Summary
Descreveremos um protocolo simples e fácil para medição de reforço dependente de anticorpo da infecção por Zika vírus soro convalescente usando partículas virais da Dengue vírus repórter.
Abstract
Realce dependente de anticorpo da infecção foi mostrado para jogar um papel importante na patogênese viral de Dengue. Os ensaios tradicionais que medem a capacidade dos anticorpos ou soro para aumentar a infecção em linhas celulares impermissible têm invocado usando saída viral na mídia seguida de ensaios de placa para quantificar a infecção. Mais recentemente, estes ensaios examinaram a infecção por vírus (DENV) Dengue em linhas celulares usando anticorpos fluorescente etiquetados. Ambas as abordagens têm limitações que restringem o uso generalizado destas técnicas. Aqui, descrevemos um ensaio simples em vitro usando Dengue vírus repórter partículas virais (RVPs) que expressam a proteína verde fluorescente e células K562 para examinar o anticorpo dependente do realce (ADE) de infecção DENV usando soro que foi obtido a partir do rhesus macacos de 16 semanas após a infecção com vírus Zika (ZIKV). Esta técnica é confiável, envolve manipulação mínima das células, não envolve a utilização de vírus competente de replicação ao vivo e pode ser executada em um formato de alta taxa de transferência para obter uma leitura quantitativa usando citometria de fluxo. Além disso, este ensaio pode ser facilmente adaptado para examinar o anticorpo dependente do realce (ADE) de outros flavivirus infecções tais como o vírus da febre amarela (YFV), vírus da encefalite equina japonesa (LILICA), vírus do Nilo Ocidental (WNV) etc onde RVPs estão disponíveis. A facilidade de criação de ensaio, analisando os dados e interpretação de resultados tornam altamente receptivos a maioria das configurações de laboratório.
Introduction
Reforço de dependente de anticorpos (ADE) da infecção é um processo pelo qual respostas parcialmente cross-reactive anticorpos induzidas por um sorotipo de vírus aumenta a absorção de outro sorotipo do vírus, levando a virémia e aumento de replicação viral. ADE tem sido extensivamente documentada em infecções por vírus (DENV) Dengue onde quatro sorotipos principais são predominantes. Em um subconjunto de pacientes, ADE está associada com febre hemorrágica da Dengue (FHD). Recentemente mostramos que infecção por vírus (ZIKV) Zika induzido níveis significativamente elevados de respostas de anticorpos cross-reactive DENV que causou ADE de DENV em vitro e provavelmente contribuíram para o reforço da virémia no vivoDENV1 , 2. ensaios de realce dependente de anticorpo são uma ferramenta valiosa para avaliar a capacidade dos anticorpos para melhorar a infecção secundária com vírus relacionados e fornecer insights valiosos sobre a patogênese das infecções flavivirus e informar o desenvolvimento de vacinas.
O ensaio descrito aqui usa DENV RVPs juntamente com células K562 que são normalmente inadmissíveis à infecção. RVPs são estruturalmente intacta replicação incompetente DENV partículas virais que codificar um Replicão subgenômica de proteína verde fluorescente (GFP) que manifesta-se após uma única rodada de replicação3. Como tal, as células que são infectadas com RVPs fluorescem verde e podem ser facilmente detectadas usando citometria de fluxo ou microscopia. Os RVPs usadas neste ensaio foram obtidas de fontes comerciais. Eles podem, no entanto, ser gerado contra outros vírus e utilizada no ensaio descrito neste manuscrito. Enquanto isso, as células K562 são uma linhagem de células de leucemia FcγIII-receptor-expressando que se ligam à região Fc dos anticorpos e tornar-se infectado na presença de sub, neutralizando as concentrações de anticorpos4,5.
