Summary
Dette arbejde indfører en metode for at udføre en optogenetic single-enhed optagelse pålideligt fra en vågen mus ved hjælp af en skræddersyet glas optrode.
Abstract
Det er en stor bekymring i neurovidenskab hvordan forskellige typer for neuroner arbejde i neurale kredsløb. De seneste fremskridt i optogenetics har aktiveret identifikation af typen neuronal i i vivo elektrofysiologiske eksperimenter i bred hjerneregioner. I optogenetics eksperimenter er det afgørende at levere lys til webstedet optagelse. Det er imidlertid ofte svært at give regionerne dyb brain stimulation lys fra hjernens overflade. Det er især svært for stimulation lys til at nå de dybe hjerneregioner, når den optiske gennemsigtighed af hjernen overflade er lav, som det ofte er tilfældet med optagelser fra vågen dyr. Her, beskriver vi en metode til at registrere spike svar til lyset fra en vågen mus ved hjælp af en skræddersyet glas optrode. I denne metode leveres lys gennem optagelse glas elektroden så at det er muligt at pålideligt stimulere indspillet neuron med lys i de dybe hjerneregioner. Denne skræddersyede optrode systemet består af materialer, tilgængelig og billig og er let at samle.
Introduction
Centralnervesystemet består af forskellige typer for neuroner, som har forskellige funktioner. Hvordan disse forskellige typer for neuroner arbejde inden for de neurale kredsløb er en af de største bekymringer i neurovidenskab. Men i mange områder af hjernen, det har været umuligt at skelne de neuronale typer i i vivo optagelser af elektriske aktiviteter, fordi der er ingen klar forskel i de elektriske spike signal, selv, med nogle undtagelser. De seneste fremskridt i optogenetics har lavet en gennembrud1,2. Ved hjælp af transgene dyr som lysfølsomme opsin (f.eks.channelrhodopsin-2) er udtrykt i særlige neuronal typer, blev det muligt at skelne mellem typerne neuronal effektivt i i vivo optagelser3, 4,5,6. Neuroner med lysfølsomme opsin er glade ved at give lys stimuli under de elektriske optagelser i disse dyr, men andre neuroner er ikke. Opsin-positive neuroner, derfor er let skelnes fra andre neuron typer af deres svar til lys.
I optogenetics eksperimenter er det afgørende at levere lys til webstedet optagelse. Som en ikke-invasiv metode, er lyset ofte rettet fra hjernens overflade. Fordi Lysets styrke reducerer som det går igennem hjernevæv, er det imidlertid svært at stimulere regionerne dyb brain fra hjernens overflade. Det er især svært for stimulation lys til at nå de dybe hjerneregioner, når den optiske gennemsigtighed af hjernen overflade er lav, som det ofte er tilfældet med optagelser fra vågen dyr. Elektrofysiologiske eksperimenter har ofte udført på bedøvede dyr, fordi kroppen bevægelse forårsager støj i optagelserne. Som er veldokumenteret, men er anæstesi kendt for at ændre neurale svar7,8,9,10. Det er således nødvendigt at bruge vågen dyr for at studere neurale svar uden kunstige virkningerne af anæstesi. I modsætning til eksperimenter med bedøvede dyr udføres de elektrofysiologiske optagelser efter genopretning fra kirurgi i eksperimenter med vågen dyr. Under interval mellem kirurgi og optagelser, væv ekssudat ofte ophobes på hjernens overflade og gør den optiske gennemsigtighed af hjernen overflade lav.
Her, beskriver vi en metode til at registrere single-enhed optagelser fra en vågen mus ved hjælp af en skræddersyet glas optrode. I denne metode leveres lys gennem optagelse glas elektroden så at det er muligt at pålideligt stimulere den optagede neuron med lys i dyb hjerneregioner. Denne skræddersyede optrode systemet består af materialer, tilgængelig og billig og er let at samle.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedurer er udført i overensstemmelse med de vejledende principper fra Japan fysiologiske samfund og med godkendelse af Animal Care Udvalget af Kanazawa medicinske universitet.
1. opførelse af glas Optrode indehaveren
Bemærk: For at opbygge et glas optrode indehaver, bruges en kommerciel elektrode indehaveren (figur 1A).
- Træk forsigtigt ud af stålrør til trykregulering fra tønde af indehaveren.
- Ved boring, udvide hullet pin sæde side i tønde af indehaveren. Lave hul 3 mm i diameter og 12 mm i dybden.
