Summary
Ce travail présente une méthode pour exécuter une seule unité optogenetic enregistrement fiable d’une souris éveillée à l’aide d’une optrode de verre sur mesure.
Abstract
C’est une préoccupation majeure en neurosciences comment différents types de neurones fonctionnent dans les circuits neurones. Les progrès récents dans l’optogenetics ont permis l’identification du type neuronal dans in vivo des expériences électrophysiologiques dans les régions du cerveau large. Dans les expériences d’optogenetics, il est essentiel de fournir de la lumière sur le site d’enregistrement. Toutefois, il est souvent difficile de livrer la lumière de stimulation pour les régions du cerveau profond de la surface du cerveau. En particulier, il est difficile pour la lumière de stimulation atteindre les régions cérébrales profondes lorsque la transparence optique de la surface du cerveau est faible, comme c’est souvent le cas avec des enregistrements d’animaux éveillés. Nous décrivons ici une méthode pour enregistrer les réponses de pointe à la lumière d’une souris éveillée à l’aide d’une optrode de verre sur mesure. Dans cette méthode, la lumière est assurée à l’électrode de verre enregistrement afin qu’il est possible de stimuler efficacement le neurone enregistré avec la lumière dans les régions du cerveau profond. Ce système fait sur commande d’optrode se compose de matériaux accessibles et peu coûteux et est facile à assembler.
Introduction
Le système nerveux central se compose de différents types de neurones, qui ont des fonctions différentes. Comment ces différents types de neurones travaillent au sein du circuit neuronal est l’une des préoccupations majeures en neurosciences. Toutefois, dans de nombreuses régions du cerveau, il a été impossible de distinguer les types neurones dans in vivo des enregistrements des activités électriques car il n’y a aucune différence claire dans le signal électrique spike lui-même, à quelques exceptions près. Les progrès récents dans les optogenetics ont fait une percée1,2. À l’aide d’animaux transgéniques dans laquelle opsine sensible à la lumière (par exemple, channelrhodopsin-2) est exprimée dans des types de neurones spécifiques, il est devenu possible de distinguer les types neurones efficacement dans in vivo enregistrements3, 4,5,6. Chez ces animaux, les neurones avec photosensible opsine sont excités en donnant des stimuli lumineux durant les enregistrements électriques, mais les autres neurones ne sont pas. Les neurones de l’opsine positifs, donc, sont aisément distinguées des autres types de neurones par leurs réponses à la lumière.
Dans les expériences d’optogenetics, il est essentiel de fournir de la lumière sur le site d’enregistrement. Comme une méthode non invasive, la lumière est souvent réalisée de la surface du cerveau. Cependant, car la force de la lumière diminue car il passe par les tissus du cerveau, il est difficile de stimuler les régions du cerveau profond de la surface du cerveau. En particulier, il est difficile pour la lumière de stimulation atteindre les régions cérébrales profondes lorsque la transparence optique de la surface du cerveau est faible, comme c’est souvent le cas avec des enregistrements d’animaux éveillés. Expériences électrophysiologiques ont souvent été réalisées sur des animaux anesthésiés parce que le mouvement du corps provoque un bruit dans les enregistrements. Comme est bien documentée, cependant, anesthésie est connu pour changer les réponses neuronales7,8,9,10. Ainsi, il est nécessaire d’utiliser des animaux éveillés afin d’étudier les réponses neuronales sans les effets artificiels de l’anesthésie. À la différence des expériences avec des animaux anesthésiés, les enregistrements électrophysiologiques sont effectuées après la récupération de la chirurgie dans les expériences avec des animaux éveillés. Au cours de l’intervalle entre les enregistrements et la chirurgie, l’exsudat de tissu souvent s’accumule sur la surface du cerveau et rend la transparence optique de la surface du cerveau faible.
Nous décrivons ici une méthode pour enregistrer les enregistrements unitaires d’une souris éveillée à l’aide d’une optrode de verre sur mesure. Dans cette méthode, la lumière est assurée à l’électrode de verre enregistrement afin qu’il est possible de stimuler efficacement le neurone enregistré avec la lumière dans les régions du cerveau profond. Ce système fait sur commande d’optrode se compose de matériaux accessibles et peu coûteux et est facile à assembler.