ADE ensaios têm sido amplamente utilizados em estudos investigando os fatores de risco para dengue grave e para delinear os mecanismos em vitro ADE6,7,8. O ensaio de ADE descrito aqui pode ser rapidamente e facilmente usado para determinar a capacidade do soro para aumentar a infecção em vitro usando RVPs e fluxo cytometry, em comparação com outros ensaios utilizados atualmente, que também exigem a determinação da formação de placa bacteriana unidades (pfu) em células Vero ou mancha do anticorpo de infectados células6,7,8,9,10,11, ambos os quais são demorados e trabalhistas intensiva.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
As amostras de soro usadas para demonstrar o protocolo descrito aqui foram obtidas de macacos rhesus que estavam alojadas e cuidadas de acordo com o local, estado e federais condições em uma associação para avaliação e acreditação do cuidado de Animal de laboratório Internacional (AAALAC)-credenciado com facilidade. Todos os experimentos com animais foram revistos e aprovados pela Comissão de uso e cuidado institucional do Animal e as amostras foram adquiridas através de um protocolo de compartilhamento de tecido.
1. dia-1
Nota: Execute todos os passos descritos abaixo em uma fluxo de laminar estéril biossegurança armário usada para cultura de tecidos em um laboratório BSL-2.
- Descongelar as amostras de soro à temperatura ambiente e transferir 100 µ l de cada amostra de soro a um tubo estéril. Calor inativar por 30 min a 56° C em banho-maria ou um thermomixer temperatura ajustável. Fazer 10 vezes seriais diluições da amostra soro variando de 1:1 a 1:1,000 usando frio RPMI-10 (RPMI com 10% de soro fetal bovino).
- Transferência de 10 µ l de amostra de soro diluído em série a cada poço um estéril 96 poços V-da placa de base. Incluem dois conjuntos de controle poços, RPMI-10 com RVPs só e sem amostra de soro e RPMI-10 só que sem RVPs e sem amostra de soro. Configure cada amostra de soro e RPMI-10 controles em triplica.
- Retire a Dengue-1, 2, 3 e 4 RVPs do congelador-80 ° C e descongele-os em banho maria a 37 ° C. Transferi os RVPs descongelados imediatamente em gelo. Obter RVPs aproximadamente 170 µ l de cada amostra de soro (10 µ l de poços RVPs x 3 para cada diluição (1:1, 01:10, 1: 100, 1:1, 000) e 10 µ l de poços RVPs x 3 para cada um dos 10-RPMI com RVP só controlam poços).
- Pipete 10 µ l de RVPs em cada bem a 96 poços V-da placa de base que contém a amostra de soro e o RPMI-10 com poços de controle RVPs (sem soro). Não adicione RVPs ao RPMI-10 só (nenhuma amostra de soro e sem RVP) poços. Misturar cuidadosamente pipetando para cima e para baixo 5-10 vezes. Adicionar 10 µ l frio RPMI-10 em vez de RVPs cada frio RPMI-10 somente (nenhuma amostra de soro e sem RVP) de controle de poços.
- Transferir a placa de V-fundo de 96 poços para uma incubadora e incubar a placa por 1 hora a 37 ° C, na presença de 5% de CO2. Enquanto a placa de 96 poços de V-fundo está incubando, limpe a superfície do armário com etanol a 70% da biossegurança e executar o UV luz por 15 min.
- Remover um balão T75 totalmente confluente de células K562 da incubadora, misturar as células bem usando uma pipeta estéril 5 mL e transferir 5ml de células para um tubo cônico estéril 15 mL.
Nota: As células K562 são mantidas em RPMI-10 e repicagem em 1 x 106/mL. - Contar o número de células por remover 10 µ l células do tubo cônico estéril 15 mL e misturar com o azul de tryphan 10 µ l. Conte as células usando um hemocytometer para determinar o número total de células no tubo cônico de 15 mL.
- Centrifugue a 15ml cónico com células a ~ 1.200 x g durante 10 minutos, decante o sobrenadante e ressuspender as células em RPMI quente-10 em uma concentração de 80.000 µ l de células/30 de mídia (2.66 x 106 células /mL).
