Summary
Questo lavoro introduce un metodo per eseguire un unitario optogenetica registrazione in modo affidabile da un mouse sveglio usando un optrode di vetro su misura.
Abstract
È delle principali preoccupazioni in neuroscienze come i diversi tipi di neuroni funzionano in circuiti neurali. Gli avanzamenti recenti nella optogenetica hanno permesso l'identificazione del tipo di un neurone in vivo esperimenti elettrofisiologici nelle regioni del cervello ampio. In esperimenti di optogenetica, è fondamentale per fornire la luce per il sito di registrazione. Tuttavia, è spesso difficile fornire la luce di stimolazione per le regioni del cervello profondo dalla superficie del cervello. Soprattutto, è difficile per la luce di stimolazione raggiungere le regioni del cervello profondo quando la trasparenza ottica della superficie del cervello è bassa, come è spesso il caso con registrazioni da animali svegli. Qui, descriviamo un metodo per registrare le risposte di spike alla luce da un mouse sveglio utilizzando un optrode di vetro su misura. In questo metodo, la luce è consegnato attraverso l'elettrodo di vetro di registrazione in modo che è possibile stimolare in modo affidabile il neurone registrato con la luce nelle regioni del cervello profondo. Questo sistema su misura optrode costituito da materiali accessibile e poco costosi ed è facile da montare.
Introduction
Il sistema nervoso centrale è costituito da vari tipi di neuroni, che hanno funzioni diverse. Funzionano di questi diversi tipi di neuroni all'interno del circuito neurale è una delle preoccupazioni principali nell'ambito delle neuroscienze. Tuttavia, in molte regioni del cervello, è stato impossibile distinguere i tipi di un neurone in registrazioni in vivo di attività elettrica perché non c'è nessuna differenza evidente in segnale elettrico spike stesso, con alcune eccezioni. Gli avanzamenti recenti nella optogenetica hanno fatto un passo avanti1,2. Utilizzando animali transgenici in cui opsina sensibili alla luce (ad es., channelrhodopsin-2) è espresso in tipi neuronali specifici, è diventato possibile distinguere i tipi di un neurone in modo efficiente in vivo registrazioni3, 4,5,6. In questi animali, i neuroni con crepuscolare opsina sono eccitati dando stimoli leggeri durante le registrazioni elettriche, ma altri neuroni non sono. I neuroni di opsin-positivi, di conseguenza, sono facilmente distinguibili da altri tipi di neurone dalle loro risposte alla luce.
In esperimenti di optogenetica, è fondamentale per fornire la luce per il sito di registrazione. Come una metodica non invasiva, la luce è spesso diretto dalla superficie del cervello. Tuttavia, poiché la forza della luce riduce come esso passa attraverso il tessuto cerebrale, è difficile stimolare le regioni del cervello profondo dalla superficie del cervello. Soprattutto, è difficile per la luce di stimolazione raggiungere le regioni del cervello profondo quando la trasparenza ottica della superficie del cervello è bassa, come è spesso il caso con registrazioni da animali svegli. Esperimenti elettrofisiologici spesso sono stati effettuati su animali anestetizzati, perché il movimento del corpo provoca rumore nelle registrazioni. Come è ben documentato, tuttavia, l'anestesia è conosciuto per cambiare le risposte neurali7,8,9,10. Pertanto, è necessario utilizzare animali svegli al fine di studiare le risposte neurali senza gli effetti artificiali dell'anestesia. A differenza di esperimenti con animali anestetizzati, registrazioni elettrofisiologiche sono effettuate dopo il recupero da un intervento chirurgico negli esperimenti con gli animali svegli. Durante l'intervallo tra la chirurgia e le registrazioni, l'essudato di tessuto spesso si accumula sulla superficie del cervello e rende la trasparenza ottica della superficie del cervello basso.
Qui, descriviamo un metodo per registrare le registrazioni unitario da un mouse sveglio utilizzando un optrode di vetro su misura. In questo metodo, la luce è consegnato attraverso l'elettrodo di vetro di registrazione in modo che è possibile stimolare in modo affidabile il neurone registrato con la luce nelle regioni del cervello profondo. Questo sistema su misura optrode costituito da materiali accessibile e poco costosi ed è facile da montare.