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Protocol
Toutes les procédures s’effectuent conformément aux principes directeurs de la société physiologique du Japon et avec l’approbation de l’Animal Care Committee de Kanazawa médical University.
1. construction de la porte de Optrode de verre
Remarque : Pour construire un porte-optrode en verre, un porte-électrode commerciale est utilisée (Figure 1 a).
- Retirez doucement le tube d’acier pour le contrôle de la pression du corps de la titulaire.
- Par forage, élargir le trou du côté siège broche dans le canon du titulaire. Faire le trou de 3 mm de diamètre et de 12 mm de profondeur.
- Mettre un tuyau en acier inox (3 mm de diamètre, épaisseur 0,5 mm et 8 mm de longueur ; Figure 1 a 2) dans le trou.
- Insérer une céramique divisé manchon accouplement pour embouts de ⌀2.5 mm (Figure 1 a,1) dans le trou.
- Fixer le canon de la porte-électrode à une rainure en forme de L avec de la colle époxy.
- Faire les trous (3 mm de diamètre) dans la rainure et attachez-le à un manipulateur avec vis.
2. tête Post Installation
- Préparer un post tête sur mesure faite d’un écarteur de circuit imprimé. Prendre l’entretoise colonnaires circuit imprimé dans une forme cubique avec une fraise et coupez-le en 2 postes de tête avec une scie (Figure 1 b). Aplatir le bas du poteau tête avec une fraise.
- Préparer l’animal transgénique dans laquelle une opsine photosensible est exprimée dans un type de neurone spécifique pour l’étude. Dans cet ouvrage, la souris transgénique (VGAT-ChR2 souris) dans lequel les neurones inhibiteurs expriment channelrhodopsin-2 (ChR2)11 est utilisée.
- Anesthésier l’animal avec un mélange de 0,3 mg/kg de la médétomidine 4,0 mg/kg de midazolam et 5,0 mg/kg de butorphanol par injection intrapéritonéale. Pour confirmer que l’animal est complètement anesthésié, tester ses réactions pour pincer la queue.
- Placez votre souris dans un cadre stéréotaxique sur un coussin chauffant. Nettoyer le cadre stéréotaxique et le chauffage pad avec alcool à 70 % à l’avance. Placez les dents dans le trou de la barre de la morsure et serrer la pince nez. Fixer les deux côtés de la tête à l’aide de barres d’oreilles. Lorsque la tête est correctement fixée par les barres d’oreilles, serrer le collier du nez. Appliquer une pommade ophtalmique sur les yeux.
- Se raser la tête de la peau avec petits ciseaux et nettoyer le cuir chevelu avec un coton-tige de gluconate de chlorhexidine. Avant la chirurgie, stériliser tous que les instruments chirurgicaux et une tête de poteau avec un autoclave (121 ° C, 15 min).
- Couper le cuir chevelu le long de la ligne médiane avec des ciseaux et mettre de côté. Faire l’incision de l’arrière de la tête aux yeux (environ 20 mm). Retirez le périoste avec un coton-tige imbibé d’alcool à 70 % et séchez le crâne.
- Fixer le poteau en tête pour le manipulateur. Positionner le poteau tête plat sur le crâne autour du bregma à l’aide de celui qui les manipule.
- Mélanger le monomère (4 gouttes), du catalyseur (1 goutte) et polymère (1 petite cuillère) de ciment dentaire sur un petit plat qui est refroidi au réfrigérateur à l’avance. Mettre le ciment dentaire (inférieure à 1 g) sur le frontal et l’os pariétal du crâne pour fixer le poteau tête au crâne.
- Après que le ciment dentaire devient dur, retirez la souris du cadre stéréotaxique. Mettre une pommade antibiotique sur la peau exposée. Injecter l’antagoniste de la médétomidine (0,3 mg/kg) et les antibiotiques (oxytétracycline ; 20 mg/kg). Placer et contrôler la souris sur le coussin chauffant dans une cage jusqu'à ce qu’il se réveille et retourner à une cage de logement.
