Summary
Det här protokollet beskriver ett effektivt sätt att övervaka cell Persistens och biodistribution mänskliga adipose-derived mesenkymala stamceller (haMSCs) genom mån fluorescens märkning i en råtta knä artros (KOA) modell via intraartikulär (IA) injektion.
Abstract
För att stödja den kliniska tillämpningen av mänskliga adipose-derived mesenkymala stamceller (haMSC) terapi för knä artros (KOA), undersökte vi effekten av cell Persistens och biodistribution av haMSCs i djurmodeller. Vi visade en metod för att märka cellmembranet av haMSCs med lipofila fluorescerande färgämne. Intraartikulär injektion av märkta celler hos råttor med kirurgiskt inducerad KOA övervakades därefter dynamiskt av en in-vivo imaging system. Vi anställt den lipofila carbocyanines gjorde (DilC18 (5)), en mån fluorescerande Dil (dialkylcarbocyanines)-analog, som utnyttjade en röd laser för att undvika excitation av den naturliga gröna autofluorescens från omgivande vävnader. Dessutom röd-skiftat utsläpp spektra av tillåtna djup vävnad imaging i levande djur och märkning förfarandet orsakade inga cytotoxiska effekter eller funktionella skador på haMSCs. Denna strategi har visat sig vara en effektiv uppföljningsmetod för haMSCs i en råtta KOA modell. Tillämpningen av denna metod kan också användas för att fastställa optimalt administrationssätt och dosering av MSCs från andra källor i prekliniska studier.
Introduction
Knä artros (KOA) är en degenerativ sjukdom som följd av ledbrosk förlust och progressiv inflammation, vilket har blivit en stor kronisk sjukdom hos äldre runt om världen1. Nuvarande behandlingar med antiinflammatoriska läkemedel, fysiska kosttillskott och kirurgiska ingrepp kan dock bara ge tillfällig lättnad för symtomatisk smärta2.
Adipose-derived mesenkymala stamceller från mänskliga (haMSCs) har blivit ett lovande regenerativ botemedel mot knä artros, på grund av deras potential för brosk regenerering och immunmodulerande egenskaper3, multipotenta differentiering 4. Jämfört med farmakologisk rutter att undersöka mekanismer för åtgärder i vivo, är spåra levande haMSCs i små KOA djurmodeller för närvarande lärorikt att fastställa grunden för och genomförbarheten av haMSC behandling före klinisk tillämpning. För preklinisk testning, destabiliserar mediala meniscectomy (MM) den mekaniska belastningen av leden att inducera KOA hos råttor, vilket ger en relativt genomförbar modell med konsekvent reproducerbarhet5. Uppkomsten av KOA induceras av MM är tidigare än Främre korsband transection enskilt eller i kombination med partiell medial meniscectomy6. Långsiktig samverkan mellan injicerade haMSCs med den patologiska mikromiljö av KOA bedöms därför ofta i råttor inducerade av MM7,8.
Även om den terapeutiska effekten av haMSCs varit utförligt rapporterade, relevant kunskap på är i vivo ihållande implanterade haMSCs via intraartikulär (IA) injektion knappa9,10. Därför har olika cellulära märkning metoder utarbetats, inklusive immunohistology11, luciferas12, grönt fluorescerande protein13 transfection, järnoxid märkning för magnetisk resonanstomografi (MRT)14 , och många fluorescerande cell färgämnen8,15,16. I vivo noninvasiv imaging jämfört med arbetsintensiva histologi analyser, och sysselsätter optiska enheter att upptäcka realtid distribution och dynamiken i celler märkta med fluorescerande signaler10,17. För funktionella levande cell imaging är cytocompatible fluorescerande märkning en sofistikerad radioaktiva-free tracking teknik att avslöja cellulära aktiviteter efter stamceller transplantation18. Dessutom besitter multicolor fluorescerande fettlösliga färgämnen fördelar jämfört med amino-reaktivt hydrofil färgämnen eller fluorescerande proteiner, inklusive förbättrad cell permeabilitet och förbättrad fluorescens quantum avkastning19.