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Protocol
Tutte le procedure vengono eseguite in conformità con i principi guida della società fisiologica del Giappone e con l'approvazione di Animal Care Comitato di Kanazawa Università medica.
1. costruzione del vetro Optrode titolare
Nota: Per creare un supporto di vetro optrode, viene utilizzato un portaelettrodo commerciale (Figura 1A).
- Estrarre delicatamente il tubo d'acciaio per controllo di pressione dalla canna del titolare.
- Di foratura, allargare il foro del lato perno sedile in canna del titolare. Praticare il foro di 3 mm di diametro e 12 mm in profondità.
- Mettere un tubo di acciaio inox (diametro 3 mm, dello spessore di 0,5 mm e 8 mm di lunghezza; Figura 1A 2) nel foro.
- Inserire una ceramica dividere manicotto di accoppiamento per puntali di ⌀2.5 mm (Figura 1A1) nel foro.
- Fissare la canna della pinza porta elettrodo per una scanalatura a forma di L con adesivo epossidico.
- Praticare i fori (3 mm di diametro) nella scanalatura e allegarlo a un manipolatore con viti.
2. testa Post installazione
- Preparare un post di testa su misura fatto di un distanziatore di circuito stampato. Rendere il distanziale colonnare del circuito in una forma cuboidale con una fresa e tagliarlo in 2 post testa con una sega (Figura 1B). Appiattire la parte inferiore del post testa con una fresa.
- Preparare l'animale transgenico in cui un'opsina sensibile alla luce è espressa in un tipo di neurone specifico per lo studio. In questo lavoro, si utilizza il mouse transgenico (topi VGAT-ChR2) in cui i neuroni inibitori express channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .
- Anestetizzare l'animale con una miscela di 0,3 mg/kg di medetomidina, 4,0 mg/kg di midazolam e 5,0 mg/kg di butorfanolo tramite la somministrazione intraperitoneale. Per confermare che l'animale è completamente anestetizzato, prova sue reazioni per pizzicare di coda.
- Posizionare il mouse in una cornice stereotassica su un rilievo di riscaldamento. Pulire la cornice stereotassica e il riscaldamento pad con alcool al 70% in anticipo. Posizionare i denti nel foro della barra del morso e serrare leggermente il morsetto di naso. Difficoltà entrambi i lati della testa utilizzando barre di orecchio. Quando la testa è fissata correttamente dalle barre di orecchio, stringere il morsetto del naso. Applicare una pomata oftalmica agli occhi.
- Radere la pelle di testa con piccole forbici e pulire il cuoio capelluto con un batuffolo di cotone di clorexidina gluconato. Prima della chirurgia, sterilizzare tutti che gli strumenti chirurgici e una testa post con un'autoclave (121 ° C, 15 min).
- Tagliare il cuoio capelluto lungo la linea mediana con le forbici e spingerla da parte. Effettuare l'incisione dalla parte posteriore della testa per gli occhi (circa 20 mm). Rimuovere il periostio con un batuffolo di cotone imbevuto in alcool al 70% e asciugare il cranio.
- Allegare il post di testa per il manipolatore. Posizionare il post testa piatta sul cranio intorno il bregma utilizzando il manipolatore.
- Mescolare il monomero (4 gocce), il catalizzatore (1 goccia) e polimeri (1 cucchiaino) di cemento dentale su un piccolo piatto che viene raffreddato in frigorifero in anticipo. Mettere il cemento dentale (inferiore a 1 g) sul frontale e dell'osso parietale del cranio per fissare la testa posta al cranio.
- Dopo il cemento dentale diventa difficile, è possibile rimuovere il mouse dalla cornice stereotassica. Mettere una pomata antibiotica sulla pelle esposta. Iniettare l'antagonista di medetomidina (0,3 mg/kg) e gli antibiotici (ossitetraciclina; 20 mg/kg). Posizionare e controllare il mouse sul tappetino calore in una gabbia fino a quando risveglia e restituirlo a una gabbia di alloggiamento.
