Summary
Dette arbeidet introduserer en metode for å utføre en optogenetic enheter innspilling pålitelig fra en våken musen benytter en skreddersydde glass optrode.
Abstract
Det er svært viktig i nevrovitenskap hvordan ulike typer nerveceller virker i nevrale kretser. Nylige fremskritt innen optogenetics har aktivert identifikasjonen nevronale type i vivo elektrofysiologiske eksperimenter i bred hjernen regioner. Optogenetics eksperimenter er det avgjørende å levere lyset til webområdet opptak. Imidlertid er det ofte vanskelig å levere stimulering lyset til regionene dypt hjernen fra hjernens overflate. Det er spesielt vanskelig stimulering lyset å nå regionene dypt hjernen når optisk gjennomsiktigheten av hjernen overflaten er lav, som ofte er tilfellet med innspillinger fra våken dyr. Her beskriver vi en metode for å registrere spike svar til lyset fra en våken musen benytter en skreddersydde glass optrode. I denne metoden leveres lyset gjennom opptak glass elektroden slik at det er mulig å pålitelig stimulere innspilte Nevron med lys i dypt hjernen regioner. Skreddersydde optrode systemet består av tilgjengelig og rimelig materialer og er lett å montere.
Introduction
Sentralnervesystemet består av ulike neurons, som har forskjellige funksjoner. Hvordan disse typer nerveceller virker i nevrale krets er en av de store bekymringene i nevrovitenskap. Men i mange områder av hjernen, har det vært umulig å skille neuronal typene i i vivo innspillinger av elektriske aktiviteter fordi det er ingen klar forskjell i elektriske spike signalet, med noen unntak. Nylige fremskritt innen optogenetics har gjort et banebrytende1,2. Bruke transgene dyr som lys-sensitive opsin (f.ekschannelrhodopsin-2) uttrykkes i konkrete neuronal typer, ble det mulig å skille neuronal typene effektivt i i vivo opptak3, 4,5,6. I disse dyrene, neurons med lys-sensitive opsin er begeistret av gir lys stimuli i elektriske opptakene, men andre neurons er ikke. Opsin-positive neurons, derfor skilles lett fra andre Nevron typer av sine svar til lys.
Optogenetics eksperimenter er det avgjørende å levere lyset til webområdet opptak. Som en ikke-invasiv metode, er lyset ofte rettet fra hjernens overflate. Men fordi lyset styrke reduserer som hjernevev, er det vanskelig å stimulere regionene dypt hjernen fra hjernens overflate. Det er spesielt vanskelig stimulering lyset å nå regionene dypt hjernen når optisk gjennomsiktigheten av hjernen overflaten er lav, som ofte er tilfellet med innspillinger fra våken dyr. Elektrofysiologiske eksperimenter er ofte utført på bedøvet dyr fordi kroppsbevegelse forårsaker støy i opptak. Som er godt dokumentert, men er anestesi kjent endre nevrale svar7,8,9,10. Dermed er det nødvendig å bruke våken dyr for å studere nevrale svar uten kunstige effekten av anestesi. I motsetning til eksperimenter med bedøvet dyr utføres elektrofysiologiske innspillingene etter utvinning fra kirurgi i eksperimenter med våken dyr. Under intervall mellom kirurgi og opptak, vev sårvæske ofte akkumuleres på hjernen overflaten og gjør optisk gjennomsiktigheten av hjernen overflaten lav.
Her beskriver vi en metode for å registrere enheter opptak fra en våken musen benytter en skreddersydde glass optrode. I denne metoden leveres lyset gjennom opptak glass elektroden slik at det er mulig å pålitelig stimulere innspilte Nevron med lys i dypt hjernen regioner. Skreddersydde optrode systemet består av tilgjengelig og rimelig materialer og er lett å montere.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alle prosedyrer utføres i samsvar med de veiledende prinsippene av fysiologiske samfunnet i Japan og godkjenning av dyr omsorg komiteen av Kanazawa medisinsk universitetet.
1. bygging av Glass Optrode holderen
Merk: For å bygge et glass optrode holder, en kommersiell elektrodeholderen brukes (figur 1A).
- Trekk forsiktig ut stålrør for trykkontroll fra fat av holderen.
- Ved å bore, utvide hullet i pin sete siden i løpet av holderen. Gjøre hullet 3 mm i diameter og 12 mm i dybde.