- Sætte en rustfrit stål pipe (3 mm i diameter, 0,5 mm i tykkelse og 8 mm i længden; Figur 1A 2) i hullet.
- Indsæt en keramisk opdelt parring ærme for ⌀2.5 mm slutmuffer (figur 1A1) i hullet.
- Fix tønde af elektrode indehaveren til en L-formet rabbet med epoxy lim.
- Laver huller (3 mm i diameter) i rabbet og knytte den til en manipulator med skruer.
2. hovedet Post Installation
- Forberede en specialbygget hoved post lavet af en printplade spacer. Gøre søjleformede printpladen spacer i en cuboidal form med en formaling afklipper og skær den i 2 hoved indlæg med en sav (figur 1B). Flade i bunden af hovedet stillingen med en formaling afklipper.
- Forberede den transgene dyr som et lysfølsomt opsin er udtrykt i en bestemt neuron type for undersøgelsen. I dette arbejde bruges den Transgene mus (VGAT-ChR2 mus) hvor de hæmmende neuroner express channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .
- Bedøver dyret med en blanding af 0,3 mg/kg af medetomidine, 4,0 mg/kg af midazolam og 5,0 mg/kg af butorphanol af intraperitoneal indgift. For at bekræfte, at dyret er fuldt bedøvede, teste sine reaktioner for at hale klemme.
- Placere musen i et stereotaxisk ramme på en varmepude. Ren stereotaxisk rammen og varme-pad med 70% alkohol på forhånd. Placer tænderne i hullet i baren bid, og let stramme næse klemme. Lave begge sider af hovedet ved hjælp af øret barer. Når hovedet er korrekt fastsat af øre barer, stramme næse klemme. Anvende en oftalmologiske salve til øjnene.
- Barbere hovedet huden med en lille saks og rense hovedbunden med en vatpind af klorhexidin gluconat. Før operationen, sterilisere alle de kirurgiske instrumenter og et hoved post med en autoklave (121 ° C, 15 min).
- Skære hovedbunden langs midterlinjen med saks og skubbe det til side. Gør indsnit fra bagsiden af hovedet for øjnene (ca. 20 mm). Fjerne periosteum med en vatpind dyppet i 70% alkohol og tørre kraniet.
- Tillægge manipulatoren hoved post. Placer den hoved post fladt på kraniet omkring bregma ved hjælp af manipulatoren.
- Bland monomer (4 dråber), katalysator (1 dråbe) og polymer (1 lille skeen) af dental cement på en lille skål, der er kølet i køleskabet på forhånd. Sætte den dental cement (under 1 g) på frontal og parietale knogler i kraniet at lave hoved post til kraniet.
- Efter den dental cement bliver hårdt, skal du fjerne musen fra stereotaxisk rammen. Sætte en antibiotisk salve på eksponeret hud. Tilføre medetomidine antagonist (0,3 mg/kg) og antibiotika (oxytetracyklin, 20 mg/kg). Placere og overvåge musen på den varme pad i et bur, indtil det vågner, og returnere den til en bolig bur.
- Hus dyr i en individuelle boliger bur med nogle berigelse enhed. Ændre papirvægten animalske strøelse dagligt for at holde buret rent og forebygge infektion. Omhyggeligt overvåge, om dyret viser nogen tegn på ubehag. Anvende lidocain på såret, hvis nogen smerte er mistænkt. Administrere meloxicam eller carprofen én gang hver 24 h til 48 h efter begge hovedet post installation og kraniotomi operationer. Den lokale lidocain kan gives desuden Hvis NSAID ikke er tilstrækkelig.
3. akklimatisering
- To dage (minimum) efter genopretning fra anæstesi, vænne dyrene til den hoved-fast tilstand i optagelse kammer. Udføre acclimation sessioner i mindst 5 dage.
- I acclimation sessioner, placere dyret i salen, optagelse med posten hoved fastgjort til et specialbygget klemme. Under sessionen, for at begrænse bevægelse, dække kroppen med en specialfremstillet harpiks halv tube (figur 1 c), lavet ved hjælp af en 3D-printer.
Bemærk: På dag 1, acclimation session skal være 5 min lange. Det er derefter steget dagligt til 10, 20, 40, og 60 min for dag 2, 3, 4 og 5, henholdsvis. - I slutningen af hver session, Giv dyret en mad belønning. Hvis dyret kæmper løbende under akklimatisering, stop sessionen.
