocol to generate retinal pigment epithelium from induced pluripotent stem cells. STAR protocols. 3 (3), 101582 (2022).
  33. Miller, J. M. L., Zhang, Q., Johnson, M. W. Regression of drusen or vitelliform material heralding geographic atrophy: correlation between clinical observations and basic science. Graefe’s Archive for Clinical and Experimental Ophthalmology = Albrecht Von Graefes Archiv Fur Klinische Und Experimentelle Ophthalmologie. 259 (7), 2051-2053 (2021).
  34. Röhlich, P., Adamus, G., McDowell, J. H., Hargrave, P. A. Binding pattern of anti-rhodopsin monoclonal antibodies to photoreceptor cells: an immunocytochemical study. Experimental Eye Research. 49 (6), 999-1013 (1989).
  35. Schnell, S. A., Staines, W. A., Wessendorf, M. W. Reduction of lipofuscin-like autofluorescence in fluorescently labeled tissue. The Journal of Histochemistry and Cytochemistry: Official Journal of the Histochemistry Society. 47 (6), 719-730 (1999).
  36. Rudolf, M., et al. Detection of esterified cholesterol in murine Bruch’s membrane wholemounts with a perfringolysin O-based cholesterol marker. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (8), 4759-4767 (2014).
  37. Wavre-Shapton, S. T., Meschede, I. P., Seabra, M. C., Futter, C. E. Phagosome maturation during endosome interaction revealed by partial rhodopsin processing in retinal pigment epithelium. Journal of Cell Science. 127, 3852-3861 (2014).
  38. Lakkaraju, A., et al. The cell biology of the retinal pigment epithelium. Progress in Retinal and Eye Research. 78, 100846 (2020).
  39. Escrevente, C., et al. Formation of Lipofuscin-Like Autofluorescent Granules in the Retinal Pigment Epithelium Requires Lysosome Dysfunction. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 62 (9), 39 (2021).
  40. Guha, S., et al. Approaches for detecting lysosomal alkalinization and impaired degradation in fresh and cultured RPE cells: evidence for a role in retinal degenerations. Experimental Eye Research. 126, 68-76 (2014).
  41. Kaemmerer, E., Schutt, F., Krohne, T. U., Holz, F. G., Kopitz, J. Effects of lipid peroxidation-related protein modifications on RPE lysosomal functions and POS phagocytosis. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 48 (3), 1342-1347 (2007).
  42. Bergmann, M., Schütt, F., Holz, F. G., Kopitz, J. Inhibition of the ATP-driven proton pump in RPE lysosomes by the major lipofuscin fluorophore A2-E may contribute to the pathogenesis of age-related macular degeneration. FASEB journal: official publication of the Federation of American Societies for Experimental Biology. 18 (3), 562-564 (2004).
  43. Vives-Bauza, C., et al. The age lipid A2E and mitochondrial dysfunction synergistically impair phagocytosis by retinal pigment epithelial cells. The Journal of Biological Chemistry. 283 (36), 24770-24780 (2008).
  44. Sundelin, S., Wihlmark, U., Nilsson, S. E. G., Brunk, U. T. Lipofuscin accumulation in cultured retinal pigment epithelial cells reduces their phagocytic capacity. Current Eye Research. 17 (8), 851-857 (1998).
  45. Esteve-Rudd, J., Lopes, V. S., Jiang, M., Williams, D. S. In vivo and in vitro monitoring of phagosome maturation in retinal pigment epithelium cells. Advances in Experimental Medicine and Biology. 801, 85-90 (2014).
  46. Law, A. -. L., et al. Annexin A2 regulates phagocytosis of photoreceptor outer segments in the mouse retina. Molecular Biology of the Cell. 20 (17), 3896-3904 (2009).
  47. Sparrow, J. R., Boulton, M. RPE lipofuscin and its role in retinal pathobiology. Experimental Eye Research. 80 (5), 595-606 (2005).
  48. Strunnikova, N. V., et al. Transcriptome analysis and molecular signature of human retinal pigment epithelium. Human Molecular Genetics. 19 (12), 2468-2486 (2010).
  49. Bharti, K., et al. Cell culture models to study retinal pigment epithelium-related pathogenesis in age-related macular degeneration. Experimental Eye Research. 222, 109170 (2022).
  50. Zhang, Q., Presswalla, F., Ali, R. R., Zacks, D. N., Thompson, D. A., Miller, J. M. L. Pharmacologic activation of autophagy without direct mTOR inhibition as a therapeutic strategy for treating dry macular degeneration. Aging. 13 (8), 10866-10890 (2021).
  51. Zhou, J., Jang, Y. P., Kim, S. R., Sparrow, J. R. Complement activation by photooxidation products of A2E, a lipofuscin constituent of the retinal pigment epithelium. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (44), 16182-16187 (2006).
  52. Pan, C., et al. Lipofuscin causes atypical necroptosis through lysosomal membrane permeabilization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 118 (47), e2100122118 (2021).
  53. Saadat, K. A. S. M., et al. Inhibition of autophagy induces retinal pigment epithelial cell damage by the lipofuscin fluorophore A2E. FEBS open bio. 4, 1007-1014 (2014).
  54. Mazzoni, F., Safa, H., Finnemann, S. C. Understanding photoreceptor outer segment phagocytosis: Use and utility of RPE cells in culture. Experimental eye research. , 51-60 (2014).
check_url/65242?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Zhang, Q., Autterson, G., Miller, J. M. L. Improved Lipofuscin Models and Quantification of Outer Segment Phagocytosis Capacity in Highly Polarized Human Retinal Pigment Epithelial Cultures. J. Vis. Exp. (194), e65242, doi:10.3791/65242 (2023).

View Video