Summary
Matrizes de fibrina que contêm factores de crescimento foram utilizados para reter as células estaminais neurais enxertados em locais de completa a transecção da medula espinal. Células enxertadas encheu completamente a cavidade lesão e diferenciado em vários tipos de células neurais, incluindo neurônios que se estenderam axônios em acolhimento medula espinhal através de longas distâncias.
Abstract
Células-tronco neurais (NCCC) pode se auto-renovar e diferenciar em neurônios e células gliais. NSC transplantados pode substituir neurônios perdidos e glia após lesão medular (LM), e podem formar relés funcionais para re-conectar segmentos da medula espinhal acima e abaixo de uma lesão. Estudos anteriores de enxerto de células estaminais neurais têm sido limitados pela sobrevivência do enxerto incompleto no interior da cavidade da lesão da medula espinal. Além disso, o controle de sobrevivência do enxerto de células, diferenciação, e extensão do processo não tinha sido optimizada. Finalmente, em estudos anteriores, NSC de rato em cultura foram tipicamente relatada para se diferenciarem em células da glia, quando enxertado na medula espinal ferida, em vez de neurónios, a menos que o destino foi conduzido para um tipo de célula específico. Para tratar dessas questões, desenvolvemos novos métodos para melhorar a sobrevivência, integração e diferenciação de NSC para os locais de mesmo grave SCI. NSC foram recentemente isoladas de embriões dia 14 de medula espinhal (E14) de um transgênico Fischer 344 linhagem de ratos estável expressando fl verdeproteína uorescent (GFP) e foram incorporados numa matriz de fibrina contendo factores de crescimento; esta formulação destinada a reter as células enxertadas na cavidade lesão e apoiar a sobrevivência da célula. NSC no fator de fibrina / crescimento cocktail foram implantadas duas semanas após torácica nível 3 (T3) completos transecções da medula espinhal, evitando os períodos de pico de inflamação. Enxertos resultantes completamente preenchida a cavidade lesão e diferenciado em ambos os neurônios, que se estenderam axônios para o acolhimento da medula espinhal mais notavelmente longas distâncias, e glia. Enxertos de NSC humanas cultivadas que expressam GFP revelou resultados semelhantes. Assim, os métodos são definidos para melhorar o enxerto de células estaminais neuronais, de sobrevivência e de análise de resultados in vivo.
Introduction
A lesão medular (LM), muitas vezes danos não só tratos da substância branca que levam os sinais de e para o cérebro, mas também a matéria cinzenta central, causando perda segmentar de interneurônios e neurônios motores. A conseqüência da SCI é a perda de ambos função motora e sensorial abaixo da lesão. Infelizmente, o sistema nervoso central adulto (CNS) não regenerar-se espontaneamente, resultando em défices funcionais permanentes 1. Portanto, a reconstrução do adulto ferido medula espinhal e melhoria no motor, sensorial e função autonômica é uma meta importante da pesquisa SCI. Células-tronco neurais (NCCC), seja diretamente isolado do embrionário ou adulto CNS, são células candidatos atraentes para substituir neurônios perdidos e glia. Além disso, estas células têm o potencial para formar novos centros funcionais para restaurar a condução axonal, através de um local de lesão de 2,3.