- Remova a placa de 96 poços de V-fundo da incubadora (passo 1.6), transferir 30 µ l de células K562 a cada poço da placa de 96 poços V-fundo e homogeneiza pipetando para cima e para baixo 5-10 vezes. Transferir a placa de V-fundo de 96 poços para uma incubadora e incubar a placa por 1 hora a 37 ° C, na presença de 5% de CO2.
- Após incubação por 1h, remova a placa de 96 poços de V-fundo da incubadora e centrifugar ~ 1.200 x g por 5 minutos. Após a centrifugação, decante a mídia dos poços, girando o prato de cabeça para baixo em um recipiente contendo água sanitária 10%.
- Lavar as células em cada poço por resuspending-los em 125 µ l de RPMI-10 quente, misture bem com uma pipeta e centrifugar a placa a ~ 1.200 x g durante 5 min. decantar a mídia girando o prato de cabeça para baixo em um recipiente contendo água sanitária 10%. Repita este passo de lavar duas vezes.
- Após a lavagem, adicionar 100 µ l de morno RPMI-10 a cada misture bem, subindo e descendo com a pipeta e incubar a placa por 48 h a 37 ° C, na presença de 5% de CO2.
2. dia 3
- Remover a placa de V-fundo de 96 poços contendo 100 µ l de células e de mídia/poço da incubadora e movê-lo para uma armário de biossegurança. Usando uma pipeta multicanal, misturar o conteúdo de cada bem e transferir as células e mídia para um fundo bem U 96 placa ou para pre-rotulado tubos polipropileno de 5 mL.
- Enxágue a cada poço em placa de 96 poços V-fundo com 100 µ l de 1% paraformaldeído (PFA) em 1 x fosfato tamponado salino (PBS) e transferência aos respectivos poços no 96 bem U-parte inferior da placa ou polipropileno tubos etiquetados 5ml da etapa 2.1 para produzir uma final concentração de 0,5% PFA/poço ou tubo. Misturar cuidadosamente com uma pipeta multicanal, cubra o prato com papel alumínio e deixe descansar na incubadora durante 30 minutos para consertar as células.
- Preparar o citômetro de fluxo (ver Tabela de materiais , por exemplo) executando imaculadas células K562 para calibrar o lado e espalhe para a frente, juntamente com as configurações de fluorescência. O canal de fluorescência apenas exigido é FL1, como GFP é a única fluorescência emitida a partir das células. Adquirir ~ 30, 000 – 50.000 células de cada amostra.
Nota: Qualquer citômetro de fluxo capaz de ler uma única fluorescência pode ser usado para a aquisição de dados, como as células infectadas com RVPs só emitirão fluorescência verde devido à presença de GFP, e nenhum outro canal de fluorescência são necessários.
3. análise de dados
-
Analisar dados adquiridos sobre o citômetro de fluxo usando qualquer software de análise de citometria de fluxo (ver tabela de materiais).
- Conjunto o primeiro Portal baseado no FSC-A (dispersão frente – área) vs FSC-H (frente dispersão – altura) para incluir células únicas e excluir autofluorescente parelhas de análise12. Então, portão células dependentes de singlete baseadas no SSC-A (dispersão lateral – área) vs FSC-A para excluir todos os restos de autofluorescent.
- Analisar o SSC-A vs células gated FSC-A para a expressão de GFP baseado no SSC-A vs GFP-A. Determine a porcentagem de células GFP + para cada diluição das amostras de soro e controle definindo um portão ao redor de células GFP +.
- Determine a percentagem média de células GFP + para cada diluição da amostra de soro e controle de poços, dividindo a percentagem de células GFP + em poços de três vias por 3.
