Summary
Dit werk introduceert een methode voor het uitvoeren van een optogenetic single-eenheid betrouwbaar opnemen vanaf een wakker muis met behulp van een op maat gemaakte glazen optrode.
Abstract
Het is een grote zorg in de neurowetenschappen hoe verschillende soorten neuronen werken in neurale circuits. Recente vooruitgang in de optogenetics hebt ingeschakeld op de identificatie van de neuronale type in in vivo elektrofysiologische experimenten in brede hersengebieden. In optogenetics de experimenten is het van cruciaal belang om het licht op de site van de opname. Echter is het vaak moeilijk te leveren van de stimulatie licht aan de diepe hersengebieden van de hersenen oppervlak. Het is vooral moeilijk voor de stimulatie licht te bereiken de diepe hersengebieden toen de optische transparantie van het oppervlak van de hersenen laag, is zoals vaak het geval met opnames van wakker dieren. Hier beschrijven we een methode om vast te leggen van spike reacties op het licht van een wakker muis met behulp van een op maat gemaakte glazen optrode. Bij deze methode wordt het licht beschikbaar gesteld via de opname-glaselektrode zodat het is mogelijk om op een betrouwbare manier stimuleren de opgenomen neuron met licht in de diepe hersengebieden. Deze op maat gemaakte optrode-systeem bestaat uit toegankelijke en goedkope materialen en is eenvoudig te monteren.
Introduction
Het centrale zenuwstelsel bestaat uit verschillende soorten neuronen, die verschillende functies hebben. De werking van deze verschillende soorten neuronen binnen het neurale circuit is een van de belangrijkste bekommernissen in de neurowetenschappen. Echter in veel hersengebieden is het onmogelijk om te onderscheiden van de neuronale soorten in in-vivo -opnamen elektrische activiteiten, want er geen duidelijk verschil in het elektrische spike signaal zelf, met enkele uitzonderingen is. Recente vooruitgang in optogenetics heb een doorbraak1,2. Het gebruik van transgene dieren waarin lichtgevoelige opsin (bijvoorbeeldchannelrhodopsin-2) wordt uitgedrukt in neuronale bepaalde, werd het mogelijk om te onderscheiden van de neuronale typen efficiënt in in vivo opnames3, 4,5,6. Bij deze dieren, de neuronen met lichtgevoelige opsin zijn opgewonden door lichte prikkels te geven tijdens de elektrische opnames, maar andere neuronen zijn niet. De opsin-positieve neuronen, daarom zijn gemakkelijk onderscheiden van andersoortige neuron door hun antwoorden aan het licht.
In optogenetics de experimenten is het van cruciaal belang om het licht op de site van de opname. Als een niet-invasieve methode, is het licht vaak gericht van de hersenen oppervlak. Omdat de sterkte van het licht vermindert als het hersenweefsel doorloopt, is het echter moeilijk te stimuleren de diepe hersengebieden van de hersenen oppervlak. Het is vooral moeilijk voor de stimulatie licht te bereiken de diepe hersengebieden toen de optische transparantie van het oppervlak van de hersenen laag, is zoals vaak het geval met opnames van wakker dieren. Elektrofysiologische experimenten hebben vaak verricht voor narcose dieren omdat de lichaamsbeweging ruis in de opnames veroorzaakt. Zoals is goed gedocumenteerd, is anesthesie echter bekend om te veranderen van de neurale reacties7,8,9,10. Het is dus nodig om wakker dieren te bestuderen van neurale reacties zonder de kunstmatige effecten van de narcose. In tegenstelling tot de experimenten met narcose dieren, worden het elektrofysiologische opnamen uitgevoerd na het herstel van een operatie in de experimenten met dieren wakker. Tijdens het interval tussen de operatie en de opnames, het weefsel afgescheiden vaak ophoopt op de hersenen oppervlak en maakt de optische transparantie van het oppervlak van de hersenen laag.