Até o momento, não houve um esclarecimento detalhado da anatomia, electrophysiological e efeitos comportamentais da formação relé neuronal por NSC transplantadas após grave SCI. Há várias razões para isso: primeiro, NSCs ou tecido transplantado fetal CNS sobreviver mal quando enxertados em grandes cavidades lesão. Estudos anteriores mostram perda de células no início substancial, deixando grandes cavidades vazias lesão cística 4,5. Em alguns estudos, as células enxertadas seria posteriormente dividir e preencher a cavidade lesão 4,5, mas isso pode ocorrer após um atraso de dias ou semanas, e posterior enchimento local da lesão pode não ser completa ou consistente. Em segundo lugar, um sistema de rastreamento eficiente que fornece dados de som na sobrevivência celular, diferenciação / maturação, e conseqüência do transplantado NSCs faltava. A maioria dos estudos iniciais utilizados anterógrada e marcação retrógrada traçar projeções axonais de transplantes 2,3. No entanto, essas técnicas apenas parcialmente e, muitas vezes, as projeções axonais unclearly rotulados decorrentes de células enxertadas e métodos de rastreamento são subjetividadet às interferências provocadas por fugas de corante para além das células implantadas. Outros grupos utilizaram marcadores neuronais humanas específicas para rotular projeções axonal após o transplante de NSCs fetais humanos em roedor feridos medula espinhal 5,6. No entanto, nesses estudos, os xenotransplantes não consistentemente sobreviver bem. Recentemente, a entrega viral do gene GFP repórter foi utilizada para rotular NSC cultivadas 7,8. No entanto, a expressão da GFP foi muitas vezes inconsistentes e pode ser regulada para baixo 7. Recentemente, a utilização de ratinhos transgénicos ou ratos doadores de forma estável que expressam o gene repórter, GFP, ou a fosfatase alcalina da placenta humana, melhorou dramaticamente o rastreamento de transplantadas células estaminais neurais / progenitoras in vivo 9,11. Em terceiro lugar, muitos estudos indicam que, in vitro NSC rato cultivados derivados a partir de qualquer embrionário ou SNC adulto exclusivamente diferenciar em linhagens gliais quando transplantadas para o meio do adulto intacta ou lesada cor espinald 7,12,13, apesar do facto de essas células estaminais neurais são capazes de se diferenciar em ambos os neurónios e células da glia in vitro, indicando que os ambientes locais podem ditar o destino das células estaminais. Alternativamente, NSC cultivadas, especialmente os derivados de SNC adulto, pode ter propriedades defaulty intrínseca de se diferenciar em linhagens da glia in vivo 13.
Por causa das limitações discutidas acima, o nosso grupo desenvolveu recentemente um novo protocolo para melhorar embrionário rastreamento NSC, sobrevivência e diferenciação / maturação no adulto medula espinhal gravemente ferido. Resumidamente, começamos com um transgênico linha Fischer 344 consanguinidade rato estável expressando um gene repórter GFP que sustenta expressão GFP após o transplante in vivo 14. Em seguida, utilizamos NSCs recém-isoladas de dia embrionário 14 Fischer 344 medula espinhal, um estágio de desenvolvimento que mantém o potencial de gerar neurônios e células gliais. Finalmente, incorporadoNSC recém-dissociada em uma matriz de fibrina contendo fatores de crescimento 15-17 para reter as células e uniformemente distribuí-los dentro de uma grande cavidade da lesão, com o objetivo de apoiar a sobrevivência das células do enxerto, diferenciação e integração. Os enxertos foram colocados em locais de T3 transecção completa, duas semanas após a lesão medular. Estas células enxertadas preenchido de forma consistente locais transecção completa e diferenciada em neurônios abundantes que estenderam um grande número de axônios em acolhimento medula espinhal através de longas distâncias 18. Resultados semelhantes foram obtidos com enxertos de células-tronco neurais humanas cultivadas para imunodeficientes ratos 18.
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Protocol
Todos os protocolos de animais são aprovados pela VA-San Diego Institutional Animal Care e do Comitê Use (IACUC). Diretrizes do NIH para cuidados com animais de laboratório e segurança sejam rigorosamente seguidas. Os animais têm livre acesso a comida e água ao longo do estudo e são tratados de forma adequada para minimizar a dor eo desconforto.
1. Preparação de Fibrina componentes contendo Fator de Crescimento Cocktails
- Dissolver 25 mg de fibrinogênio rato em 0,5 ml de PBS para obter / ml 2x solução estoque de 50 mg (ver tabela de materiais). O fibrinogénio é difícil de dissolver e deve ser colocado numa incubadora a 37 ° C ou banho de água e agitou-se a cada 5-10 min durante 1-2 horas.
- Dissolver 100 trombina rato ONU em 2 ml de 10 mM estéril CaCl2 obter 50 U ml de solução / 2x.
- Dissolve-se os factores de crescimento em PBS a concentrações que se seguem para se obter uma solução de 100 ul de estoque de 1 mg / ml: BDNF; NT-3 (concentração estoque elevado como infusão intratecal in vivo
- Dissolve-se 25 mg de MDL28170 (inibidor da calpaína) em 1,3 mL de DMSO para se obter uma solução estoque de 50 mM de DMSO e, em seguida, dilua 50 vezes em PBS para obter a solução estoque 1 mM.