4. kraniotomi
Bemærk: Efter akklimatisering foretages en kraniotomi over regionen hjernen for optagelse. Kraniotomi udføres i stereotaxisk rammen under bedøvelse, som med hovedet efter installation. Efter operationen fremgangsmåden er den samme som hovedet efter installation.
- Før kraniotomi, rense kranium med en vatpind med klorhexidin gluconat og 70% alkohol.
- Forsigtigt skrabe kraniet over webstedet optagelse med en dental boremaskine. Når knoglen bliver tynd nok, skære det med spidsen af en skalpel og fjerne den.
- Sætte dental cement omkring det udsatte område for at styrke kraniet.
- Dække området udsatte hjernen med silikone lim efter dental cementen bliver hårdt. Den post-kirurgi procedure er som beskrevet i trin 2.8.
5. elektrofysiologiske optagelse
- Tillad dyret at inddrive for mindst 1 dag efter kraniotomi før du udfører den elektrofysiologiske optagelse. Placere dyret i salen, optagelse på samme måde, det blev gjort i acclimation sessioner når optagelsen starter.
- Gøre glas pipetter fra borsilikatglas kapillærer (OD = 1,5 mm, ID = 0,9 mm, 90.0 mm lang) trukket på en elektrode puller. Deres spids diameter er 2-3 µm, og deres modstand er 4-6 MΩ, når de er fyldt med 10 mM PBS. Længden af elektroden er 40-50 mm. I nogle optagelser, er 2% neurobiotin tilføjet til 10 mM PBS.
- Vedhæfte fyldt glas pipette til indehaveren af skræddersyede optrode.
- Sætte Ag-Cl belagt sølv wire (0.2 mm i diameter) i glas pipette. Tilslut den sølvtråd til en PIN-kode via en tynd belagt elektriske ledninger. Tilslut pin til headstage af optagelse forstærker.
- Tilslut fiberoptiske patch ledning (core = 960 µm, beklædning = 1.000 µm, NA = 0,63) med en zirconia Doppsko (OD = 2,5 mm) til Splits parring ærme på indehaveren af optrode. Skub patch ledning i ærmet, indtil spidsen af Doppsko kontakter på bagsiden af glasset pipette. Patch ledning leverer lys (bølgelængde = 465 nm) fra LED. LED-lys styres af en enkelt kanal LED-driver.
- Fjerne silikone limen over kraniotomi. Put varmede saltvand (38 ° C) på hjernens overflade med jævne mellemrum at forhindre hjernen overflade fra tørring under optagelsen session. Om nødvendigt fjernes dura med skarpe pincet.
- Indsæt glas elektrode i hjernevæv med en manipulator. Overvåge elektrode modstand, når det er indsat. Erstatte elektroden, når modstanden er lavere end forventet, fordi spidsen af elektroden kan være beskadiget. På en dybde af interesse, Søg og isolere enkelt enhed spikes ved at justere dybden i 2-5 µm-trin.
- Efter en enkelt enhed er isoleret, levere LED-lys og observere reaktion på lys stimuli.
- Registrere de neurale aktiviteter efter identifikation af celletyper. Udføre optagelserne til 2-3 h. Hvis optagelsen er lavet på hinanden følgende dage (højst 2 dage), dække kraniotomi med silikone klæbestof. Når optagelsen er færdig, og dyret er ofret, hente hoved stillingen og sætte det i acetone at vaske og genbruge den.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I figur 2undersøgt vi virkningerne af tip størrelse og længde af glas pipetter på den lys effekt ved spidsen af pipetter (figur 2A-B). Lys magt blev målt af en optisk wattmeteret placeret 1 mm fra spidsen. Den fulde længde var indstillet til 50 ± 2 mm da tip størrelse varierede, mens tip størrelse blev sat til 2,5 µm, når den fulde længde varierede. Skanken af glas pipette blev fastsat til 8 mm. Den lys effekt ved den aflæsse varierede fra 3-5 mW (gennemsnit ± SD; Figur 2A: 3,77 ± 0,29 mW, n = 20; Figur 2B: 4,24 ± 0.31 mW, n = 21). Pipetter tip størrelse (figur 2A) var næppe korreleret med lys magt (R = 0.1555). Længden af pipetten var kun lidt korreleret med lys magt på en negativ måde (R =-0.2054). Disse resultater tyder på, at tip og længden af pipetter sjældent påvirke den lys effekt ved Aflæsse. Vi har også tjekket, hvis mængden af volumen belastning af opløsning (10 mM PBS) i glas pipetter påvirker lys magt (figur 2 c). Volumen af løsningen blev vurderet af længden af løsning i pipetten. Data blev registreret fra 4 pipetter (tip størrelse: 0,25 µm, fuld længde: 50 ± 2 mm, længde af skanken: 8 mm). Vi har fundet at variere mængden af løsning i pipetten ikke påvirkede lys magt (figur 2 c).