Hier beschrijven we een methode voor het opnemen van de single-eenheid opnamen vanaf een wakker muis met behulp van een op maat gemaakte glazen optrode. Bij deze methode wordt het licht beschikbaar gesteld via de opname-glaselektrode zodat het is mogelijk om op een betrouwbare manier stimuleren de opgenomen neuron met licht in diepe hersengebieden. Deze op maat gemaakte optrode-systeem bestaat uit toegankelijke en goedkope materialen en is eenvoudig te monteren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle procedures worden uitgevoerd in overeenstemming met de leidende beginselen van de fysiologische Society van Japan en met goedkeuring van de Animal Care Comité Kanazawa medische universiteit van.
1. bouw van de glazen Optrode houder
Opmerking: Om te bouwen van een glas optrode houder, is de houder van een commerciële elektrode gebruikt (figuur 1A).
- Trek voorzichtig uit de stalen buis voor drukregeling van het vat van de houder.
- Door het boren, verbreden het gat van de zijde van de stoel aanpassen in het vat van de houder. Maak het gat 3 mm in diameter en 12 mm in diepte.
- Zet een roestvrij stalen pijp (diameter 3 mm 0,5 mm in dikte en 8 mm lengte; Figuur 1A 2) in het gat.
- Invoegen van een keramische paring mouw voor ⌀2.5 mm ferrules (figuur 1A1) gesplitst in het gat.
- Fix het vat van de elektrode-houder voor een L-vormige felsen met epoxy lijm.
- Maak de gaatjes (3 mm diameter) in het felsen en deze koppelen aan een manipulator met schroeven.
2. hoofd Post installatie
- Een op maat gemaakte hoofd post maakte van een circuit bord spacer voor te bereiden. Maken van de spacer in kolomvorm printplaat in een cuboidal vorm met een kotter frezen en snijd deze in 2 hoofd posten met een zaag (figuur 1B). De onderkant van de hoofd post met een kotter frezen afvlakken.
- De transgene dieren waarin een lichtgevoelige opsin is uitgedrukt in een specifieke neuron-type voor de studie voor te bereiden. In dit werk, wordt de transgene muis (VGAT-ChR2 muizen) waarin de remmende neuronen express channelrhodopsin-2 (ChR2)11 gebruikt.
- Anesthetize het dier met een mengsel van 0,3 mg/kg medetomidine, 4,0 mg/kg van midazolam en 5,0 mg/kg Butorfanol door intraperitoneale toediening. Testen om te bevestigen dat het dier volledig verdoofd is, zijn reacties om staart knijpen.
- Hiermee plaatst u de muisaanwijzer in een stereotaxic frame op een verwarming pad. Schoon het stereotaxic frame en de verwarming pad met 70% alcohol van tevoren. Plaats de tanden in het gat van de balk beet en licht het scherpen van de klem van de neus. Beide zijden van het hoofd met behulp van oor balken vast te stellen. Wanneer het hoofd goed door de oor-bars opgelost is, draai de neus klem. Toepassing een oogheelkundige zalf op de ogen.
- Scheren van de hoofdhuid met een kleine schaar en reinig de hoofdhuid met een wattenstaafje van chloorhexidine gluconaat. Vóór de operatie, steriliseren alle die de chirurgische instrumenten en een hoofd met een autoclaaf (121 ° C, 15 min post).
- De hoofdhuid langs de middellijn knippen met een schaar en het terzijde schuiven. Het maken van de incisie aan de achterkant van het hoofd aan de ogen (ongeveer 20 mm). Het beenvlies verwijderen met een wattenstaafje gedoopt in 70% alcohol en droog de schedel.
- Bevestig de hoofd post aan de manipulator. Plaats de hoofd post plat op de schedel rond de bregma met behulp van de manipulator.
- Meng de monomeer (4 druppels), de katalysator (1 druppel) en het polymeer (1 kleine lepel) van tandheelkundige cement op een kleine schotel die tevoren in de koelkast is gekoeld. Zet de tandheelkundige cement (onder 1 g) op de frontale en pariëtale bot van de schedel te lossen de hoofd post op de schedel.
- Nadat de tandheelkundige cement moeilijk wordt, verwijder de muis uit het stereotaxic frame. Een antibiotische zalf zetten op de blootgestelde huid. Injecteer de medetomidine antagonist (0,3 mg/kg) en de antibiotica (oxytetracycline; 20 mg/kg). Plaats en volgen van de muis op het pad van de warmte in een kooi totdat het ontwaakt, en terug te sturen naar een huisvesting kooi.