- Calcule dobra-realce de infecção dividindo a percentagem média de células GFP + nas amostras de soro para cada diluição dividido pela percentagem média de células GFP + na RPMI-10 com poços de controle RVPs (nenhuma amostra de soro).
- Gráfico dobra-realce (eixo y) contra diluição (eixo x) e realizar análise estatística utilizando ANOVA seguida pelo teste post-hoc de Tukey para comparações múltiplas.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Os soros de 4 do rhesus macaques foram coletadas 16 semanas após a infecção com ZIKV e testaram por seu potencial melhorar o DENV-1, 2, 3 e 4 infecção em células K562. Os animais tiveram virémia pico de ~ 1 x 105 cópias de RNA/mL ZIKV de plasma por dia 3 após infecção que recusou-se a níveis que estavam abaixo do limite de detecção por 7 dias após a infecção. Não virémia foi detectada no plasma a pós-infecção 16 semanas. Em seguida, realizou-se o ensaio da RVP e os dados coletados foram analisados, conforme descrito no protocolo acima.
A estratégia associada usada para identificar células GFP + são mostrados na Figura 1. O portão inicial foi definido para excluir autofluorescent parelhas e incluem apenas células únicas baseadas no FSC-A vs FSC-H. A próxima trama mostra apenas as células da porta única célula; um portão havia desenhado com base no SSC-A vs FSC-A para excluir todos os restos de autofluorescent. Estes dependentes de células foram exibidas em uma trama do terceira baseada em SSC-A vs FL1-A para identificar células GFP +. Células infectadas com RVPs expressam GFP, e determinou-se a percentagem de células GFP + definindo um portão ao redor destas células. Cerca de 12,2% de células GFP + são detectáveis na amostra de soro infectado de ZIKV, em comparação com nenhuma células GFP + na amostra controle. Esta estratégia associada é seguida para cada amostra de soro diluição e controle incluída no ensaio.
A percentagem de células GFP + foi determinada para cada diluição da amostra e amostra de controle conforme descrito acima (Figura 1). Dados de um animal representativo usando RVPs DENV-1 são mostrados na Figura 2. Em comparação com a não controle amostra de soro que tinha células GFP + 0.253%, a percentagem de células GFP + foram 2,58% na amostra não diluída, 12,8% em 01:10, 0.735% no 1: 100 e 0,022% na diluição de 1:1,000. A percentagem de células GFP + vai mudar como o soro é diluído devido as concentrações decrescentes de anticorpos na amostra.
Como reforço da infecção está associado com a concentração de anticorpo que é ideal para aumentar a absorção de vírus, observamos um aumento dramático na percentagem de células GFP + às 01:10 diluição em comparação com qualquer um sem diluir a amostra ou outras diluições, sugerindo que a amostra não diluída tinha altas concentrações de anticorpos, Considerando que as diluições de 1: 100 e 1:1,000 tinham níveis mais baixos de anticorpos que não era suficiente para induzir a ADE de infecção. Se as concentrações de anticorpos são significativamente elevadas, as diluições adicionais do soro devem ser incluídas para determinar a diluição na qual ADE torna-se aparente. Nas amostras de soro, que nós examinamos, observamos ADE a uma diluição de 01:10. Por outro lado, ADE pode ser observado em diluições menores se a concentração de anticorpos no soro é bastante elevada.
Em seguida, calculamos o dobra-reforço da infecção, dividindo a percentagem média de células GFP + em poços de três vias para cada diluição com a percentagem média de células GFP + em poços de três vias para nenhum controle de soro. A cinética de ADE contra DENV-1, 2, 3 e 4 sorotipos foram determinados pelo gráficos dobra-realce sobre o eixo y e soro diluição no eixo x (Figura 3). Os dados mostram que o soro coletado em 16 semanas pós infecção significativamente aprimorado infecção de células K562 pela DENV-1, 2, 3 e 4 sorotipos a uma diluição de 01:10.