- Sette et rustfritt stål rør (3 mm i diameter 0,5 mm i tykkelse og 8 mm i lengde. Figur 1A 2) i hullet.
- Sett inn en keramisk delt parring ermet for ⌀2.5 mm ferrules (figur 1A1) i hullet.
- Fastsette fat elektrodeholderen til en L-formet rabbet med epoxy lim.
- Gjøre hullene (3 mm i diameter) i rabbet og knytte den til en manipulator med skruer.
2. leder legge installasjonen
- Forberede en spesialbygd hodet innlegg laget av et kretskort mellomrom. Gjør kolonne kretskortet mellomlegget i en kubisk form med en fres og skjær den i 2 hodet innlegg med en SAG (figur 1B). Flate bunnen av hodet innlegget med en fres.
- Forberede transgene dyret som en lys-sensitive opsin uttrykkes i en bestemt Nevron for studier. I dette arbeidet brukes transgene musen (VGAT-ChR2 mus) der hemmende neurons express channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .
- Bedøve dyret med en blanding av 0,3 mg/kg av medetomidine 4.0 mg/kg av midazolam og 5,0 mg/kg av butorphanol av intraperitoneal. For å bekrefte at dyret er fullt anesthetized, teste sine reaksjoner å hale knipe.
- Plass musen i en stereotaxic ramme på en varmeputen. Rengjør stereotaxic rammen og oppvarming pad med 70% alkohol på forhånd. Plasser tennene i hullet av baren bite, og lett skru nese klemmen. Løse begge sidene av hodet med øret barer. Når hodet er riktig fast av øret barer, stram nese klemmen. Bruke en ophthalmica salve på øynene.
- Barbere hodet huden med liten saks og rense hodebunnen med en bomullspinne av chlorhexidine gluconate. Før kirurgi, sterilitet alle kirurgiske instrumenter og et hode innlegg med en autoklav (121 ° C, 15 min).
- Klippe hodebunnen langs midtlinjen med saks, og skyv den til side. Lage snitt på baksiden av hodet i øynene (ca 20 mm). Fjerne periosteum med en bomullspinne dyppet i 70% alkohol og tørr skallen.
- Fest hodet innlegget manipulatoren. Plasser hodet innlegget flatt på skallen rundt bregma bruker manipulatoren.
- Bland monomer (4 dråper), katalysator (1 dråpe), og polymer (1 små skjeen) dental sement på en liten rett som er kaldt i kjøleskapet på forhånd. Sette dental sement (under 1 g) på frontal og parietal Ben av skallen fikse hodet innlegget til skallen.
- Når dental sement blir vanskelig, fjerne musen fra stereotaxic rammen. Sette en antibiotika sårsalve på den utsatte huden. Injiser medetomidine antagonist (0,3 mg/kg) og antibiotika (oxytetracycline, 20 mg/kg). Plasser dataskjerm musen på heten pute i bur til det vekker og returnere det til en bolig bur.
- House dyr i en personlige boliger bur med en berikelse enhet. Endre dyr papiret sengetøy daglig for å holde buret rent og hindre smitte. Nøye overvåke om dyret viser noen tegn på ubehag. Gjelde lidocaine såret hvis smerter er mistenkt. Administrere har meloksikam eller carprofen én gang hver 24 timer for 48 timer etter at begge hodet installasjon og craniotomy operasjoner. Lokale lidocaine kan gis i tillegg hvis NSAID ikke er tilstrekkelig.
3. acclimation
- To dager (minimum) etter utvinning av bedøvelsen, acclimate dyrene til hodet-fast tilstand i innspillingen kammeret. Utføre acclimation økter i minst 5 dager.
- Under acclimation økter, plassere dyret i innspillingen kammer med hodet innlegget fast til en spesialbygd klemme. Under økten, for å begrense bevegelse, dekke kroppen med en skreddersydd harpiks halv tube (figur 1 c), laget ved hjelp av en 3D-skriver.
NOTE På dag 1, acclimation økten skal være 5 min lenge. Det er da økt daglig til 10, 20, 40 og 60 min dager 2, 3, 4 og 5, henholdsvis. - På slutten av hver økt, gi dyret en næringen belønne. Hvis dyret kjemper kontinuerlig under Akklimatisering, stoppe økten.