- Het huis van het dier in een kooi van individuele huisvesting met een verrijking apparaat. Het wijzigen van de dierlijke papier beddengoed dagelijks om de kooi schoon te houden en te voorkomen infectie. Zorgvuldig controleren of het dier ongemak vertoont. Toepassing lidocaïne op de wond als eventuele pijn wordt vermoed. Beheren meloxicam of carprofen eenmaal elke 24 h gedurende 48 uur nadat beide het hoofd installatie en craniotomy chirurgie post. De lokale lidocaïne kan bovendien worden gegeven als de NSAID niet voldoende is.
3. acclimatisering
- Twee dagen (minimaal) na het herstel van de narcose, acclimatiseren de dieren aan de hoofd-bevestigde staat in de zaal van de opname. Voer de acclimatisatie sessies voor ten minste 5 dagen.
- Tijdens de acclimatisatie sessies, plaats het dier in de zaal van de opname met de hoofd post bevestigd aan een custom-built klem. Tijdens de sessie, ter beperking van beweging, dekking het lichaam met een op maat gemaakte hars halve buis (Figuur 1 c), gemaakt met behulp van een 3D-printer.
Opmerking: Op dag 1 moet de acclimatisatie sessie 5 min lang. Het is vervolgens verhoogd dagelijks tot 10, 20, 40 en 60 min voor dagen 2, 3, 4 en 5, respectievelijk. - Aan het einde van elke sessie, geeft het dier een beloning van voedsel. Als het dier continu tijdens de acclimatisatie worstelt, stoppen de sessie.
4. craniotomy
Opmerking: Na de acclimatisatie, een craniotomy is gemaakt over de regio van de hersenen voor opname. De craniotomy wordt uitgevoerd in het stereotaxic frame onder verdoving, met het hoofd na installatie. De procedure na operatie is hetzelfde als het hoofd installatie post.
- Schoon voordat de craniotomy, de schedel met een wattenstaafje met chloorhexidine gluconaat en 70% alcohol.
- Zorgvuldig Schraap de schedel over de opname-site met een tandheelkundige boor. Wanneer het bot dun genoeg wordt, snijd het met het topje van de scalpel en verwijderen.
- Zet tandheelkundige cement rond het blootgestelde gebied ter versterking van de schedel.
- Bestrijken het gebied van de blootgestelde hersenen met siliconen lijm nadat de tandheelkundige cement wordt het moeilijk. De procedure na chirurgie is zoals beschreven in stap 2.8.
5. elektrofysiologische opname
- Laat het dier terug te vorderen voor minimaal 1 dag na de craniotomy voordat u de elektrofysiologische opname uitvoert. Plaats het dier in de opname-zaal op dezelfde manier die het werd gedaan tijdens de sessies van de acclimatisering wanneer de opname begint.
- Maken van glas pipetten van borosilicaatglas haarvaten (OD = 1,5 mm, ID = 0,9 mm, 90.0 mm lang) trok op een trekker van de elektrode. Hun tip diameter is 2-3 µm, en hun weerstand is 4 – 6 MΩ wanneer ze worden gevuld met 10 mM PBS. De lengte van de elektrode is 40 – 50 mm. In sommige opnamen, is 2% neurobiotin toegevoegd aan de 10 mM PBS.
- De gevulde glazen pipet hechten aan de houder van de op maat gemaakte optrode.
- De Ag-Cl gecoat zilver draad (0.2 mm diameter) gestoken in de glazen pipet. Sluit de zilver draad aan een pin via een dun gecoate elektrische draad. Sluit de pin aan de headstage van de opname-versterker.
- Sluit de glasvezel patch kabel (kern = 960 µm, bekleding = 1.000 µm, NB = 0,63) met een Zirkonia verlengstuk (OD = 2,5 mm) naar de split paring mouw op de houder van de optrode. Duw de patch-kabel in de mouw tot het puntje van de verlengstuk contact op met de achterkant van de glazen pipet. De patch-kabel levert het licht (golflengte = 465 nm) van LED. Het LED licht wordt gecontroleerd door een één-kanaals LED-driver.