Figura 1: Gating estratégia para aquisição e análise por citometria de fluxo. Células k562 infectadas com DENV RVPs expressam GFP que foi analisada utilizando um citômetro de fluxo. (A) sem soro controle e (B) 16 semana post-ZIKV infectados soro. As células foram primeiro condomínio fechadas com base na área de dispersão para a frente (FSC-A) vs dispersão frente altura (FSH-H) para excluir parelhas seguidas por um lado dispersão (SSC-A) vs FSC-A para excluir os restos. O SSC-A vs FSC-A gated células foram então fechado baseado em vs CCD-A GFP-A (fluorescência verde proteína-área). Os retângulos pretos e ovais representam os portões, e os números acima os portões são a porcentagem de células abrangidos por aquele portão. A seta preta entre as parcelas de FACS mostra a sequência de portas utilizadas. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: lotes do ponto representativo mostrando a frequência de DENV RVP + células. A percentagem de células K562 que foram infectados com RVPs DENV-1 foi determinada por citometria de fluxo. Soro coletado de um macaco Rhesus representativo em 16 semanas pós infecção foi incubado com RVPs DENV-1 não diluído ou em um 01:10, 1: 100 e diluições de 1:1,000 e em comparação com amostras de controlo sem soro. A percentagem de células GFP + em cada concentração de soro é mostrada. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 3: melhoria significativa de Dengue-1, 2, 3 e 4 de infecção é observada em 01:10 diluição do soro. Realce dependente de anticorpo da infecção de Dengue foi examinado para os 4 sorotipos DENV por plotagem diluições do soro no eixo x e dobra-realce (em relação a sem controle de amostra de soro) no eixo y. Soros coletadas de 4 macacos rhesus imune de ZIKV com 16 semanas após a infecção foi usada neste ensaio. Barras de erro representam o erro padrão e * representa p < 0,05. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Flavivírus como DENV e ZIKV compartilham significativa evidência de homologia em ambas as suas proteínas estruturais e não estruturais que geram anticorpos que reagem de forma cruzada com os outros13,14. Estas respostas de anticorpos cross-reactive têm sido mostradas para melhorar da infecção in vivo e em vitro com um sorotipo heterólogo ou outros relacionados flavivírus1,2. O potencial para melhorar a infecção cruzada tem implicações significativas para a gestão da doença e também para o desenvolvimento de vacinas.
Ensaios de cultura tradicional baseada usam células não-permissiva que estão infectadas com infecciosa DENV ao vivo na presença de soro. Reforço da infecção é medido por quantificar a quantidade de vírus no sobrenadante usando placa padrão ensaios11. Este ensaio requer a cultura do vírus em duas linhas de células e requer consideravelmente longos períodos de tempo para executar. Além disso, nem todos o DENV sorotipos placa da mesma forma, acrescentando um outro nível de complexidade para estes ensaios.
Outros ensaios modificou o protocolo de ensaio de placa baseada para medir a infecção de linhas celulares combinando coloracao intracelular para DENV usando anticorpos fluorescente etiquetados e fluxo cytometry9,10,14. Embora isto reduz o tempo necessário para determinar o nível de infecção em comparação com a placa com base em ensaios lá são um número de etapas de otimização necessárias para estes ensaios trabalhar consistentemente. Protocolos de coloração intracelulares são demorados, como eles exigem fixação e permeabilizing de células seguiram de coloracao intracelular e bem titulada DENV anticorpos específicos contra o que claramente pode discriminar cada sorotipo. Além disso, estes ensaios não são facilmente passíveis de um formato de alta taxa de transferência e sofrem de elevados níveis de variabilidade intraensaio.