Således de protokoll som ingår här använder en röd laser för att excitera celler märkta med lipofila carbocyanines gjorde (DilC18(5)), som är en mån fluorescerande Dil (dialkylcarbocyanines) analog20. Röd-skiftat excitation och utsläpp spektra av undviker autofluorescent störningar och tillåter djup-vävnad imaging över en lång tidsperiod i levande djur8. Denna metod för spårning celler i vivo märkt med gjorde är giltig för övervakning transplanterade stamceller, som haMSCs, i djurmodeller, vilket är viktigt att förstå och förbättra nuvarande regenerativ terapi med stamceller.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
förfaranden som omfattar animaliska ämnen godkändes av lokala institutionella djur vård och etiska kommittén, med ett försök att minimera djurens lidande. Följande protokoll godkändes av den institutionella djur vård och användning kommittén (IACUC) på Shanghai nionde personer ’ s sjukhus anslutna till Shanghai JiaoTong University School of Medicine med protokoll nummer [2017] 063.
1. inrättandet av en Surgically-Induced råtta knä artros modell
- för detta kirurgiska ingrepp, användning 8-12 vecka gammal Sprague Dawley (SD) hanråttor med en kroppsvikt mellan 250 och 300 g.
- Söva djuren med 40 mg/kg Tiletamin och 40 mg/kg zolazepam via intramuskulär injektion.
- Placera djuret i en vänster sidoläge på en uppvärmd scen. Raka höger knä grundligt med en rakhyvel. Desinficera det kirurgiska området med 10% providone-jodlösning följt av 70% etanol, upprepa två gånger och sedan måla med 10% providone-jodlösning och täcka det icke-kirurgiska området med en kirurgisk pad.
- Med en kirurgisk skalpell görs en 2 cm snitt sidled längs den knäskålssenan att exponera jointcapsules.
- Använda en kirurgisk skalpell för att transekt den mediala säkerheter ligamentet. Återspegla menisken mot lårbenet.
- Droppa steril 0,9% natriumkloridlösning på ytan av ledbrosk under operationen som förhindrar uttorkning av brosket.
- Ta den mediala menisken med pincett och skära igenom menisken på sin smalaste punkt från den tibial fastsättning med en skalpell ( figur 1A). Undvik skadade brosk.
- Stäng ledkapseln med en 4-0 resorberbar sutur.
- Övervaka kirurgiska råttorna tills de återfår medvetandet.
- Injicera 20 mg/kg gentamicin för att förhindra infektion och 0,05 mg/kg buprenorfin genom en intramuskulär att lindra smärta efter operation.
- Upprätthålla råttorna i en temperatur-kontrollerad djuranläggningen under en 12 h ljus/mörk cykel för 3-8 veckor till debut KOA. Djur fortsätter att få smärtstillande medicin, inklusive men inte begränsat till buprenorfin (0,05 mg/kg, i.m.) och Gentamicin (20 mg/kg, i.m.), om smärtsymptom kvarstår.
2. Histologi bedömning av råtta KOA modell
- offra råttorna med överdriven CO 2 inandning (Lägg till en fyllning hastighet av ungefär 30% av volymen per minut med koldioxid i befintliga luften i kammaren för att göra den animaliska medvetslöshet inom 2-3 min. upprätthålla CO2 flöde för minst 1 min efter andning upphör.) vid angivna tidpunkter (representant resultaten redovisas vid 8 veckor av KOA induktion alltifrån 3 till 8 veckor) efter den kirurgi.
- dissekera hud och muskel runt knäleder och skära av knäleder med en skalpell.
- Fixa knäleder i 4% PARAFORMALDEHYD (PFA) i 3 dagar i rumstemperatur. Efteråt, om avkalkning proverna i 20% etylendiamintetraättiksyrans dinatriumsalt (EDTA) för ca 4 veckor vid 4 ° C, och ändra EDTA efter 3 dagar.