I figur 3viser vi de spike svar registreres i den ringere colliculus (IC) af vågen VGAT-ChR2 mus (2-4 måneder gammel). IC er en auditiv center i midthjernen og består af glutamatergic og GABAergic neuroner12,13, der reagerer på lyd3,4. I IC-af VGAT-ChR2-mus express GABAergic neuroner specifikt ChR24. I tidligere arbejde, var det vist, at GABAergic og glutamatergic neuronerne blev ophidset eller undertrykt, henholdsvis, når de fik lys stimuli3,4. I vågen mus fandt vi begge typer for neuroner (figur 3A-B). Når lys stimulus er leveret gennem glas elektrode, vakte det spike svar i nogle neuroner (figur 3A). Derimod i andre neuroner undertrykt de lette stimuli spike svar fremkaldt af lyden stimuli (figur 3B). Disse resultater viser, at et glas optrode kan optage godt isoleret enhed aktivitet og pålideligt stimulere de optagede neuroner ved lys.
Figur 1: Optrode indehaveren og optagelse tilbehør. Paneler (A) og (B) Vis indehaveren af optrode. Panelet (A) viser en del af indehaveren af optrode. (1) Dette er en keramisk split parring ærme. (2) Dette er et rustfrit stål rør. (3) Dette er en tønde af indehaveren. (4) Dette er en kegle skive. (5) Dette er en polycarbonat cap. Panel (B) viser samlet optrode indehaveren. Panels (C) og (D) viser den specialbyggede hoved post. Panelet (C) viser en sideudsigt over hovedet-indlæg. Panel (D) viser en skrå visning af hoved-indlæg. De to hoved stillinger (til højre) er lavet af en printplade spacer (venstre). Paneler (E), (F), og (G) Vis custom-made harpiks halv tube. Paneler (E) og (F) Vis målskitser af harpiks halv tube. Panel (E) viser en forreste udsigt over harpiks halv tube. Panel (F) viser en sideudsigt over harpiks halv tube. Panel (G) viser et foto billede af de halv tube. Tallene i paneler (E) og (F) angiver de tegning dimensioner i mm. venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 2: Effekten af konfigurationen af glas pipetter på den lys effekt ved spidsen. (A) spidsen størrelse var plottes lys magt. Den fulde længde af pipetten blev sat til 50 ± 2 mm. Længden på skaftet blev fastsat til 8 mm. (B) længden af pipetten var plottes lys magt. Tip størrelse blev sat til 0,25 µm. Længden på skaftet blev sat til 8 mm. (C) dette panel viser effekten af volumen belastning af løsning (10 mM PBS) på lys magt. Data fra 4 pipetter er angivet med forskellige symboler og linjer. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Figur 3 : Lys-fremkaldte svarene i IC af vågen VGAT-ChR2 mus. (A) lyset stimuli (blå boks, 0,03 s) fremkaldte spike svar. (B) lyset stimuli (blå boks, 0,03 s) undertrykt spike svar fremkaldt af lyd (grå boks). De øverste 3 spor er respons til lyd, og de lavere 3 spor er svaret, når både lyd og lys blev givet. Venligst klik her for at se en større version af dette tal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Optogenetics er blevet et stærkt værktøj i neurovidenskab. Det er blevet udnyttet til at identificere specifikke neuron typer i vivo samt manipulere aktiviteter af specifikke neuronal veje. Præcisering af de neurale aktiviteter af forskellig neuronal type fremmer forståelsen af mekanismen af de neurale kredsløb. Her, viste vi en metode til at levere lys til webstedet optagelse gennem et glas elektrode i IC af vågen VGAT-ChR2 mus.