- Misturar 100 ml de cada componente do factor de crescimento e de 100 ul de MDL28170 (solução de reserva 1 mM) para produzir 1,000 ul solução de factor de crescimento de cocktail (Figura 1).
- Misturar 500 mL de solução stock de fibrinogénio 2x com 500 ul de coquetel de factor de crescimento para se obter uma solução a 25 mg / ml de fibrinogénio contendo os factores de crescimento de trabalho e alíquota em 10 ou 20 ul de armazenamento a -70 ° C. A solução é estável durante até 12 meses a -70 ° C.
- Do mesmo modo, misturar 500 ul de trombina solução estoque 2x com 500 ul de factor de crescimento de coquetel para obter a solução de trabalho de 25 U / ml de trombina, contendo factores de crescimento e alíquota em volumes de 10 ul ou 20 semelhantes, para armazenamento de umt -70 ° C durante até 12 meses.
- No dia do enxerto, colocar cocktails fibrinogénio e do factor de crescimento contendo trombina em gelo até misturados com as células.
2. T3 Spinal Cord transecção
- Anestesiar fêmea adulta Fischer 344 ratos ou ratos pelados atímicos usando métodos aceitáveis. Os assuntos são profundamente anestesiado, quando a capacidade de resposta à cauda e pata pitada estão completamente ausentes. Nota: normalmente usam 150-200 g ratos Fischer ou 180-220 g ratos atímicos, e um cocktail de anestesia (2 ml / kg) de cetamina (25 mg / ml), xilazina (1,3 mg / mL) e acepromazina (0,25 mg / ml).
- Aplicar pomada para evitar ressecamento ou lesão de olhos, enquanto os animais estão sob anestesia.
- Raspar a área torácica superior e limpar a pele com Betadine.
- Cortar a pele eo músculo usando # 15 blade, expor T3 vértebra usando um afastador cirúrgico e realizar uma laminectomia em T3 vértebra para expor T3 / 4 medula espinhal usando um rongeur.
- Faça um longitudinal incisão na linha média na dura de aproximadamente 2 mm de comprimento utilizando uma lâmina de # 11.
- Coloque Iridectomia tesoura debaixo da dura para cortar toda a medula espinhal lateral direito. Faça outro corte no mesmo lado 1,5 milímetros mais cadually.
- Aspirar o tecido da medula espinal entre os dois segmentos de corte com um romba 23 L agulha conectada a vácuo intensidade moderada. Use a verificação visual para garantir a transecção completa ventral e lateralmente. Isto irá completar a hemissecção lateral.
- Para estender a lesão a um transecção da medula espinhal de largura total, coloque incisões espelho no hemicord esquerda. Tente deixar a dura intacto, diferente do primeiro corte, para manter a matriz de enxerto / fibrina firme no local da lesão, quando enxertados duas semanas depois.
- Suturar o músculo, aplique pó antibiótico e grampo da pele.
- Injetar de Ringer com lactato (3 ml), Bannamine (2,5-5 mg / kg) e Ampicilina (80-100 mg / kg) (ver tabela de Materiais), imediatamente após a cirurgia e mairatos ntain em uma incubadora quente até termorregulação é re-estabelecida.
- Esvazie a bexiga e injetar a solução de Ringer e Ampicilina duas vezes por dia por cerca de duas semanas, até o estabelecimento de bexiga reflexo esvaziamento (Figura 1B).
3. Preparação de Freshly Dissociated dia embrionário 14 Medula Espinhal Neural Stem Cells
- Obter consanguinidade transgênicos GFP ratos F344 (F344-Tg (UBC-EGFP) F455Rrrc) de rato de Recursos e Centro de Pesquisa da Universidade de Missouri.
- Injectar 40 ug des-Gli 10, [D-Ala 6]-Leuteinizing Hormone Releasing Hormone etilamida (LHRH) diluído em PBS a uma concentração de 200 ug / ml, por via intraperitoneal (IP) por rato fêmea madura (8 semanas ou mais), após 2 -3 hr luz indução para a sincronização da colheita de embriões.
- Companheiro com um maduro GFP overnight rato macho homozigoto ou heterozigoto 4 dias após a injecção.
- Coletar embriões nos dias pós-coito 13,5-14,5(Pc) em tampão HBSS frio, examinar a expressão GFP sob um "NightSea" lanterna e filtro óculos (BLS1 - BlueStar Lanterna e filtro barreira Modelo VG1) ou um microscópio fluorescente.