Försiktighet: PARAFORMALDEHYD är giftigt, bära lämplig personlig skyddsutrustning (PPE), såsom handskar och glasögon. - Torkar ut de prover som använder en automatisk vävnadsprocessor. Ställa in menyn för att starta en flush cykel enligt följande: 70% etanol för 1 h; sedan 80% etanol och 95% etanol för 1 h respektive; följt av 2 cykler av 100% etanol för 1 h; därefter xylen två gånger för 1 h varje gång och paraffin 3 gånger vid 58 ° C för 1 h varje gång.
Försiktighet: Xylen är giftig, så bära lämplig personlig skyddsutrustning, såsom handskar och glasögon.
Obs: Använd eventuellt Coplin burkar för manuell uttorkning med samma upplägg som den automatiska vävnadsprocessor. - Placera den mediala aspekten av intakt gemensamma ansiktet nedåt och bädda in det i blocket paraffin med vävnad bäddas in in i centrera.
Obs: Du kan också använda pincett att bädda in proverna i paraffin blocket manuellt. - Börjar skära 5 µm sagittal sektioner från den mediala marginalen av gemensamt för 30 µm mellanrum med 2 seriella sektioner av rotationsmikrotom.
- Montera sektioner på glasskivor och deparaffinize bilder i xylen. Mellan de 2 seriella avsnitten, färga en bild med Hematoxylin & Eosin (H & E) färgning: 0,1% Hematoxylin för 15 min, 1% ättiksyra för 10 s och 0,5% Eosin i 10 min. Och fläckar i andra bilden med Safranin O snabb grön färgning: 0,1% Hematoxylin för 15 min, 0,02% snabbt grönt för 3 min, 1% ättiksyra för 10 s och 0,1% Safranin O för 3 min.
Försiktighet: Xylen är giftigt, bära lämplig personlig skyddsutrustning såsom handskar, glasögon. - Poäng färgade glasen med artros Research Society International (OARSI) histopatologisk bedömning System i råttor 6.
3. Märkning av mänsklig mesenkymala stamceller med den fluorescerande färgämne gjorde
- förbereda gjorde cell-märkning lösningen i 100% etanol vid en koncentration på 1 mM. Skydda den cell-märkning lösningen från ljus och förvara det i rumstemperatur upp till 6 månader.
- Växer haMSCs med standard cell kultur förfaranden i Dulbecco ' s modified Eagle ' s medium (DMEM) kompletteras med 1% penicillin och streptomycin och 10% fetalt kalvserum (FCS) i en petriskål med 10 cm.
- Lossa haMSCs med 2 mL 0,25% trypsin med 1 mM EDTA före cirka 80% sammanflödet.
- Neutralisera trypsin med 4 mL odlingsmedium och snurra cellerna vid 800 x g i 3 min i rumstemperatur.
- Avbryta cellerna med en täthet på 1 x 10 6 celler/mL i 5 mL serumfritt odlingsmedium.
- Etikett cellerna genom att lägga till 50 µL gjorde cell-märkning lösning i 5 mL serumfritt odlingsmedium vid 37 ° C i 50 min.
- Snurra de märkta cellerna vid 800 x g i 3 min.
- Tvätta cellerna två gånger med 5 mL fosfat buffert saltlösning (PBS) vid 800 x g i 3 min varje.
- Kolla den märkta haMSCs med fluorescerande Mikroskop med en Cy5 filter.
- Räkna cellerna med trypan blå färgning och få 2,5 x 10 6 viabla celler i 100 µL PBS injektionsvätska.
4. In Vivo Fluorescerande Imaging spår haMSCs
- åtta veckor efter operationen (steg 1), söva KOA råttorna genom intramuskulär injektion av 25 mg/kg Tiletamin och 25 mg/kg zolazepam.