Der er flere kritiske trin i den beskrevne metode. Det første er det et krav at bruge dyr med en tilstrækkelig og konkrete udtryk for opsins i target neuroner. For at identificere svar til lys med de ekstracellulære optagelser, er det nødvendigt, at aktivering af opsin fremkalder pigge i target neuroner. I nogle transgene stammer er det muligt at transgen udtryk i neuroner er lavt i unge dyr14, og der kan være en minimumsalder for eksperimentet. Yderligere, kan det være nødvendigt at foretage nogle yderligere forsøg for at bekræfte, hvis reaktioner på lys stimuli er specifikke for neuron måltyper (fx, immunhistokemi). Når målet neuron er excitatoriske, ville det være nødvendigt at skelne de direkte evoked svar fra synaptically evoked svarene, som kunne gøres af tærskel latenstiden for svaret. For det andet er det afgørende at sikre hjernevæv er så rene som muligt. En vedligeholdelse af renlighed er især nødvendig for at forhindre enhver blødning under kraniotomi og optagelser. Også, overfladen af hjernen bør være afskåret fra tørring efter kraniotomi ved at dække overfladen tæt med silikone klæbestof.
For at levere lyset effektivt fra elektrode tip, er det afgørende at reducere tab i den optiske bane. I vores konfiguration af optrode, den lys magt dråber tifold gennem elektrode indehaveren: lys magt er 45 mW i slutningen af fiberoptiske patch ledning, mens det er 3-5 mW på spidsen af glas pipette. Som vist i resultaterne, påvirkede tip-størrelse og den fulde længde ikke den lys effekt ved Aflæsse (figur 2). Disse resultater viste, at de lys dæmpning var forholdsvis stabil uanset konfigurationen af glas pipette. Dette lys dæmpning ikke noget i indspilningen af IC neuroner i VGAT-ChR2 mus, fordi vi har bekræftet, at det var muligt at optage lys aktiveret pigge i den ventrale kant (2 mm dybde) IC, selv om det kan noget i andre optagelse konfigurationer. Det ville være svært at reducere lys dæmpning dramatisk, men der kan være muligheder for forbedring. Først, kan det effektivt at bruge quartz i stedet for en borsilikatglas som en elektrode pipette. Det er kendt, at kvarts har bedre lys ledningsevne, således at det kan reducere lystab gennem elektrode15. Også, forlød det, at polske efter afslutningen af pipetten mindre lys tab på kontaktoverfladen mellem pipette og patch ledning15. Hvis forbedring i den lys dæmpning ikke er nok, ville det være effektivt at bruge en laser i stedet for LED, selv om laser koster mere end LED.
En af fordelene ved glas pipette elektrode er, at det er muligt at udføre histologiske procedurer ved tilsætning af røbestoffer eller vektorer til påfyldning løsning. De histologiske procedurer vil tilføje en masse nyttige oplysninger (placering af optagelsen), morfologi af de registrerede neuron m.m.til den elektrofysiologiske data. Også, forlød det, at det er muligt at udføre farmakologiske undersøgelser ved hjælp af glas elektrode med blokkere i fyldet løsning15. I modsætning til disse fordele er begrænsning af glas pipette elektrode, at det ikke kan optage fra flere isolerede enheder. For at opnå flere optagelser, kan det være muligt at sætte en triode wire i glas pipette i stedet for en enkelt Ag-Cl belagt ledning. I dette tilfælde ville det være nødvendigt at bruge en pipette med større tip størrelse (30-60 µm, typisk tip størrelsen af en triode) og lad slutningen af triode ud fra spidsen af en pipette.
Mens tidligere rapporteret optrodes kræves ofte komplekse fabrikation16,17, har Magee og hans kolleger udviklet en optrode ved hjælp af standard glas pipetter, som med optrode vi designet18. I deres metode indsætte de en tynd optisk fiber i pipette til at levere lys. For at gøre fiber tynd nok til at indsætte skanken af pipetten, ætset de 125 µm beklædning fiber med en 9 µm kerne til en diameter på 8-10 µm i spidsen. Fordelen ved denne metode er, at den ville anvende selv for den bøjet pipette, der bruges ofte til iontophoresis. Det kan imidlertid være svært at bruge LED som en lyskilde, fordi standard kommercielle lysdioder ikke ville opnå tilstrækkelig lys magt via en 9 µm core fiber.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne har ikke noget at oplyse.
Acknowledgments
Forfatterne var støttet af Japan-samfund til fremme af videnskab KAKENHI Grant JP16K11200 og 17H 02223 og tilskud til forskning fra Kanazawa medicinske universitet S2016-8 og C2017-3. Vi takker Yuhichi Kuda for hans støtte i at tage billeder.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K.
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