Em contraste com os ensaios descritos acima, o ensaio de DENV RVPs baseado é fácil de configurar, não usa vírus infeccioso e é altamente passível de alta taxa de transferência que pode ser facilmente usada para medir o potencial de soro para aumentar a infecção. Além disso, este ensaio não é tão trabalhoso como outros ensaios e pode ser concluído dentro de 2-3 dias, que oferece uma grande vantagem sobre os protocolos de ensaio atuais ADE. Embora o ensaio descrito no manuscrito examinou a capacidade do soro ZIKV infectado para melhorar a infecção de DENV-1, 2, sorotipos 3 e 4, o ensaio pode ser facilmente adaptado para examinar o soro de ambos experimental e amostras clínicas obtidas dos outros Flavivirus infecções tais como o vírus da febre amarela (YFV), vírus da encefalite equina japonesa (LILICA) e vírus do Nilo Ocidental (WNV) se RVPs estão disponíveis e com outras linhas de célula. É, no entanto, fundamental para otimizar o doseamento por titulação o volume de RVP, número de células/poço e a duração da incubação para permitir a coloração ideal de células sem coloração de fundo.
Titulações precisam ser executadas incubando um número definido de células alvo (por exemplo, 80.000 células K562 ou uma linha de celular sendo testado) com volumes variáveis de RVPs (por exemplo, 2,5 µ l, 5 µ l, 7,5 µ l, 10 µ l, 20 µ l, etc.). Uma vez que o título correto para cada RVPs é obtido, a duração da incubação pode ser determinada usando o título obtido juntamente com o número definido de células e incubando-os, conforme descrito no protocolo por períodos variáveis de tempo (por exemplo, 24 h, 48 h 72 h, etc.).
Observamos ADE de infecção por todos os 4 sorotipos de DENV a uma diluição de 01:10, sugerindo que um níveis de anticorpos no soro necessário para ser diluído 10-fold para detectar o aumento da infecção. Por outro lado, outros estudos têm relatado aprimoramento em diluições inferiores, o que indicaria que as concentrações de anticorpos na amostra de soro foram provavelmente muito alto, precisando de diluições inferiores para detectar ADE em vitro. Como ADE depende a certa concentração de anticorpos na amostra de soro, a maioria das amostras são prováveis mostrar ADE em diluições menores do que o soro não diluído.
Em conclusão, o protocolo descrito neste manuscrito é simples e fácil de adotar e permite a ampliação para permitir a seleção de alta da produção de um grande número de amostras em um curto período de tempo para produzir dados de alta qualidade que podem ser facilmente analisados e interpretados.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm nada para divulgar.
Acknowledgments
O projeto descrito foi apoiado por fundos da Universidade de Ciências da saúde serviços fardado a JJM. As opiniões ou declarações contidas neste documento são os privados dos autores e não são ser interpretado como oficiais ou refletindo as opiniões do departamento de defesa, a Universidade de serviços fardado de Ciências da saúde ou qualquer outra agência dos Estados Unidos Governo.