- Raka höger knä grundligt med en rakhyvel att exponera det gemensamma området. Desinficera det gemensamma området med 70% etanol.
- Med hjälp av en nål 26 G spruta, injicera 2,5 x 10 6 märkt celler upphängd i 100 µL PBS i mitten av området triangel som bildas av den mediala sidan av patellar ligament, mediala femorala condyle och den mediala tibia condyle ( figur 1B).
- Öppna avbildningsprogrammet och initiera i vivo Mareld imaging system.
- Position råttor i liggande position i centrala scenen av bildgivande systemet och stänger dörren till kammaren.
- Kolla den " fluorescerande " kryssrutan och välj fluorescerande filter uppsättningar av 640 nm för magnetisering och 680 nm för utsläpp ( figur 2A).
- Välj synfält till D. Ställ in pixel binning till medium (8), F/Stop 2 och exponering tid till auto. Upprätthålla den optimala exponeringstid konsekvent att få jämförbara resultat över hela studien ( figur 2A).
- Ta bort djuret från scenen och monitor för återhämtning från anestesi.
Obs: Plats djur på en värmedyna täckt med 2-3 lager av toweling. - Välja enheter av strålande effektivitet för mätning av fluorescens ( figur 2B). Välj regioner av intresse (ROI) för analys och kvantifiera fluorescerande signaler från varje bild ( figur 2 c).
- Upprepa proceduren i vivo Imaging för varje råtta sekventiellt att studera haMSCs längsgående retention i leden.
Obs: Vi föreslår imaging djuren ' fluorescerande signaler i vivo imaging system en gång varannan dag den första veckan efter injektionen och en gång i veckan tills signalen inte kan identifieras.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
För att förmå KOA modell, utfördes MM i högra knäleden SD råttor (figur 3). Åtta veckor efter operationen, råttor offrades och avsnitten följetong av knäleder utvärderades med båda H & E och Safranin O snabb grön färgning (figur 4). För H & E färgning, ytan av ledbrosk uppvisade grövre gränser i kirurgi knäna än normala leden utan kirurgi. För Safranin-O/Fast grön färgning, vi observerat minskad proteoglykan (röda färgning) och ökade fibrillated kollagen (grön färgning) i gemensamma kirurgi jämfört med det normala, som visade utvecklingen av degenerativa KOA fenotyper induceras av kirurgi. För att likna progressionen av mänskliga KOA, offrades råttor på 3 veckor, 6 veckor och 8 veckor efter MM att bedöma patogenes och bestämma tidpunkten för terapeutiska interventioner.
Märkt haMSCs var visualiserat i KOA råtta modell av en optisk i vivo imaging system. 1 h efter märkning, märkt haMSCs ställde ut runda former i vitro. Märkning effektivitet nådde ca 95%. Efter 24 h, odlade gjorde märkt haMSCs som uppvisade lång spindel former, som anger gjorde inte ändra följsamhet förmåga haMSCs in vitro- (figur 5). Åtta veckor efter operationen, skulle 2,5 x 106 gjorde-märkt haMSCs injiceras i lederna med KOA. Här märkt haMSCs observerades i det lokala gemensamt från dag 0 (8 veckor efter operationen) tills dag 70 efter injektionen (18 veckor efter operationen) med hjälp av en i vivo imaging system (figur 6).
Figur 1: Schematisk operationsområdet för MM kirurgi och injektion för cell leverans. (A) denna principskiss skildrar det kirurgiska området, som markeras med blå färg. (B) denna principskiss anger injektionsställe inom det röda inringade området. Förkortningen definitioner är följande: MM, mediala menisken; MCL, mediala säkerheter ligament; LM, laterala menisken; LCL, lateral säkerheter ligament; PL, patellar ligament. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 2: skärmdumpar av invivo avbildningsprogrammet. (A) nyckel inställningar av parametrar för fluorescerande bild förvärvandet markeras med röda fyrkanter. (B) strålande effektivitet har valts som enhet för mätning av fluorescens. (C) i verktygspaletten, regioner av intresse (ROI) är inringad för fluorescens effektivitet mätningar. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3: förfarandena i kirurgiskt inducerad KOA. (A) exponering av knä Kuff. (B) den inre strukturen av knäleden, med en svart pil som anger den mediala menisken. (C) dissekerade mediala menisken. (D) den gemensamma utrymme och huden är stängda.