- Maison de l’animal dans une cage habitat individuel avec un dispositif d’enrichissement. Changer le papier animaux literie tous les jours pour nettoyer la cage et de prévenir l’infection. Surveiller attentivement si l’animal montre des signes d’inconfort. Appliquez la lidocaïne sur la plaie si aucune douleur est suspectée. Administrer meloxicam ou carprofène une fois toutes les 24 h pendant 48 h les deux la tête après des chirurgies installation et craniotomie. La lidocaïne locale peut être donnée en outre, si la prise d’AINS n’est pas suffisante.
3. acclimatation
- Deux jours (minimum) après la récupération de l’anesthésie, acclimater les animaux à l’état de chef-fixé dans la chambre d’enregistrement. Effectuer les sessions d’acclimatation pendant au moins 5 jours.
- Pendant les séances d’acclimatation, placer l’animal dans la chambre d’enregistrement avec le post de tête fixé à un collier sur mesure. Au cours de la session, afin de limiter le mouvement, le corps avec un tube de la moitié de résine sur mesure (Figure 1), la couverture faite à l’aide d’une imprimante 3D.
Remarque : Le jour 1, la session d’acclimatation doit être long de 5 min. Il est ensuite passé par jour à 10, 20, 40 et 60 min pour les jours 2, 3, 4 et 5, respectivement. - À la fin de chaque session, donner à l’animal une récompense alimentaire. Si l’animal se débat sans cesse au cours de l’acclimatation, arrêter la session.
4. craniotomie
Remarque : Après l’acclimatation, une craniotomie est effectuée au-dessus de la région du cerveau pour l’enregistrement. La craniotomie est effectuée dans le cadre stéréotaxique sous anesthésie, avec la tête après l’installation. La procédure après l’opération, c’est le même que le chef post installation.
- Avant la craniotomie, nettoyez le crâne avec un coton tige avec chlorhexidine gluconate et 70 % d’alcool.
- Soigneusement, gratter le crâne sur le site d’enregistrement avec une fraise dentaire. Lorsque l’os sont assez mince, couper avec la pointe du scalpel et retirez-le.
- Mettre le ciment dentaire autour de la région exposée afin de renforcer le crâne.
- Recouvrir la surface de cerveau exposé avec adhésif silicone après que le ciment dentaire devient difficile. La procédure post-opératoire est comme indiqué au point 2.8.
5. électrophysiologique enregistrement
- Permettre à l’animal de récupérer au moins 1 nuit après la craniotomie avant d’effectuer l’enregistrement électrophysiologique. Placer l’animal dans la chambre d’enregistrement de la même manière que cela a été fait au cours des sessions d’acclimatation au démarrage de l’enregistrement.
- Faire des pipettes de verre de capillaires en verre borosilicate (OD = 1,5 mm, ID = 0,9 mm, 90,0 mm de long) a tiré sur un extracteur d’électrode. Leur diamètre est de 2 à 3 µm et leur résistance est de 4 à 6 MΩ lorsqu’ils sont remplis avec 10 mM PBS. La longueur de l’électrode est 40 à 50 mm. Dans certains enregistrements, 2 % neurobiotin est ajouté à la 10 mM PBS.
- Et placez la pipette de verre remplis l’optrode sur mesure.
- Mettre le fil d’argent Ag-Cl enduit (0,2 mm de diamètre) dans la pipette de verre. Connecter le fil d’argent à un pin via un fil électrique enduit mince. Brancher la fiche pour le préamplificateur de l’amplificateur de l’enregistrement.
- Connectez le cordon de raccordement de fibre optique (base = 960 µm, bardage = 1 000 µm, NA = 0,63) avec une bague zircone (OD = 2,5 mm) à la scission accouplement manchon sur le porte-optrode. Poussez le cordon de raccordement dans le manchon jusqu'à ce que la pointe de l’embout entre en contact avec le dos de la pipette de verre. Le cordon de raccordement livre la lumière (longueur d’onde = 465 nm) de LED. La lumière LED est contrôlée par un conducteur de LED monocanal.