WGV executadas todas as experiências e analisa os dados; JJM projetou e supervisionou o estudo; WGW e JJM escreveram o jornal.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| DENV 1-4 RVP | Integral Molecular | RVP-501 | |
| K562 cells | ATCC | CCL-243 | |
| RPMI | Corning | 10-040-CV | |
| FBS | GE lifesceinces | SH 30910.03 | 10% FBS in RPMI-10 |
| Penicillin-Streptomycin | MP biomedicals | 1670049 | 100 IU Pen/mL, 100 ug Strep/mL in RPMI-10 |
| HEPES | Cellegro | 25-060-Cl | 0.025M in RPMI-10 |
| MEM Non-essential Amino Acid Solution (100×) | Sigma | M7145 | 1x in RPMI-10 |
| Sodium Pyruvate | Cellegro | 25-000-Cl | 1mM in RPMI-10 |
| L-glutamine | Fisher Scientific | MT25005CI | |
| Sterile V-bottom plates | Thomas Scientific | 333-8001-01V | |
| BD Falcon Polypropylene 5 ml FACS tubes | VWR | 60819-728 | |
| Non-sterile U-bottom plates | Falcon | Ref 353910 | A high throughput alternative to FACS tubes |
| 5mL, sterile, serological pipette | Denville | P7127 | |
| 200uL sterile pipette tips | Denville | P3020 CPS | |
| 20uL sterile pipette tips | Denville | P1121 | |
| 50-200uL multichannel pipette | Denville | P3975-8-B | |
| 5-50uL multichannel pipette | Denville | P3975-9-B | |
| 20% formadehyde | Tousimis | #1008B | |
| Water Bath | ThermoFisher | TSCOL35 | |
| thermomixer | Eppendorf | 2231000387 | An alternative to a waterbath for heat inactivation |
| CO2 Incubator | ThermoFisher | 13-998-213 | |
| Ethanol | Sigma Aldrich | E7023 | |
| Liquid Bleach | Fisher Scientific | NC9724348 | |
| Flowjo 9.8 | TreeStar, Inc. | Flow cytometry analysis software | |
| BD FACSDiva 6.1.2 | Becton Dikinson | ||
| BD LSR II flow cytometer | Becton Dikinson | ||
| Liquid Bleach | Fisher Scientific | NC9724348 |
References
- George, J., et al. Prior exposure to zika virus significantly enhances peak dengue-2 viremia in rhesus macaques. Sci Rep. 7 (1), 10498 (2017).
- Stettler, K., et al. Specificity, cross-reactivity, and function of antibodies elicited by Zika virus infection. Science. 353 (6301), 823-826 (2016).
- Mattia, K., et al. Dengue reporter virus particles for measuring neutralizing antibodies against each of the four dengue serotypes. PLoS One. 6 (11), e27252 (2011).
- Chiofalo, M. S., Teti, G., Goust, J. M., Trifiletti, R., La Via,, F, M. Subclass specificity of the Fc receptor for human IgG on K562. Cell Immunol. 114 (2), 272-281 (1988).
- Klein, E., et al. Properties of the K562 cell line, derived from a patient with chronic myeloid leukemia. Int J Cancer. 18 (4), 421-431 (1976).
- Kliks, S. C., Nisalak, A., Brandt, W. E., Wahl, L., Burke, D. S. Antibody-dependent enhancement of dengue virus growth in human monocytes as a risk factor for dengue hemorrhagic fever. Am J Trop Med Hyg. 40 (4), 444-451 (1989).
- Littaua, R., Kurane, I., Ennis, F. A. Human IgG Fc receptor II mediates antibody-dependent enhancement of dengue virus infection. J Immunol. 144 (8), 3183-3186 (1990).
- Wang, T. T., et al. IgG antibodies to dengue enhanced for FcgammaRIIIA binding determine disease severity. Science. 355 (6323), 395-398 (2017).
- Dejnirattisai, W., et al. Cross-reacting antibodies enhance dengue virus infection in humans. Science. 328 (5979), 745-748 (2010).
- Kawiecki, A. B., Christofferson, R. C. Zika virus-induced antibody response enhances dengue virus serotype 2 replication in vitro. J Infect Dis. 214 (9), 1357-1360 (2016).
- Morens, D. M., Halstead, S. B. Measurement of antibody-dependent infection enhancement of four dengue virus serotypes by monoclonal and polyclonal antibodies. J Gen Virol. 71 (Pt 12), 2909-2914 (1990).
- Perfetto, S. P., et al. Amine reactive dyes: an effective tool to discriminate live and dead cells in polychromatic flow cytometry. J Immunol Methods. 313 (1-2), 199-208 (2006).
- Priyamvada, L., et al. B Cell responses during secondary dengue virus infection are dominated by highly cross-reactive, memory-derived plasmablasts. J Virol. 90 (12), 5574-5585 (2016).
- Priyamvada, L., et al. Human antibody responses after dengue virus infection are highly cross-reactive to Zika virus. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (28), 7852-7857 (2016).