4. craniotomy
Merk: Etter acclimation, en craniotomy er gjort over hjernen regionen for opptak. Craniotomy utføres i stereotaxic rammen under anestesi, som med hodet bokfører installasjon. Etter operasjon prosedyren er den samme som hodet bokfører installasjon.
- Før craniotomy, rengjør skallen med en bomullspinne med chlorhexidine gluconate og 70% alkohol.
- Nøye skrap skallen over innspillingen området med en tannlege bore. Når benet blir tynn nok, kuttet den med spissen av skalpell og fjerne den.
- La dental sement rundt regionen utsatt for å styrke skallen.
- Dekk området utsatt hjernen med silikon etter dental sement blir vanskelig. Etter operasjonen prosedyren er som beskrevet i trinn 2.8.
5. elektrofysiologiske opptak
- Tillate dyr å gjenopprette for minst 1 dag etter craniotomy før du utfører elektrofysiologiske innspillingen. Plassere dyret i innspillingen kammer på samme måte som det ble gjort under acclimation økter når opptaket starter.
- Gjøre glass Pipetter fra Borosilikatglass kapillærene (OD = 1,5 mm, ID = 0,9 mm, 90.0 mm lang) trakk på en elektrode avtrekker. Deres tuppens diameter er 2-3 µm deres motstand er 4-6 MΩ når de er fylt med 10 mM PBS. Lengden på elektroden er 40-50 mm. I noen opptak lagt 2% neurobiotin til 10 mM PBS.
- Fest fylt glass Pipetter til innehaveren av skreddersydde optrode.
- Sette Ag-Cl belagt sølv wire (0.2 mm i diameter) i glass pipette. Koble sølv wire til en pin via en tynn belagt Elektrisk ledning. Koble pin til headstage av opptak forsterkeren.
- Koble den fiberoptiske patch ledningen (kjerne = 960 µm, kledning = 1000 µm, NA = 0,63) med en zirconia ferrule (OD = 2,5) til split parring ermet på optrode omslag. Trykk patch ledningen i ermet til spissen av ferrule kontakter baksiden av glass pipette. Patch ledningen leverer lys (bølgelengde = 465 nm) fra LED. LED-lys er kontrollert av en enkanals LED driver.
- Fjerne silikon limet over på craniotomy. Sette varmet saltvann (38 ° C) på hjernen overflaten regelmessig for å hindre hjernen overflaten tørker under innspillingen. Eventuelt fjerne dura med skarpe pinsett.
- Sett inn glass elektroden i hjernevevet med en manipulator. Overvåke elektrode motstand når det er satt inn. Erstatt elektroden når motstanden er lavere enn forventet fordi spissen av elektroden kan være skadet. I en dybde av interesse, søk og isolere enkeltenhet toppene ved å justere dybden i 2 til 5 µm-trinn.
- Etter enheten er isolert, levere LED-lys og observere svaret til lys stimuli.
- Registrere nevrale aktiviteter etter identifisering av celletyper. Utføre opptakene for 2-3 h. Hvis opptaket på påfølgende dager (maks 2 dager), dekk craniotomy med silikon. Når opptaket er ferdig, og dyret er ofret, hente hodet innlegget og putte den i aceton å vaske og bruke den på nytt.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I figur 2undersøkte vi effekten av størrelsen og lengden på glass Pipetter lys kraften på spissen av Pipetter (figur 2A-B). Lys kraft ble målt ved en optisk strømmåleren plassert 1 mm fra spissen. Full lengde ble satt til 50 ± 2 mm når størrelsen variert, mens størrelsen ble satt til 2,5 µm når full lengde variert. Skaft av glass pipette ble satt til 8 mm. Lys kraft på spissen varierte fra 3 – 5 mW (gjennomsnittlig ± SD; Figur 2A: 3.77 ± 0.29 mW, n = 20; Figur 2B: 4.24 ± 0.31 mW, n = 21). Tips størrelsen (figur 2A) på Pipetter var knapt korrelert med lys kraft (R = 0.1555). Lengden på pipette var bare litt korrelert med lys kraft på en negativ måte (R =-0.2054). Disse resultatene tyder på at tips og lengden på Pipetter sjelden påvirker lys kraft på spissen. Vi har også sjekket om hvor mye volum belastningen av løsningen (10 mM PBS) i glass Pipetter påvirker lys kraft (figur 2C). Volumet av løsningen ble vurdert av lengden på løsningen i pipette. Dataene ble registrert fra 4 Pipetter (tips størrelse: 0,25 µm, full lengde: 50 ± 2 mm, lengden på skaft: 8 mm). Vi fant at varierende volumet av løsningen i pipette ikke påvirke lys kraft (figur 2C).