Figur 4: representativa histologiska bilder av knäleder och statistisk analys för OARSI poäng av KOA. (A) åtta veckor post MM kirurgi hos råttor, seriell avsnitt av knäleder utvärderades med H & E och Safranin O snabb grön färgning. H & E färgning visade tjockleken på brosket i knäet kirurgi reducerades. Safranin O snabb grön färgning visade minskade proteoglykan (röda färgning) och ökade fibrillated kollagen (grön färgning) i kirurgi knä jämfört med normala knä. Skalstapeln = 500 µm. (B) statistisk analys för poäng av artros i normala leder och KOA lederna (n = 3). Data är uttryckta mean±SEM. * indikerar p < 0,05. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 5: morfologi av gjorde-märkt haMSCs. Ljusa fält, fluorescerande och sammanslagna bilder av haMSCs på 1 h efter märkning visas i den övre panelen. Ljusa fält, fluorescentand samman bilder av haMSCs at24 h efter märkning visas i den nedre panelen. Skalstapeln = 50 µm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 6: In vivo imaging av gjorde-märkt haMSCs. Efter injektion av 2,5 x 106 gjorde-märkt haMSCs visas representativa bilder av KOA råttor. Gjorde märkta haMSCs upptäcktes för upp till 9 veckor lokalt i lederna i KOA råttor. Denna siffra har återgivits från offentliggörandet av Li M et al8. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Säkerhetsstandarder och biodistribution studier av stamcellsterapi behövs snarast innan vi kan väcka regenerativ stamceller behandling för KOA från bänken till sängkanten. Patologiska miljön av sjukdom spelar dock en viktig roll i Persistens och biodistribution transplanterade haMSCs10. Nyligen har visat vår grupp att intraartikulär injektion av haMSCs kvarstod längre i en patologisk KOA-miljö än gjorde injektioner under normala förhållanden8. Det är möjligt att den inflammatoriska och degenerativa närmiljön kan rekrytera mesenkymala stamceller för reparation och därefter gynnar bibehållandet av injicerade haMSCs1,21. Säkerhet och effekt profiler av haMSCs kan dessutom påverkas av tidpunkten för cell leverans angående svårighetsgraden av KOA, så att optimering av progressionen av KOA i försöksdjur kommer att ge värdefulla data för att stödja kliniska prövningar. Med syftet som liknar lindrig till måttlig svårighetsgrad av mänskliga KOA tillåts råttor inducerade av MM att utveckla KOA alltifrån 3 till 8 veckor. I denna studie bedömdes en morfologisk förändring av brosk av histopatologiska scoring 8 veckor efter operationen, som erbjuder en relativt genomförbar modell med en måttlig grad av KOA att undersöka effekten och säkerheten av haMSCs8. Vi visade här en enkel och genomförbar metod att etiketten haMSCs med mån fluorescerande lipofila membran färgämne för långsiktig prekliniska effekt utvärdering.
Nackdelarna med denna teknik är att den avbildade vävnaden bör vara nära huden och en betydande mängd märkta haMSCs krävs för tillräcklig signal förvärv på grund av den blygsamma quantum avkastningen från gjorde. Även om ett in vivo optisk imaging-system gör det möjligt för icke-invasiv longitudinella studier av haMSCs biodistribution i KOA modeller, trender i antalet celler och läge kan endast urskiljas i allmänhet. Analysen av stamceller öde, i viss cellproliferation och differentiering, kommer att behandlas genom att också utnyttja öde kartläggning och högupplösande mikroskopi imaging.