- Verwijder de siliconen lijm over de craniotomy. Put verwarmde zoutoplossing (38 ° C) op het oppervlak van de hersenen regelmatig om te voorkomen dat de hersenen oppervlak drogen tijdens de opnamesessie. Indien nodig, verwijder de dura met scherpe pincet.
- De glazen elektrode invoegen in het hersenweefsel met een manipulator. De elektrode weerstand controleren wanneer deze wordt ingevoegd. Vervang de elektrode wanneer de weerstand lager is dan verwacht omdat het puntje van de elektrode kan worden beschadigd. Zoek op de diepte van belang, en de eenheid spikes isoleren door de diepte in stappen van 2 tot en met 5 µm aan te passen.
- Nadat de eenheid geïsoleerd is, leveren het LED-licht en observeren de reactie op de lichte stimuli.
- Record de neurale activiteiten na de identificatie van de celtypes. De opnames voor 2 – 3 h uitvoeren. Als de opname is gemaakt op opeenvolgende dagen (maximaal 2 dagen), dekking van de craniotomy met siliconen lijm. Wanneer de opname is voltooid, en het dier wordt opgeofferd, ophalen van de post van hoofd en zet het in aceton te wassen en opnieuw gebruiken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
In Figuur 2onderzocht wij hebben de effecten van de grootte van de tip en de lengte van de pipetten van glas op de lichte macht op het puntje van de pipetten (figuur 2A-B). De lichte macht werd gemeten door een optische Energiemeter geplaatst 1 mm van het uiteinde. De volledige lengte was ingesteld op 50 ± 2 mm, wanneer de grootte van de tip gevarieerd, terwijl de grootte van de tip was ingesteld op 2,5 µm wanneer de volledige lengte gevarieerd. De schacht van de glazen pipet is ingesteld op 8 mm. De lichte kracht aan het uiteinde varieerden van 3 – 5 mW (gemiddelde ± SD; Figuur 2A: 3,77 ± 0,29 mW, n = 20; Figuur 2B: 4.24 ± 0.31 mW, n = 21). De grootte van de tip (figuur 2A) van de pipetten was nauwelijks gecorreleerd met de lichte kracht (R = 0.1555). De lengte van de pipet was slechts licht gecorreleerd met de lichte kracht op een negatieve wijze (R =-0.2054). Deze resultaten stellen voor dat het uiteinde en de lengte van de pipetten zelden invloed op de lichte kracht aan het uiteinde. Wij ook gecontroleerd als het bedrag van de belasting van het volume van de oplossing (10 mM PBS) in de glas-pipetten van invloed is op de licht macht (figuur 2C). Het volume van de oplossing werd beoordeeld door de lengte van de oplossing in de pipet. De gegevens werden vastgelegd van 4 pipetten (tip van grootte: 0,25 µm, de volledige lengte: 50 ± 2 mm, de lengte van de schacht: 8 mm). We vonden dat het volume van de oplossing in de pipet variërend niet de lichte macht (figuur 2C beïnvloedde).
In Figuur 3tonen we de antwoorden van de spike opgenomen in de inferieure colliculus (IC) van wakker VGAT-ChR2 muizen (2-4 maanden oud). De IC is een auditieve centrum in de veroorzaakt en bestaat uit glutamaterge en GABAergic neuronen12,13, die beide inspelen op geluid3,4. De GABAergic neuronen verwoordt in de IC van VGAT-ChR2-muizen, specifiek ChR24. In vorige werk, werd aangetoond dat de GABAergic en glutamaterge neuronen waren opgewonden of, respectievelijk, onderdrukt toen zij werden gegeven lichte prikkels3,4. In de wakker muizen vonden we beide soorten neuronen (figuur 3A-B). Als de lichte prikkel wordt afgeleverd door de glazen elektrode, opgeroepen het spike reacties in sommige neuronen (figuur 3A). In tegenstelling, in andere neuronen onderdrukt de lichte prikkels de spike reacties opgeroepen door geluid prikkels (figuur 3B). Deze resultaten tonen aan dat een glas optrode kunt opnemen van de goed geïsoleerde eenheid activiteit en betrouwbaar de opgenomen neuronen door licht stimuleren.