- Casa l'animale in una gabbia di alloggi individuali con qualche dispositivo di arricchimento. Cambia la carta animale biancheria da letto ogni giorno per mantenere la gabbia pulita e prevenire l'infezione. Monitorare con attenzione se l'animale mostra segni di disagio. Applicare lidocaina la ferita se qualsiasi dolore è ritenuto sospetto. Amministra meloxicam o carprofen una volta ogni 24 h per 48 h dopo entrambi la testa post installazione ed il craniotomy ambulatori. La lidocaina locale può essere dato inoltre se i fans non è adeguato.
3. acclimatazione
- (Minimo) due giorni dopo il recupero dall'anestesia, acclimatare gli animali allo stato testa-fisso nella camera di registrazione. Eseguire le sessioni di acclimatazione per almeno 5 giorni.
- Durante le sessioni di acclimatazione, metti l'animale nella camera di registrazione con il post testa fissato ad una pinza su misura. Durante la sessione, al fine di limitare il movimento, copre il corpo con un mezzo tubo di resina su misura (Figura 1), realizzati con una stampante 3D.
Nota: Il giorno 1, la sessione di acclimatazione deve essere lunga 5 min. Esso è poi aumentato ogni giorno a 10, 20, 40 e 60 min per giorni 2, 3, 4 e 5, rispettivamente. - Alla fine di ogni sessione, dare all'animale una ricompensa in cibo. Se l'animale si sforza continuamente durante l'acclimatazione, interrompere la sessione.
4. craniotomia
Nota: Dopo l'acclimatazione, un craniotomy è fatta sopra la regione del cervello per la registrazione. Il craniotomy è effettuato nella cornice stereotassica in anestesia, come con la testa post installazione. La procedura di post-funzionamento è lo stesso come la testa post installazione.
- Prima il craniotomy, pulire il cranio con un batuffolo di cotone con clorexidina gluconato e 70% di alcol.
- Raschiare accuratamente il cranio sopra il sito di registrazione con un trapano odontoiatrico. Quando l'osso diventa abbastanza sottile, tagliare con la punta del bisturi e rimuoverlo.
- Mettere cemento dentale intorno alla regione esposta al fine di rafforzare il cranio.
- Coprire l'area di cervello esposto con adesivo siliconico dopo il cemento dentale diventa difficile. Post-operatorio si procede come descritto al punto 2.8.
5. elettrofisiologici registrazione
- Permettere all'animale di recuperare per almeno 1 giorno dopo il craniotomy prima di eseguire la registrazione elettrofisiologica. Metti l'animale nella camera di registrazione allo stesso modo che è stato fatto durante le sessioni di acclimatazione quando verrà avviata la registrazione.
- Rendere le pipette in vetro dai capillari di vetro borosilicato (OD = 1.5 mm, ID = 0,9 mm, lunghezza 90,0 mm) tirato su un estrattore di elettrodo. Loro diametro della punta è 2-3 µm, e la loro resistenza è 4 – 6 MΩ quando sono pieni di 10mm PBS. La lunghezza dell'elettrodo è di 40 – 50 mm. In alcune registrazioni, neurobiotin 2% viene aggiunto alla PBS da 10 mM.
- Allegare la pipetta di vetro riempito al titolare della optrode su misura.
- Mettere il filo in argento rivestito Ag-Cl (0,2 mm di diametro) nella pipetta di vetro. Collegare il filo d'argento ad un pin tramite un sottile filo elettrico rivestito. Collegare il pin per l'headstage dell'amplificatore registrazione.
- Collegare il cavo di patch in fibra ottica (core = 960 µm, rivestimento = 1.000 µm, NA = 0,63) con una ghiera di zirconia (OD = 2,5 mm) per la scissione il manicotto sul titolare del optrode di accoppiamento. Spingere il cavo di patch nel manicotto finché la punta della ferrula contatto sul retro della pipetta di vetro. Il cavo di patch offre la luce (lunghezza d'onda = 465 nm) da LED. La luce del LED è controllata da un driver di LED singolo canale.