För närvarande finns en mängd olika märkning tekniker för i vivo stamceller spårning, inklusive radioaktivt etiketter, nanopartiklar och viral transduktion reporter gener22,23,24. Dock kan radioaktiv märkning samt viral transduktion stamceller störa de genetiska egenskaperna hos celler, som därefter kan påverka stem cell spridning och överlevnad i vivo16. Dessutom spåra stamceller med MRI upptag av nanopartiklar som kontraktsanställd kräver förbättrad rumslig upplösning via ett starkt magnetfält, som kan väcka farhågor om känsligheten hos denna teknik25. Fluorescerande cell färgämnen, såsom PKH26, CM-DiI och CFSE uppvisar varierande grad av cytotoxicitet och erbjuda en relativt begränsad tid (upp till 4 veckor) märkning fettvävnad härrör celler15. Däremot uppvisar svag fluorescens i vattenlösningar. När införlivas med en lipid membranet, diffunderar enhetligt inom cellmembranet och snabb stabil mån fluorescens19. Gjorde etiketter viabla celler och inte påverkar deras spridning och fungera18. Viktigare, överförs färgämnena inte från märkta celler till namnlösa celler såvida det inte finns en direkt membran interaktion mellan dessa celler26. Den mån excitation och utsläpp spektra av förhindrar autofluorescent störningar från omgivande vävnader och ger djup vävnad imaging i levande djur. Dessa funktioner aktivera gjorde märkning som en idealisk långsiktiga spårning teknik att studera öde implanterade haMSCs inom ärskilt. Därför har vi visat en tillförlitlig metod att övervaka gjorde märkta haMSCs över en tidsperiod på en råtta modell863 dagar.
I protokollet för gjorde-märkt haMSCs spårning i en KOA råtta modell, de kritiska steg att få tillförlitlig och genomförbart resultat är att se till att: 1) menisken mot lårbenet klipps helt igenom i varje råtta modell för konsekvent uppkomsten av KOA, 2) finns en optimerad förhållandet 10 μL färga mot 106 haMSC celler för en 50 min färgning, 3) i vivo upptäckt tröskeln för gjorde-märkt haMSCs är mellan 104 och 105 celler, medan ovan 106 celler rekommenderas i detta protokoll.
När denna teknik är bemästrat, skulle tillämpningen av denna metod kunna användas att fastställa optimala rutten eller dosering för administrering av MSCs i prekliniska studier. Detta protokoll kan lätt anpassas för långsiktiga preklinisk utvärdering av i vivo biodistribution av mesenkymala stamceller (MSC) från andra källor, inklusive benmärg och navelsträngen blod. Mot bakgrund av den blivande för stamceller öde i KOA djurmodeller, kan immunohistology studie av xenogena haMSCs, såsom Ki67 för spridning8 och kollagen II för ledbrosket differentiering27, kombineras med denna teknik.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Meng Li, Ming Hao och Wen Wang är nuvarande anställda och optionsprogram innehavare av cellulära biomedicin-gruppen (Nasdaq: CBMG). De andra författarna förklarar någon intressekonflikt.