- Enlever l’adhésif silicone franchissant la craniotomie. Mettez saline chauffée (38 ° C) sur la surface du cerveau périodiquement pour que la surface du cerveau ne se dessèchent au cours de la séance d’enregistrement. Si nécessaire, enlever la dura avec des pincettes pointus.
- Insérer l’électrode de verre dans le tissu cérébral avec un manipulateur. Contrôler la résistance de l’électrode lorsqu’elle est insérée. Remplacez l’électrode lorsque la résistance est plus faible que prévu parce que la pointe de l’électrode peut être endommagée. À la profondeur de l’intérêt, Rechercher et isoler les pointes de la seule unité de réglage de la profondeur de 2 à 5 µm.
- Après que l’unité unique est isolée, la lumière LED et observez la réponse aux stimuli lumineux.
- Enregistrer les activités neuronales après l’identification des types de cellules. Effectuer les enregistrements pendant 2 – 3 h. Si l’enregistrement se fait sur deux jours consécutifs (maximum de 2 jours), couvrir la craniotomie avec de la colle silicone. Lorsque l’enregistrement est terminé et que l’animal est sacrifié, récupérer le poste de chef et mettez-le dans l’acétone pour laver et réutiliser.
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Representative Results
Dans la Figure 2, nous avons examiné les effets de la taille de l’embout et la longueur des pipettes de verre sur la puissance lumineuse à la pointe des pipettes (Figure 2 a-B). La puissance lumineuse est mesurée par un compteur d’électricité optique placé à 1 mm de la pointe. L’intégral a été mis à 50 ± 2 mm si la taille de la pointe variables, tandis que la taille de la pointe a été mises à 2.5 µm quand toute la longueur variait. La tige de la pipette de verre a été fixée à 8 mm. La puissance lumineuse à la pointe varie de 3 à 5 mW (moyenne ± écart type ; Figure 2 a: 3,77 ± 0,29 mW, n = 20 ; Figure 2 b: 4,24 ± 0,31 mW, n = 21). La taille de la pointe (Figure 2 a) des pipettes était difficilement en corrélation avec la puissance lumineuse (R = 0.1555). La longueur de la pipette n'est que faiblement corrélée avec la puissance lumineuse d’une manière négative (R =-0.2054). Ces résultats suggèrent que la pointe et la longueur des pipettes rarement affectent la puissance lumineuse à la pointe. Nous avons également vérifié si la quantité de charge volumique de la solution (10 mM PBS) dans les pipettes de verre influe sur la puissance lumineuse (Figure 2). Le volume de la solution a été évalué par la longueur de la solution dans la pipette. Les données ont été enregistrées de 4 pipettes (Astuce de taille : 0,25 µm, la longueur totale : 50 ± 2 mm, la longueur de la tige : 8 mm). Nous avons trouvé que le variant le volume de la solution dans la pipette n’affecte pas la puissance lumineuse (Figure 2).
Dans la Figure 3, nous montrons les réponses de pic enregistrés dans le colliculus inférieur (IC) des souris de VGAT-ChR2 éveillés (âgés de 2 à 4 mois). L’IC est un centre auditif dans le mésencéphale et comprend glutamatergique et GABAergiques neurones12,13, qui répondent à son3,4. Chez les souris de l’IC de VGAT-ChR2, les neurones GABAergiques façon expriment ChR24. Dans un travail antérieur, il a été démontré que les neurones GABAergiques et glutamatergiques étaient excités ou supprimés, respectivement, lorsqu’ils ont été donnés des stimuli lumineux3,4. Chez les souris éveillés, nous avons trouvé les deux types de neurones (Figure 3 a-B). Lorsque le stimulus lumineux est assurée à l’électrode de verre, il évoqua spike réponses dans certains neurones (Figure 3 a). En revanche, dans les autres neurones, les stimuli lumineux a supprimé les réponses de spike évoquées par des stimuli sonores (Figure 3 b). Ces résultats montrent qu’une optrode de verre peut enregistrer l’activité de l’unité unique bien isolée et sûrement stimuler les neurones enregistrés par la lumière.