- Rimuovere l'adesivo del silicone sopra il craniotomy. Metta salina riscaldata (38 ° C) sulla superficie del cervello periodicamente per evitare che la superficie del cervello secchi durante la sessione di registrazione. Se necessario, rimuovere il dura con le pinzette taglienti.
- Inserire l'elettrodo di vetro nel tessuto del cervello con un manipolatore. Quando è inserito, monitorare la resistenza dell'elettrodo. Sostituire l'elettrodo quando la resistenza è inferiore al previsto perché la punta dell'elettrodo può essere danneggiata. Alla profondità di interesse, ricerca e isolare le punte di singola unità di regolazione della profondità di 2-5 µm.
- Dopo la singola unità è isolata, consegnare la luce del LED e osservare la risposta agli stimoli leggeri.
- Registrare le attività neurale dopo l'identificazione dei tipi cellulari. Eseguire le registrazioni per 2 – 3 h. Se la registrazione viene effettuata in giorni consecutivi (2 giorni al massimo), coprire il craniotomy con adesivo siliconico. Quando la registrazione è terminata e l'animale viene sacrificato, recuperare il post testa e metterlo in acetone a lavare e riutilizzare.
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Representative Results
In Figura 2, abbiamo esaminato gli effetti della dimensione del suggerimento e la lunghezza delle pipette di vetro sul potere della luce sulla punta delle pipette (Figura 2A-B). Il potere della luce è stato misurato da un misuratore di potenza ottica posizionato a 1 mm dalla punta. Tutta la sua lunghezza era impostata a 50 ± 2 mm quando varia la dimensione di punta, mentre la dimensione di punta era impostata su 2,5 µm, quando tutta la sua lunghezza varia. Il gambo della pipetta di vetro è stato impostato a 8 mm. Il potere della luce sulla punta variato da 3 – 5 mW (media ± SD; Figura 2A: 3,77 mW ± 0.29, n = 20; Figura 2B: 4,24 ± 0,31 mW, n = 21). La dimensione della punta (Figura 2A) le pipette difficilmente è stata correlata con la potenza della luce (R = 0.1555). La lunghezza della pipetta solo leggermente è stata correlata con la potenza della luce in un modo negativo (R =-0.2054). Questi risultati indicano che il suggerimento e la lunghezza delle pipette interessano raramente il potere della luce sulla punta. Abbiamo anche controllato se la quantità di carico del volume della soluzione (10 mM PBS) nelle pipette di vetro colpisce il potere della luce (Figura 2). Il volume della soluzione è stato valutato la lunghezza della soluzione nella pipetta. I dati sono stati registrati da 4 pipette (dimensione della punta: 0,25 µm, lunghezza completa: 50 ± 2 mm, la lunghezza del codolo: 8 mm). Abbiamo trovato che variando il volume della soluzione nella pipetta non ha colpito il potere della luce (Figura 2).
In Figura 3, indichiamo le risposte di picco registrate nel colliculus inferiore (IC) di sveglio VGAT-ChR2 topi (2 – 4 mesi). L'IC è un centro uditivo nel midbrain e consiste di glutamatergici e GABAergici neuroni12,13, entrambi i quali rispondere al suono3,4. Nei topi di IC di VGAT-ChR2, i neuroni GABAergici rapidi specificamente ChR24. In precedenti lavori, è stato indicato che i neuroni GABAergici e glutamatergici erano eccitati o soppressi, rispettivamente, quando ricevono stimoli leggeri3,4. Nei topi svegli, abbiamo trovato entrambi i tipi di neuroni (Figura 3A-B). Quando lo stimolo luminoso viene recapitato attraverso l'elettrodo di vetro, esso ha evocato le risposte di spike in alcuni neuroni (Figura 3A). Al contrario, in altri neuroni, gli stimoli leggeri ha soppresso le risposte di spike evocate da stimoli sonori (Figura 3B). Questi risultati indicano che un optrode di vetro può registrare l'attività di unità singola ben isolata e stimolare in modo affidabile i neuroni registrati da luce.