- Dissecar medula espinhal em condições assépticas de cada feto GFP-positivo e remover sobrejacentes meninges e gânglios espinhais anexado com uma tesoura Iridectomia e joalheiros pinça fina.
- Recolha as medulas espinhais dissecadas em 2 ml de tampão HBSS frio em um tubo de 15 ml cornical e manter em gelo.
- Siga referência n º 20 dissociar medulas espinhais dissecados:
- Resumidamente, adicionar 2 ml de 0,25% de tripsina-EDTA para o tubo contendo medulas dissecadas (vários cordões pode ser digerido em conjunto, um cabo pode gerar células suficientes para enxerto de um sujeito) e digestão a 37 ° C durante 10-12 min.
- Parar a reacção de tripsina por adição de 10 ml de DMEM contendo FBS a 10% para o tubo centrifugador e o tecido a 2500 rpm durante 2 min.
- Ressuspender o tecido em 2 ml de meio neurobasal containing 2% B27, e triturar o tecido da medula espinhal usando progressivamente menores pipetas Pasteur polido-fogo.
- Centrifugar as células a 2.500 rpm durante 2 min, ressuspender em 2 ml de meio neurobasal contendo B27, e as células do filtro com um filtro de 40 um filtro de células.
- Contar as células com um hemocitómetro e as células dividem igualmente em dois tubos Eppendorf.
- Centrifugar as células e remover completamente o sobrenadante (1-2 min são obrigados a retirar todo o sobrenadante com uma ponta de baixo vácuo) para que os coquetéis de fatores de crescimento não será diluída pela sobrenadante remanescente após célula re-suspensão.
- Ressuspender cada metade das células, em que o fibrinogénio ou a solução de trabalho de trombina contendo factores de crescimento, respectivamente, a uma concentração de 250.000 células / mL (contagens da pelota celular durante cerca de ⅓ volume final) e colocá-los em gelo antes do transplante (Figura 1A). Note-se que o fibrinogénio pode gel espontaneamente quando misturado com celulars antes de combinar com trombina no local da lesão / enxerto; para evitar a gelificação prematura, misture pilhas em fibrinogênio imediatamente antes de enxerto de células in vivo.
4. Transplantation
- Reexpose a lesionada T3 / 4 medula espinal de duas semanas após a transecção da medula espinal.
- 5 fibrinogénio células ul e 5 ul de trombina células pode ser injectado directamente nove pontos do local da lesão, através de tecido da cicatriz e selado dura intacta, sem re-abertura do local da lesão.
- Use uma agulha de 27 G para criar 9 buracos na superfície do tecido da cicatriz e dura intacta 1-2 semanas após lesão: 3 no centro (uma no ponto médio e duas em laterais, e espaçadas 0,5 milímetros de intervalo) e 3 em ambos rostral e 3 na interface de caudal (cerca de 0,5 mm rostral caudal ou para o centro da lesão).
- Em seguida, metade do volume de injectar a solução da célula de fibrinogénio em três pontos centrais do local da lesão e um quarto do volume em três pontos da interface rostral e aqvolume de uarter em três pontos da interface do caudal.
- Em seguida, injetar imediatamente células throbmbin nos mesmos pontos. A mistura de células de fibrinogénio e de trombina de células dentro do local da lesão irá formar um gel de fibrina para manter as células no local da lesão e os cocktails de factor de crescimento que suporta a sobrevivência de células. As células são injectadas usando pipetas de vidro puxado ligados a um Picospritzer (Geral válvula, Inc.).
- Transplant cultivadas NSC humanos 21 no mesmo procedimento descrito acima, e utilizam de fibrina e do factor de crescimento cocktails feitos a partir de reagentes humanos.
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Representative Results
Rotulagem imuno GFP demonstra que NSC rato enxertado ressuspensas em tampão fosfato salino (PBS) (falta de uma matriz de fibrina e os factores de crescimento) sobreviveram mal no local transecção T3, apenas inerente à margem da lesão / hospedeiro e deixando a maior parte do local da lesão, sem vazios As células enxertadas (Figura 2A). A sobrevivência de NSC melhorada quando co-enxertados com matrizes de fibrina por si só, mas o enxerto não encher completamente uma cavidade grande lesão (dados não mostrados). Portanto, temos incorporado NSC em matrizes de fibrina contendo cocktails fator de crescimento para melhorar a sua sobrevivência, enchendo de grandes cavidades de lesão e diferenciação em neurônios e células gliais após transecção da medula espinhal 15-17. Os enxertos de ambos os ratos ou humanos NSC consistentemente e encher completamente a cavidade de lesão quando avaliados sete semanas após o enxerto 18 (Figuras 2B-C).