Figuur 1: Optrode houder en opname accessoires. Panelen (A) en (B) Toon de optrode houder. Deelvenster (A) toont de structuur van het deel van de optrode-houder. (1) Dit is een keramische split paring mouw. (2) Dit is een roestvrij stalen buis. (3) Dit is een vat van de houder. (4) Dit is een wasmachine van de kegel. (5) Dit is een polycarbonaat cap. Paneel (B) toont de geassembleerde optrode houder. Panels (C) en (D) Toon de op maat gemaakte hoofd post. Paneel (C) toont een zijaanzicht van de hoofd post. Paneel (D) toont een schuin uitzicht op de hoofd post. De twee hoofd posten (rechts) zijn gemaakt van een circuit bord spacer (links). Panelen (E), (F), en (G) Toon de halve buis van op maat gemaakte hars. Panelen (E) en (F) Toon dimensionale tekeningen van de hars halve buis. Paneel (E) toont een vooraanzicht van de hars halve buis. Paneel (F) toont een zijaanzicht van de hars halve buis. Paneel (G) toont een foto van de helft van de buis. De getallen in panelen (E) en (F) geven de tekening afmetingen in mm. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 2: Het effect van de configuratie van de pipetten van glas op de lichte macht op het puntje. (A) de tip van grootte was uitgezet tegen de lichte macht. De volledige lengte van de Pipet is ingesteld op 50 ± 2 mm. De lengte van de schacht is ingesteld tot 8 mm. (B) de lengte van de pipet was uitgezet tegen de lichte macht. Het formaat van de tip was ingesteld op 0,25 µm. De lengte van de schacht is ingesteld tot 8 mm. (C) dit paneel toont het effect van de werklast van het volume van de oplossing (10 mM PBS) op de lichte macht. De gegevens uit 4 pipetten worden aangeduid met verschillende symbolen en lijnen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Figuur 3 : De reacties van licht-opgeroepen in de IC van wakker muizen van het VGAT-ChR2. (A) het licht prikkels (0.03 blauw vak s) spike reacties opgeroepen. (B) het licht prikkels (0.03 blauw vak s) onderdrukt de spike reacties opgeroepen door geluid (grijze doos). De bovenste 3 sporen zijn het antwoord op geluid, en de onderste 3 sporen zijn het antwoord toen zowel geluid en licht kregen. Klik hier voor een grotere versie van dit cijfer.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Optogenetics is een krachtig hulpmiddel in de neurowetenschappen geworden. Het is gebruikt voor het identificeren van specifieke neuron typen in vivo , evenals het manipuleren van de activiteiten van bepaalde neuronale trajecten. De verduidelijking van de neurale activiteiten van verschillende neuronale bevordert het begrip van het mechanisme van de neurale circuits. We toonden hier, een methode om het licht te leveren aan de site van de opname via een glaselektrode in de IC van wakker VGAT-ChR2 muizen.
Er zijn verschillende kritische stappen in de beschreven methode. Eerst, is het een vereiste om gebruik maken van dieren met een toereikende en specifieke uiting van opsins in de neuronen van de doelgroep. Ter identificatie van de antwoorden aan het licht met de extracellulaire opnames, is het noodzakelijk dat de activering van de opsin de pieken in de neuronen van de doelgroep roept. In sommige transgene spanningen is het mogelijk dat de transgenic expressie in neuronen laag in jonge dieren14 is, en kan er een minimumleeftijd voor het experiment. Verder, wellicht voor het uitvoeren van enkele aanvullende experimenten om te bevestigen als de antwoorden op de lichte prikkels specifiek voor de doelgroep neuron typen (b.v., immunohistochemistry zijn). Wanneer het doel neuron excitatory is, zou het noodzakelijk om te onderscheiden van de direct evoked antwoorden van de synaptically evoked antwoorden, die kunnen worden gedaan door drempelmethode de latentie van de reactie. Ten tweede, is het essentieel om ervoor te zorgen het hersenweefsel zo schoon mogelijk. Een onderhoud van reinheid is vooral nodig om te voorkomen dat elke bloeden tijdens de craniotomy en de opnames. Ook mag het oppervlak van de hersenen worden belet drogen na de craniotomy door te bedekken de oppervlakte strak met siliconen lijm.