Acknowledgments
Den aktuella studien stöddes av Shanghai innovationsfinansiering (1402H 294300) sponsras av vetenskap och teknik kommissionen av Shanghai kommun (KN) till Dr. Wen Wang. Vi vill tacka Dr Guangdong Zhou (Tissue Engineering Center Kinas nationella) för hans tekniskt bistånd och vetenskapliga råd för detta manuskript. Vi vill också tacka Mr Huitang Xia (Shanghai nionde människors sjukhus) för hans hjälp i djurens välbefinnande.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Matrx VMR animal anesthesia system | Midmark | VIP3000 | |
| 4-0 suture | Shanghai Jinhuan | KC439 | |
| Razor | Pritech | LD-9987 | |
| Gentamicin | Zhejiang Jindakang Animal Health Product Co., Ltd. | None | |
| 0.9% Sodium chloride solution | Hunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd. | H43020455 | |
| Penicillin | Shanghai Kangfu chemical pharmaceutical Co., Ltd. | None | |
| Buprenorphine | Tianjin Pharmaceutical Research Institute Pharmaceutical Co., Ltd. | None | |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 16005 | Dilute to final concentration of 10% in PBS |
| EDTA | Sigma-Aldrich | E9884 | Dilute to final concentration of 20% in PBS |
| 0.1% Hematoxylin Solution, Mayer’s | Sigma-Aldrich | MHS16 | |
| 0.5% Eosin Y solution, alcoholic | Sigma-Aldrich | HT110116 | |
| Safranin O | Sigma-Aldrich | S8884 | |
| Fast Green | Sigma-Aldrich | F7258 | |
| Shandon Excelsior ESTM Tissue Processor | Thermo Fisher | A78400006 | |
| Shandon Histocentre™ 3 Tissue Embedding Center | Thermo Fisher | B64100010 | |
| Fully Automated Rotary Microtome | Leica | RM2255 | |
| DiD | Molecular Probes, Life Technologies |
V-22887 | |
| D-MEM High Glucose | Sigma-Aldrich | D5648 | |
| PBS | GIBCO, Life Technologies | 14190-144 | |
| 0.25% Trypsin-EDTA | Invitrogen | 25200-114 | |
| 10 cm Petri Dish | Corning | V118877 | |
| Centrifuge | Beckman | Optima MAX-TL | |
| Fluorescent microscope | Olympus | BX53 | |
| 0.4% Trypan Blue solution | Sigma-Aldrich | 93595 | |
| Titetamme | Virbac (Zoletil 50) | 1000000188 | |
| Zolazepam | Virbac (Zoletil 50) | 1000000188 | |
| Sterile hyposermic syringe for single use 26G | Shanghai Misawa Medical Industry | None | |
| IVIS Spectrum In Vivo Imaging System | PerkinElmer | 124262 | |
| Living Imaging 4.0 software | PerkinElmer | None |
References
- Loeser, R. F., Goldring, S. R., Scanzello, C. R., Goldring, M. B. Osteoarthritis: a disease of the joint as an organ. Arthritis Rheum. 64 (6), 1697-1707 (2012).
- Lane, N. E., Shidara, K., Wise, B. L. Osteoarthritis year in review 2016: clinical. Osteoarthritis Cartilage. 25 (2), 209-215 (2017).
- Wang, W., Cao, W. Treatment of osteoarthritis with mesenchymal stem cells. Sci China Life Sci. 57 (6), 586-595 (2014).
- Burke, J., et al. Therapeutic potential of mesenchymal stem cell based therapy for osteoarthritis. Clin Transl Med. 5 (1), 27 (2016).
- Bendele, A. M. Animal models of osteoarthritis. J Musculoskelet Neuronal Interact. 1 (4), 363-376 (2001).
- Gerwin, N., Bendele, A. M., Glasson, S., Carlson, C. S. The OARSI histopathology initiative - recommendations for histological assessments of osteoarthritis in the rat. Osteoarthritis Cartilage. 18, Suppl 3. S24-S34 (2010).
- Janusz, M. J., et al. Induction of osteoarthritis in the rat by surgical tear of the meniscus: Inhibition of joint damage by a matrix metalloproteinase inhibitor. Osteoarthritis Cartilage. 10 (10), 785-791 (2002).
- Li, M., et al. In vivo human adipose-derived mesenchymal stem cell tracking after intra-articular delivery in a rat osteoarthritis model. Stem Cell Res Ther. 7 (1), 160 (2016).
- Zhou, B., et al. Administering human adipose-derived mesenchymal stem cells to prevent and treat experimental arthritis. Clin Immunol. 141 (3), 328-337 (2011).