I Figur 3viser vi spike svarene i de underlegne colliculus (IC) våken VGAT-ChR2 mus (2-4 måneder gammel). IC er en auditory i mellomhjernen og består av glutamatergic og GABAergic neurons12,13, begge svare på lyd3,4. I IC av VGAT-ChR2 mus Ekspress GABAergic neurons spesielt ChR24. I tidligere arbeid, ble det vist at GABAergic og glutamatergic neurons var opphisset eller undertrykt, henholdsvis da de fikk lys stimuli3,4. I våken mus fant vi begge typer nerveceller (figur 3A-B). Når lys stimulans er levert gjennom glass elektroden, utløste spike svar i noen neurons (figur 3A). I kontrast i andre neurons undertrykt lys stimuli spike svarene fremkalt av lyd stimuli (figur 3B). Disse resultatene viser at et glass optrode kan registrere godt isolert enkeltenhet aktiviteten, og pålitelig stimulere innspilte neurons av lys.
Figur 1: Optrode holder og opptak tilbehør. Panelene (A) og (B) viser optrode innehaver. Panelet (A) viser delstrukturen av optrode holderen. (1) Dette er en keramisk delt parring ermet. (2) Dette er et rustfritt stål rør. (3) Dette er en fat av holderen. (4) Dette er en membran vaskemaskin. (5) Dette er en polykarbonat cap. Panelet (B) viser samlet optrode innehaver. Panels (C) og (D) viser spesialbygde hodet innlegget. Panel (C) viser en side-visning i hodet innlegget. Panelet (D) viser en skrå visning av hodet innlegget. De to hode innleggene (til høyre) er laget av et kretskort mellomrom (venstre). Paneler (E), (F), og (G) Vis skreddersydd harpiks halv røret. Panelene (E) og (F) Vis dimensjonale tegninger av harpiks halvt rør. Panelet (E) viser et bilde av harpiks halv røret. Panelet (F) viser en side-visning av harpiks halvt rør. Panelet (G) viser en bildet av halv røret. Tallene i paneler (E) og (F) angir tegnet dimensjoner i mm Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 2: Effekten av konfigurasjonen av glass Pipetter på lys kraft på spissen. (A) spissen størrelse var plottet mot lys kraft. Hele lengden av pipette ble satt til 50 ± 2 mm. Lengden på skaft ble satt til 8 mm. (B) hvor pipette var plottet mot lys kraft. Størrelsen ble satt til 0,25 µm. Lengden på skaft ble satt til 8 mm. (C) dette panelet viser effekten av volum belastningen av løsningen (10 mM PBS) på lys kraft. Data fra 4 Pipetter angis av ulike symboler og linjer. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Figur 3 : Lys-utløste svarene i IC våken VGAT-ChR2 mus. (A) lys stimuli (blå boks, 0,03 s) utløste spike svar. (B) lys stimuli (blå boks, 0,03 s) undertrykt spike svarene fremkalt av lyd (grå boks). Øvre 3 spor er svaret til lyd, og lavere 3 sporene er svaret når både lyd og lys ble gitt. Klikk her for å se en større versjon av dette tallet.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Optogenetics har blitt et kraftig verktøy i nevrovitenskap. Det har vært utnyttet for identifiserer bestemte Nevron typer i vivo samt manipulere aktivitetene til bestemte neuronal stier. Klargjøring av nevrale aktiviteter neuronal ulike fremmer forståelse av mekanismen av nevrale kretser. Her viste vi en metode for å levere lyset for innspilling området gjennom et glass elektrode i IC våken VGAT-ChR2 mus.