Foi realizado um estudo claro tempo para examinar cedoa sobrevivência e o enchimento da cavidade da lesão após o enxerto de NSC incorporados em matrizes de fibrina com um cocktail de factores de crescimento. A análise histológica revelou que expressam GFP NSC sobreviveu bem 24 horas após o transplante (Figura 3A-B). O NSC enxertado gradualmente tornou-se mais denso ao longo do tempo para preencher completamente a cavidade lesão seccionado na primeira semana após o transplante, provavelmente, devido à proliferação de 21 (Figuras 3C-H). Além disso, enxertado NSC bem integrado na interface série / lesão e pareceu reduzir as regiões de imunorreactividade a GFAP, nas margens da cavidade da lesão (Figura 3).
Uma porção de NSC enxertados diferenciadas em NeuN expressam neurónios sete semanas após o transplante (Figuras 4A-B). Além disso, os neurônios da medula espinhal derivadas de enxerto estendido um grande número de axônios para o acolhimento da medula espinhal em ambos os sentidos rostral e caudal em longas distâncias 18 < / Sup> (Figura 4C). Axônios derivados enxertadas estendido rostral e caudalmente através tanto matéria branca e cinzenta no hospedeiro medula espinhal (Figuras 4D-E).
Figura 1. Experimental esquemática e Linha do Tempo. A) Desenho esquemático adaptado de Popovich 22 (Cell, 2012) ilustra o transplante de células-tronco neurais com gel de fibrina contendo fator de crescimento cocktail em medula espinhal totalmente seccionado. B) linha do tempo Experimental. Análises comportamentais e electriophysiological pode ser realizada após o enxerto de células e antes da perfusão. O tempo de sobrevivência dos indivíduos pode ser variável. Clique aqui para ver maior figura .
.. Figura 2 Sobrevivência e enchimento de Neural Stem Enxertos de célula no T3 Sites transecção completa GFP e GFAP fluorescente imunomarcação em seções horizontais demonstra (A) menor sobrevida de ratos E14 NSC (verde) re-suspensas em PBS sem fatores de crescimento e matriz de fibrina; BC) Excelente sobrevivência e completo preenchimento da cavidade lesão quando (B) ou de rato (C) NSC humanos foram incorporados em matrizes de fibrina que contêm cocktails de factor de crescimento. Celular foram enxertados em sites de transecção T3 para 7 semanas. Barra de escala, 310 mM. Clique aqui para ver maior figura .
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Figura 3. Graft Survival em pontos no início do Tempo. AB) GFP e GFAP dupla imunomarcação show de sobrevivência e distribuição de NSC de ratos enxertadas no site transecção, um dia após a implantação de uma matriz de fibrina. Área de box em A é mostrada em maior ampliação no painel B. CD) a sobrevivência celular e distribuição também é evidente no Dia 2 e Dia (EF) 3 pós-enxertia. GH) por 7 dias, as células preencher local da lesão e são mais densos. Barra de escala: A, C, E, G, 300 mm; B, D, F, H, 62 mM. Clique aqui para ver maior figura .
Figura 4. Diferenciação e conseqüência da Neural SteEnxertos m de célula no T3 transecção completa do site. AB) GFP e rotulagem NeuN confirmar extensa diferenciação neuronal / maturação de ratos enxertada células-tronco neurais sete semanas após a enxertia. C) e GFP NeuN imunomarcação revela que os enxertos de células-tronco neurais GFP-expressando estender um grande número de axônios para o acolhimento da medula espinhal e rostral caudal ao site transecção (caudal mostrado), duas semanas após a enxertia. DE) Maior aumento das áreas em caixas de painel C mostram que extensas regiões do hospedeiro medula espinhal contêm projeções axonais derivados do enxerto, tanto matéria branca e cinzenta. Barra de escala: AB, 62 mM; C, 700 mM; DE, 62 mM. Clique aqui para ver maior figura .