- Desando, G., et al. Intra-articular delivery of adipose derived stromal cells attenuates osteoarthritis progression in an experimental rabbit model. Arthritis Res Ther. 15 (1), 22 (2013).
- Riester, S. M., et al. Safety Studies for Use of Adipose Tissue-Derived Mesenchymal Stromal/Stem Cells in a Rabbit Model for Osteoarthritis to Support a Phase I Clinical Trial. Stem Cells Transl Med. 6 (3), 910-922 (2017).
- Bai, X., et al. Tracking long-term survival of intramyocardially delivered human adipose tissue-derived stem cells using bioluminescence imaging. Mol Imaging Biol. 13 (4), 633-645 (2011).
- Wolbank, S., et al. Labelling of human adipose-derived stem cells for non-invasive in vivo cell tracking. Cell Tissue Bank. 8 (3), 163-177 (2007).
- Heymer, A., et al. Iron oxide labelling of human mesenchymal stem cells in collagen hydrogels for articular cartilage repair. Biomaterials. 29 (10), 1473-1483 (2008).
- Hemmrich, K., Meersch, M., von Heimburg, D., Pallua, N. Applicability of the dyes CFSE, CM-DiI and PKH26 for tracking of human preadipocytes to evaluate adipose tissue engineering. Cells Tissues Organs. 184 (3-4), 117-127 (2006).
- Shim, G., et al. Pharmacokinetics and in vivo fate of intra-articularly transplanted human bone marrow-derived clonal mesenchymal stem cells. Stem Cells Dev. 24 (9), 1124-1132 (2015).
- Chen, B. K., et al. A safety study on intrathecal delivery of autologous mesenchymal stromal cells in rabbits directly supporting Phase I human trials. Transfusion. 55 (5), 1013-1020 (2015).
- Chan, M. M., Gray, B. D., Pak, K. Y., Fong, D. Non-invasive in vivo imaging of arthritis in a collagen-induced murine model with phosphatidylserine-binding near-infrared (NIR) dye. Arthritis Res Ther. 17, 50 (2015).
- Texier, I., et al. Cyanine-loaded lipid nanoparticles for improved in vivo fluorescence imaging. J Biomed Opt. 14 (5), 054005 (2009).
- Honig, M. G., Hume, R. I. Fluorescent carbocyanine dyes allow living neurons of identified origin to be studied in long-term cultures. J Cell Biol. 103 (1), 171-187 (1986).
- Rahmati, M., Mobasheri, A., Mozafari, M. Inflammatory mediators in osteoarthritis: A critical review of the state-of-the-art, current prospects, and future challenges. Bone. 85, 81-90 (2016).
- Detante, O., et al. Intravenous administration of 99mTc-HMPAO-labeled human mesenchymal stem cells after stroke: in vivo imaging and biodistribution. Cell Transplant. 18 (12), 1369-1379 (2009).
- Hu, S. L., et al. In vivo magnetic resonance imaging tracking of SPIO-labeled human umbilical cord mesenchymal stem cells. J Cell Biochem. 113 (3), 1005-1012 (2012).
- Xia, Q., et al. Intra-articular transplantation of atsttrin-transduced mesenchymal stem cells ameliorate osteoarthritis development. Stem Cells Transl Med. 4 (5), 523-531 (2015).
- Jasmin,, et al. Optimized labeling of bone marrow mesenchymal cells with superparamagnetic iron oxide nanoparticles and in vivo visualization by magnetic resonance imaging. J Nanobiotechnology. 9, 4 (2011).
- Lehmann, T. P., et al. Coculture of human nucleus pulposus cells with multipotent mesenchymal stromal cells from human bone marrow reveals formation of tunnelling nanotubes. Mol Med Rep. 9 (2), 574-582 (2014).
- Wang, W., et al. Human adipose-derived mesenchymal progenitor cells engraft into rabbit articular cartilage. Int J Mol Sci. 16 (6), 12076-12091 (2015).