Figure 1 : Optrode titulaire et enregistrement accessoires. Panneaux (A) et (B) montrent le titulaire de l’optrode. Panneau (A) montre la structure de la part du titulaire de l’optrode. (1) il s’agit d’une scission en céramique manchon d’accouplement. (2) il s’agit d’un tube en acier inoxydable. (3) il s’agit d’un baril de la titulaire. (4) il s’agit d’une rondelle conique. (5) il s’agit d’un couvercle en polycarbonate. (B) indique le titulaire optrode assemblés. Panels (C) et (D) montrent le poste siège sur mesure. Panneau (C) montre une vue de côté de la poste en tête. Panneau (D) montre une vue oblique de la poste en tête. Les deux postes de tête (à droite) sont issus d’une entretoise de circuit imprimé (à gauche). Panneaux (E), (F) et (G) montrent le tube de la moitié de résine sur mesure. Panneaux (E) et (F) Voir l’encombrements de la demi tube de résine. Panneau (E) montre une vue de face du tube demi résine. Panneau (F) montre une vue de côté du tube demi résine. Panneau (G) montre une image de la photo du tube la moitié. Les numéros en panneaux (E) et (F) indiquent les dimensions dessin en mm. s’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : L’effet de la configuration des pipettes de verre sur la puissance lumineuse à la pointe. (A) la pointe de taille a été comploté contre la puissance lumineuse. Toute la longueur de la pipette a été mises à 50 ± 2 mm. La longueur de la tige a été mises à 8 mm. (B) la longueur de la pipette a comploté contre la puissance lumineuse. La taille de pointe a été fixée à 0,25 µm. La longueur de la tige a été mises à 8 mm. (C) ce tableau montre l’effet de la charge volumique de la solution (10 mM PBS) sur la puissance lumineuse. Les données de 4 pipettes sont indiquées par des lignes et des symboles différents. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Les réponses évoquée par la lumière dans l’IC d’éveillé souris VGAT-ChR2. (A) la lumière des stimuli (boîte bleue, 0,03 s) évoquée par les réponses de spike. (B) la lumière des stimuli (boîte bleue, 0,03 s) supprimé les réponses de spike évoquées par son (zone grise). Les 3 traces supérieures sont la réponse à son, et les traces de 3 bas sont la réponse lorsque les deux sons et lumière ont été donnés. S’il vous plaît cliquez ici pour visionner une version agrandie de cette figure.
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Discussion
Optogenetics est devenu un outil puissant en neurosciences. Il a été utilisé pour identifier les types spécifiques de neurones en vivo ainsi manipuler les activités de certaines voies neuronales. La clarification des activités neuronales de différents types de neurones favorise la compréhension du mécanisme des circuits neurones. Ici, nous avons démontré une méthode pour remettre la lumière sur le site d’enregistrement grâce à une électrode de verre dans l’IC de souris de VGAT-ChR2 éveillés.
Il y a plusieurs étapes cruciales dans la méthode décrite. Tout d’abord, c’est une obligation d’utiliser des animaux avec une expression suffisante et spécifique des opsines dans les neurones de la cible. Pour identifier les réponses à la lumière avec les enregistrements extracellulaires, il est nécessaire que l’activation de l’opsine évoque les pointes dans les neurones de la cible. Chez certaines souches transgéniques, il est possible que le niveau d’expression de transgènes dans les neurones est faible chez les jeunes animaux14, et il pourrait y avoir un âge minimum pour l’expérience. En outre, il peut être nécessaire d’effectuer des expériences supplémentaires pour confirmer si les réponses aux stimuli lumineux sont spécifiques aux types de neurone cible (par exemple, immunohistochimie). Lorsque le neurone cible est excitatrice, il serait nécessaire de distinguer les réponses évoquées directement à partir des réponses de synapses évoqués, qui pourraient être faits par seuillage de la latence de la réponse. Deuxièmement, il est essentiel de s’assurer que le tissu cérébral est aussi propre que possible. Il faut surtout un maintien de la propreté afin d’éviter tout saignement pendant la craniotomie et des enregistrements. En outre, la surface du cerveau devrait être empêchée de séchage après la craniotomie en couvrant la surface étroitement avec adhésif silicone.