Figura 1: Accessori di registrazione e titolare di Optrode. Pannelli (A) e (B) Visualizza il titolare di optrode. Pannello (A) viene mostrata la struttura di parte del titolare del optrode. (1) si tratta di una divisione ceramica manicotto di accoppiamento. (2) si tratta di un tubo di acciaio inox. (3) si tratta di un barilotto del titolare. (4) si tratta di una cono rondella. (5) si tratta di un tappo in policarbonato. Pannello (B) Mostra il titolare optrode assemblato. Panels (C) e (D) Visualizza il post di testa su misura. Pannello (C) Mostra un lato del post testa. Pannello (D) Mostra una vista obliqua del post testa. I due posti di testa (a destra) sono costituiti da un distanziatore di circuito stampato (a sinistra). Pannelli (E), (F) e (G) Visualizza il mezzo tubo di resina su misura. Pannelli (E) e (F) Visualizza disegni dimensionali del tubo mezzo resina. Pannello (E) Mostra una vista frontale del tubo mezzo della resina. Pannello (F) Mostra una vista laterale del tubo mezzo della resina. Pannello (G) Mostra un'immagine di foto del mezzo tubo. I numeri nei pannelli (E) e (F) indicare il disegno dimensioni in mm. per favore clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 2: L'effetto della configurazione delle pipette di vetro sul potere della luce sulla punta. (A) la punta di dimensione era tracciata contro il potere della luce. L'intera lunghezza della pipetta è stata impostata a 50 ± 2 mm. La lunghezza del gambo è stata impostata a 8 mm. (B) la lunghezza della pipetta è stata tracciata contro il potere della luce. La dimensione di punta era impostata su 0.25 µm. La lunghezza del gambo è stata impostata a 8 mm. (C) questo pannello mostra l'effetto del carico volume della soluzione (10 mM PBS) sul potere della luce. I dati da 4 pipette sono indicati da linee e simboli diversi. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
Figura 3 : Le risposte di luce-evocato nell'IC di sveglio VGAT-ChR2 topi. (A) la luce stimoli (scatola blu, 0.03 s) ha evocato le risposte di spike. (B) la luce stimoli (scatola blu, 0.03 s) ha soppresso le risposte di spike evocate dal suono (scatola grigia). Il superiore 3 tracce sono la risposta al suono, e l'inferiore 3 tracce sono la risposta quando suono e la luce sono stati dati. Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.
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Discussion
Optogenetica è diventato un potente strumento in neuroscienze. È stato utilizzato per identificare tipi specifici neuroni in vivo così come manipolare l'attività di specifici circuiti neuronali. Il chiarimento delle attività neurale di diversi tipi di un neurone promuove la comprensione del meccanismo dei circuiti neurali. Qui, abbiamo dimostrato un metodo per fornire la luce per il sito di registrazione attraverso un elettrodo di vetro nell'IC di sveglio VGAT-ChR2 topi.
Ci sono diversi passaggi critici nel metodo descritto. In primo luogo, è un requisito per utilizzare animali con un'espressione sufficiente e specifica di opsine nei neuroni bersaglio. Per identificare le risposte alla luce con le registrazioni extracellulari, è necessario che l'attivazione dell'opsina evoca le punte nei neuroni bersaglio. In alcuni ceppi transgenici, è possibile che il livello di espressione del transgene in neuroni è basso in animali giovani14, e ci potrebbe essere un'età minima per l'esperimento. Inoltre, può essere necessario eseguire alcuni ulteriori esperimenti per confermare se le risposte agli stimoli leggeri sono specifiche per i tipi di neurone di destinazione (ad es., immunoistochimica). Quando il neurone bersaglio è eccitatorio, sarebbe necessario distinguere le risposte direttamente evocate da risposte sinapticamente evocate, che potrebbero essere fatto di soglia la latenza della risposta. In secondo luogo, è fondamentale per garantire che il tessuto cerebrale è più pulito possibile. Una manutenzione di pulizia è soprattutto necessaria al fine di prevenire qualsiasi sanguinamento durante il craniotomy e le registrazioni. Inoltre, la superficie del cervello dovrebbe essere impedita di secchezza dopo il craniotomy coprendo la superficie strettamente con adesivo siliconico.