Het licht efficiënt om van te verlossen de elektrode tip, is het essentieel om enig verlies in de optische weglengte. In onze configuratie van de optrode, de lichte macht druppels vertienvoudigd door middel van de elektrode-houder: de lichte macht is 45 mW aan het einde van de glasvezel patch snoer, terwijl het is 3-5 mW op het puntje van de glazen pipet. Zoals blijkt uit de resultaten, beïnvloedde de grootte van de tip en de volledige lengte niet de lichte macht op het puntje (Figuur 2). Deze resultaten aangegeven dat de lichte verzwakking tamelijk stabiel ongeacht de configuratie van de glazen pipet was. Deze lichte verzwakking deed er niet toe in de opname van IC neuronen in muizen van het VGAT-ChR2 omdat we hebben bevestigd dat het mogelijk was om opnemen van lichte geactiveerde pieken in de ventrale rand (2 mm diepte) van de IC, hoewel in andere configuraties van de opname kan het uitmaakt. Het zou moeilijk zijn om de licht demping dramatisch, maar kunnen er mogelijkheden voor verbetering. Ten eerste, het effectief gebruik van kwarts in plaats van een borosilicaat glas als een elektrode Pipetteer kan zijn. Het is bekend dat de kwarts beter geleidingsvermogen, heeft licht zodat het het licht verlies via de elektrode15 verminderen kan. Ook, werd gemeld dat de Poolse na afloop van de pipet licht verlies op het contactoppervlak tussen de pipet en de patch koord15verminderd. Als de verbetering van de lichte demping niet genoeg is, zou het effectief gebruik van een laser in plaats van de LED, hoewel laser meer kost dan geleid.
Een van de voordelen van de glazen pipet elektrode is dat het mogelijk is te histologische procedures uitvoeren door toevoeging van verklikstoffen of vectoren aan de oplossing van de vulling. De histologische procedures zal een heleboel nuttige informatie (de locatie van de opname), de morfologie van de opgenomen neuron, etc.aan de elektrofysiologische gegevens toevoegen. Het werd ook gemeld dat het mogelijk is om uit te voeren van farmacologische onderzoeken met behulp van de glazen elektrode met blokkers in de vulling oplossing15is. In tegenstelling tot deze voordelen is de beperking van de glazen pipet elektrode dat het niet van meerdere geïsoleerde eenheden opnemen. Ter verwezenlijking van meerdere opnamen, is het mogelijk om een tetrode draad in de glazen pipet in plaats van een enkele draad van de Ag-Cl bekleed. Het zou in dit geval moet gebruik van een pipet met een groter formaat van de tip (30 – 60 µm, de grootte van de typische tip van een tetrode) en laat het einde van de tetrode uit vanaf de punt van de pipet.
Terwijl eerder gemelde optrodes vaak complexe fabricage16,17 vereist, hebben Magee en zijn collega's ontwikkeld een optrode met behulp van standaard glas pipetten als met de optrode die we18 ontworpen. In hun methode, ze een dunne optische vezel in de pipet om het licht te plaatsen. Om de vezel dun genoeg om in te voegen de schacht van de pipet, geëtst ze 125 µm bekleding vezel met een 9 µm kern met een diameter van 8 – 10 µm op het puntje. Het voordeel van deze methode is dat het zelfs voor de gebogen pipet die vaak wordt gebruikt voor Iontoforese zou gelden. Echter, zou het moeilijk te gebruiken LED als lichtbron omdat standaard commerciële LEDs niet voldoende licht macht via een 9 µm kern vezel zou bereiken.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
De auteurs hebben niets te onthullen.
Acknowledgments
De auteurs werden ondersteund door de Japan-vereniging voor de promotie van wetenschap KAKENHI Grant JP16K11200 en 17H 02223, en de subsidie voor onderzoek van de Kanazawa medische universiteit S2016-8 en C2017-3. Wij danken Yuhichi Kuda voor zijn steun bij het nemen van de foto's.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K.
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