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Discussion
Um dos principais obstáculos para o transplante de NSC na lesão medular é pobre sobrevivência no centro da lesão. Quaisquer lacunas ou cavidades no local da lesão pode potencialmente reduzir ou enfraquecer a formação de relés neuronais funcionais entre axônios supraespinhais e separados segmentos da medula espinhal abaixo da lesão. Além disso, a baixa sobrevivência de NSCs enxertadas pode afectar a sua integração com o tecido hospedeiro, e, portanto, reduzir a conectividade dos neurônios enxertadas com neurônios de acolhimento. Potenciais mecanismos para explicar a perda de células incluem o ambiente citotóxico criado pelo SCI agudo, degeneração secundária do hospedeiro medula espinhal, e a vascularização insuficiente da região feridas 4.
A fibrina tem sido utilizada para proporcionar células, drogas e factores de crescimento em vários modelos experimentais e aplicações clínicas, uma vez que podem reter as células e as moléculas, quando se torna polimerizada 23. Um estudo anterior demonstrou que o selante de fibrina humanapode servir como uma biomatriz para aumentar a regeneração axonal no subtotally seccionado medula espinal, sem provocar efeitos adversos detectáveis 24. Nós utilizado anteriormente matrizes de fibrina para incorporar medula óssea células estromais para transplante na medula espinhal crônica ferido 17. Células enxertadas sobreviveram bem no local da lesão crônica e bem integrado com o anfitrião medula espinhal parênquima 17. Por isso, ampliamos o uso de fibrina para incorporar NSC para transplante em grandes locais de lesão aberta na medula espinhal seccionada. Embora a sobrevivência do NSC enxertadas melhorado com fibrina, a sobrevivência do NSC enxertadas permaneceram um pouco variável e enxertada NSCs raramente completamente preenchido grande cavidade lesão.
Por isso, acrescentou um coquetel de fatores de crescimento, em um esforço para aumentar a sobrevivência e proliferação de NSC em local da lesão. Os factores de crescimento têm sido demonstrado em vários estudos para apoiar NSC in vitro 25. While a adição de fatores de crescimento para culturas de NSC pode mudar seu destino, nós não detectar qualitativamente aparente mudança na densidade neuronal quando cocktails fator de crescimento adicionado ao enxerto em comparação com aqueles enxerto parcialmente sobreviveu sem fatores de crescimento. Uma análise mais detalhada é necessária antes de podermos apreciar com certeza a influência de cocktails de fatores de crescimento sobre o destino da célula. Durante o desenvolvimento neural normal, a sobrevivência e crescimento de neurónios dependem de factores neurotróficos, que muitas vezes são divulgados pela guia de tecido alvo crescimento axonal e, em alguns casos, influenciar a sobrevivência neuronal 26.
Semelhantes, mas mais simples do factor de crescimento cocktails têm sido utilizados por outros grupos para aumentar a sobrevivência e diferenciação de NSC tanto in vitro como in vivo 15,16. Esses esforços geralmente resultou em menos extensa do que a sobrevivência NSC abordagem múltipla fator que adotamos. Um próximo passo essencial nesse desenvolvimentoesforço é para diminuir a lista de fatores de crescimento no cocktail que são essenciais para apoiar NSC sobrevivência, um esforço que está em andamento. É inteiramente possível que um número mais limitado de fatores de crescimento apoiará graus iguais de sobrevida do enxerto, uma descoberta que iria simplificar esta abordagem experimental e sua tradução potencial para estudos em humanos.
Em adição à utilização de matrizes de fibrina e cocktails de factor de crescimento, o sucesso da enxertia in vivo para o local da lesão grave pode depender de factores mecânicos no local da lesão. Fazemos todos os esforços para manter a integridade da membrana dural extremamente fina que recobre o roedor medula espinhal após lesões e enxertia, em um esforço para reter mecanicamente células enxertadas no local da lesão. Assim, fazemos esforços cuidadosos e diligentes para otimizar o enchimento da célula consistente do local da lesão. Sem esses esforços múltiplos, enchimento enxerto está incompleto. Estas técnicas requerem extensa práticoce.