Per fornire la luce in modo efficiente dalla punta dell'elettrodo, è fondamentale per ridurre qualsiasi perdita nel sistema ottico. Nella nostra configurazione della optrode, il potere della luce cade dieci volte attraverso il supporto di elettrodo: il potere della luce è di 45 mW alla fine del cavo patch in fibra ottica, mentre è 3-5 mW presso la punta della pipetta di vetro. Come mostrato nei risultati, il formato di punta e tutta la sua lunghezza non ha colpito il potere della luce sulla punta (Figura 2). Questi risultati hanno indicato che l'attenuazione della luce era abbastanza stabile indipendentemente dalla configurazione della pipetta di vetro. Questa attenuazione della luce non importava nella registrazione dei neuroni di IC in topi VGAT-ChR2 perché abbiamo confermato che era possibile registrare picchi attivati luce nel bordo ventrale (2 mm di profondità) dell'IC, anche se forse importa in altre configurazioni di registrazione. Sarebbe difficile per ridurre drasticamente l'attenuazione della luce, ma ci possono essere possibilità di miglioramento. In primo luogo, può essere efficace utilizzare quarzo invece di un vetro borosilicato come una pipetta di elettrodo. È noto che al quarzo ha migliore luce conducibilità, modo che può ridurre la perdita di luce attraverso l' elettrodo15. Inoltre, è stato riferito che il polacco della fine della pipetta ridotta perdita di luce sulla superficie di contatto tra la pipetta e cavo di zona15. Se il miglioramento l'attenuazione della luce non è sufficiente, sarebbe efficace per utilizzare un laser invece di LED, anche se laser costa più di quanto ha condotto.
Uno dei vantaggi dell'elettrodo di pipetta di vetro è che è possibile eseguire procedure istologiche aggiungendo elementi traccianti o vettori per la soluzione di riempimento. Le procedure istologiche aggiungerà una grande quantità di informazioni utili (la posizione della registrazione), la morfologia del neurone registrato, eccper i dati elettrofisiologici. Inoltre, esso è stato segnalato che è possibile eseguire indagini farmacologiche utilizzando l'elettrodo di vetro con gli stampi nel riempimento soluzione15. In contrasto con questi vantaggi, la limitazione dell'elettrodo di pipetta di vetro è che esso non è possibile registrare da più unità isolate. Per ottenere le registrazioni multiple, è possibile inserire un filo di tetrodo la pipetta di vetro anziché un unico filo di Ag-Cl rivestito. In questo caso, sarebbe necessario utilizzare una pipetta con una dimensione maggiore di punta (30 – 60 µm, il formato di punta tipica di un tetrodo) e lasciare che la fine del tetrodo fuori dalla punta della pipetta.
Mentre precedentemente segnalati optrodes richiesto spesso complessa fabbricazione16,17, Magee e i suoi colleghi hanno sviluppato un optrode utilizzando pipette in vetro standard come con la optrode abbiamo progettato18. Nel loro metodo, inseriscono una sottile fibra ottica nella pipetta per fornire la luce. Per rendere la fibra sottile abbastanza per inserire il gambo della pipetta, essi inciso 125 µm fibra di rivestimento con un nucleo di 9 µm ad un diametro di 8 – 10 µm sulla punta. Il vantaggio di questo metodo è che si applicherebbe anche per la pipetta piegata che viene spesso utilizzata per ionoforesi. Tuttavia, potrebbe essere difficile da usare LED come sorgente luminosa, perché non raggiungerebbe il LED commerciali standard sufficiente potenza della luce attraverso una fibra del nucleo di 9 µm.
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Disclosures
Gli autori non hanno nulla a rivelare.
Acknowledgments
Gli autori sono stati supportati da Japan Society per la promozione della scienza KAKENHI Grant JP16K11200 e 17H 02223 e la concessione per la ricerca di Kanazawa Medical University S2016-8 e C2017-3. Ringraziamo Yuhichi Kuda per il suo sostegno a scattare la foto.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
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