Pour remettre la lumière efficacement de l’extrémité de l’électrode, il est essentiel de réduire toute perte dans le chemin optique. Dans notre configuration de l’optrode, la puissance lumineuse diminue décuplée par le porte-électrode : la puissance lumineuse est de 45 mW à la fin du cordon fibre optique, alors que c’est 3 à 5 mW, à la pointe de la pipette de verre. Comme le montre les résultats, la taille de l’embout et la longueur totale n’a pas affecté la puissance lumineuse à l’extrémité (Figure 2). Ces résultats indiquent que l’atténuation de la lumière est relativement stable quelle que soit la configuration de la pipette de verre. Cette atténuation de la lumière n’avait aucune importance à l’enregistrement de neurones IC VGAT-ChR2 souris parce que nous avons confirmé qu’il était possible d’enregistrer de légères pointes activés dans la partie ventrale (2 mm de profondeur) de l’EI, bien qu’il peut être important dans les autres configurations d’enregistrement. Il serait difficile de réduire de façon spectaculaire l’atténuation de la lumière, mais il peut y avoir des possibilités d’amélioration. Tout d’abord, il peut être efficace à utiliser quartz au lieu d’un verre de borosilicate comme une pipette à électrode. On sait que le quartz a meilleure lumière conductivité, afin qu’il peut réduire la perte de lumière à travers l' électrode15. En outre, il a été signalé que le vernis de l’extrémité de la pipette réduit perte de lumière à la surface de contact entre la pipette et le cordon15. Si l’amélioration de l’atténuation de la lumière ne suffit pas, il serait efficace d’utiliser un laser au lieu de LED, bien que laser coûte plus que LED.
Un des avantages de l’électrode de pipette de verre est qu’il est possible d’exécuter des procédures histologiques en ajoutant à la solution de remplissage traceurs ou vecteurs. Les procédures histologiques vont ajouter un grand nombre d’informations utiles (l’emplacement de l’enregistrement), la morphologie du neurone enregistré, etc.aux données électrophysiologiques. En outre, il a été signalé qu’il est possible d’effectuer des études pharmacologiques utilisant l’électrode de verre avec bloqueurs dans la solution de remplissage15. Contrairement à ces avantages, la limitation de l’électrode de pipette de verre est qu’il ne peut pas enregistrer de multiples unités isolées. Pour obtenir des enregistrements multiples, il peut être possible de mettre un fil de tétrode dans la pipette de verre au lieu d’un seul fil Ag-Cl enduit. Dans ce cas, il serait nécessaire d’utiliser une pipette avec une plus grande taille de pointe (30 à 60 µm, la taille de la pointe typique d’une tétrode) et laisser la fin de la tétrode à partir de la pointe de la pipette.
Tandis que la consommation a déjà été indiquée souvent requise fabrication complexe16,17, Magee et ses collègues ont mis au point un optrode à l’aide de pipettes en verre standard, comme avec l’optrode nous avons conçu le18. Dans leur méthode, ils introduisent une mince fibre optique dans la pipette pour fournir de la lumière. Pour rendre la fibre mince suffit d’insérer la tige de la pipette, ils gravé 125 µm fibre de revêtement avec un noyau de 9 µm pour un diamètre de 8 à 10 µm à la pointe. L’avantage de cette méthode est qu’elle s’applique même pour la pipette tordue qui est souvent utilisée pour iontophorèse. Toutefois, il pourrait être difficile d’utiliser des LED comme source de lumière parce que standards LEDs commerciales n’atteindrait pas suffisamment puissance lumineuse par une fibre de base de 9 µm.
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Disclosures
Les auteurs n’ont rien à divulguer.
Acknowledgments
Les auteurs ont été pris en charge par la société japonaise pour la Promotion de la Science KAKENHI Grant JP16K11200 et 17H 02223 et la subvention pour la recherche de l’Université médicale de Kanazawa S2016-8 et C2017-3. Nous remercions Yuhichi Kuda pour son aide en prenant des photos.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
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