Na tentativa de ensinar essa técnica para os outros, nós identificamos alguns desafios. Se as células são injectadas no hospedeiro medula espinal, em vez da cavidade da lesão, em seguida, as células podem diferenciar-se em células gliais preferencialmente. Neste caso, o número de axónios emergentes é grandemente reduzida. Se um grande cuidado e diligência não são feitos para preencher a cavidade lesão usando as várias técnicas e abordagens descritas nos parágrafos anteriores, a sobrevivência da célula é menos consistente e respostas biológicas, incluindo axônio conseqüência, são limitadas. Assim, é essencial para se dedicar um tempo considerável, diligência e técnica meticulosa para usar com sucesso destes métodos. Uma vez que as técnicas são adquiridos, os resultados são altamente consistentes de animal para animal, obtendo-se a capacidade para estudar as propriedades biológicas notáveis destes NSC em locais de lesão do sistema nervoso central.
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Disclosures
Não temos nada a divulgar.
Acknowledgments
Agradecemos ao Resource Rat e Centro de Pesquisa da Universidade de Missouri, Columbia, Missouri, para a prestação de ratos GFP; Neuralstem Inc. para fornecer células-tronco neurais. Este trabalho foi apoiado pela Administração dos Veteranos, NIH (NS09881), da Organização de Pesquisa Spinal canadense, a Fundação Craig H. Nielsen, eo Bernard e Anne Spitzer Charitable Trust.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Fibrinogen (rat) | Sigma | F6755-25MG | 2 hr at 37 °C to dissovle Stock Concentration: 50 mg/ml Final Concentration: 25 mg/ml |
| Thrombin (rat) | Sigma | T5772-100UN | Dissovle in 10 mM CaCl2 Stock Concentration: 50 U/ml Final Concentration: 25 mg/ml |
| bFGF (human) | Sigma | F0291 (25 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| EGF (murine) | Sigma | E1257 (0.1 mg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| BDNF (human) | Peprotech | 452-02 (1 mg) | Stock Concentration: 1,000 ng/μl Final Concentration: 50 ng/μl |
| NT-3 (human) | Peprotech | 452-03 (1 mg) | Stock Concentration: 1,000 ng/μl Final Concentration: 50 ng/μl |
| GDNF (rat) | Sigma | G1401 (10 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| IGF-1 (mouse) | Sigma | I8779 (50 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| aFGF (human) | Sigma | F5542 (25 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| PDGF-AA (human) | Sigma | P3076 (10 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| HGF (human) | Sigma | H9661 (5 μg) | Stock Concentration: 200 ng/μl Final Concentration: 10 ng/μl |
| MDL28170 | Sigma | M6690 (25 mg) | Stock in DMSO Stock Concentration: 1 mM Final Concentration: 50 μM |
| PBS | Millipore | BSS-1005-B | Stock Concentration: 1x Final Concentration: 1x |
| DMSO | Sigma | D2650 | |
| Ketamine | Putney | 26637-411-01 | 40-80 mg/kg Stock Concentration: 100 mg/ml Final Concentration: 25 mg/ml |
| Xylazine | Lloyd | 0410, | 2.5-8 mg/ml Stock Concentration: 100 mg/ml Final Concentration: 5.8 mg/ml |
| Acepromazine | Butler | 003845 | 0.5-4 mg/ml Stock Concentration: 10 mg/ml Final Concentration: 0.25 mg/ml |
| Betadine | Healthpets | BET16OZ | |
| Ringers | Abbott | 04860-04-10 | 2-3 ml/inj |
| Banamine | Schering-Plough | 0061-0851-03 | 2.5-5 mg/kg Stock Concentration: 50 mg/ml Final Concentration: 0.5 mg/ml |
| Ampicillin | Sandoz | 0781-3404-85 | 80-100 mg/kg Final Concentration: 50 mg/ml |
| LH-RH | Sigma | L4513 | 200 μg/kg Final Concentration: 200 μg/ml |
| HBSS | Gibco | 14175-096 | |
| Trypsin | Gibco | 25200056 | Stock Concentration: 0.25 % Final Concentration: 0.125 % |
| DMEM | Gibco | 11995073 | |
| FBS | Gibco | 16000044 | Stock Concentration: 100 % Final Concentration: 10 % |
| Neurobasal Medium | Gibco | 21103049 | |
| B27 | Gibco | 17504044 | Stock Concentration: 100x Final Concentration: 1x |
| Note, use human reagents for grafts of human NSCs | |||
References
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