Det er flere viktige skritt i metoden beskrevet. Først er det en forutsetning for å bruke dyr med en tilstrekkelig og konkret uttrykk for opsins i målet nervecellene. For å identifisere svar lys med den ekstracellulære innspillinger, er det nødvendig at aktivering av opsin fremkaller toppene i målet neurons. I noen transgene belastninger er det mulig at transgene uttrykk i neurons er lav i ung dyrene14, og det kan være en minstealder for eksperimentet. Videre kan det være nødvendig å utføre noen flere eksperimenter for å bekrefte hvis svarene til lys stimuli er spesifikke for de Nevron Kampanjemåltypene (f.eks, immunohistochemistry). Når målet Nevron er eksitatoriske, ville det være nødvendig å skille direkte vakte svarene fra synaptically vakte svar, som kan gjøres ved terskelverdi ventetiden på svaret. Andre, er det avgjørende å sikre hjernevev er så rent som mulig. En vedlikehold av renslighet er spesielt nødvendig for å hindre blødninger i løpet av craniotomy og innspillingene. Også skulle overflaten av hjernen være forhindret fra tørking etter craniotomy av dekker overflaten tett med silikon.
For å levere lyset effektivt fra elektrode spissen, er det viktig å redusere tap av den optiske banen. I vår konfigurasjon av optrode, lys kraft synker tidoblet gjennom elektrodeholderen: lys kraft er 45 mW på slutten av fiberoptisk patch ledningen, mens det er 3 – 5 mW på spissen av glass pipette. Som vist i resultatene, påvirke størrelsen og full lengde ikke lys kraft på spissen (figur 2). Disse resultatene indikerte at lys demping var ganske stabilt uansett konfigurasjonen av glass pipette. Denne lette demping spilte ingen rolle i innspillingen av IC nerveceller i VGAT-ChR2 mus fordi vi har bekreftet at det var mulig å spille lys aktivert toppene ventrale kanten (2 mm dybde) av IC, selv om det kan rolle i andre innspillingen konfigurasjoner. Det ville være vanskelig å redusere lys demping dramatisk, men det kan være muligheter for forbedring. Først, kan det være effektivt å bruke quartz i stedet for en Borosilikatglass som en elektrode pipette. Det er kjent at kvarts har bedre lys ledningsevne, slik at det kan redusere lyset tapet gjennom elektrode15. Det ble også rapportert at polske på slutten av pipette redusert lys tapet på kontakt overflaten mellom pipette og patch ledningen15. Hvis forbedringen i lys demping ikke er nok, ville det være effektivt å bruke en laser i stedet for LED, selv om laser koster mer enn LED.
En av fordelene med glass pipette elektroden er at det er mulig å utføre histologiske prosedyrer ved å legge tracers eller vektorer til fylling løsning. Histologiske prosedyrer vil legge mye nyttig informasjon (plassering av opptaket), morfologi av innspilte Nevron, etc.elektrofysiologiske dataene. Det ble også rapportert at det er mulig å utføre farmakologiske undersøkelser med glass elektroden med blokkering i fylling løsning15. I motsetning til disse fordelene er begrensning av glass pipette elektroden at det ikke kan spille inn fra flere isolerte enheter. For å oppnå flere innspillinger, kan det være mulig å sette en sperrende wire i glass Pipetter i stedet for en enkelt Ag-Cl belagt ledning. I dette tilfellet vil det være nødvendig å bruke en pipette med en større størrelsen (30-60 µm, typisk tips størrelsen på en sperrende) og la slutten av sperrende ut fra spissen av pipette.
Mens tidligere rapporterte optrodes ofte nødvendig komplekse fabrikasjon16,17, har Magee og hans kolleger utviklet en optrode med målestokk barometer Pipetter som med optrode vi designet18. I sin metode inn de en tynn fiberoptiske pipette å levere lyset. For å gjøre fiber tynn nok til å sette inn skaft av pipette, etset de 125 µm kledning fiber med et 9 µm kjernen diameter 8-10 µm på spissen. Fordelen med denne metoden er at det vil gjelde for den bøyde pipette som ofte brukes for Iontoforese. Det kan imidlertid være vanskelig å bruke LED som lyskilde fordi standard kommersielle lysdioder ikke ville oppnå tilstrekkelig lys kraft via en 9 µm kjernen fiber.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Forfatterne ikke avsløre.
Acknowledgments
Forfatterne ble støttet av Japan Society for fremme av vitenskap KAKENHI Grant JP16K11200 og 17H 02223 og stipend for forskning fra Kanazawa medisinske universitet S2016-8 og C2017-3. Vi takker Yuhichi Kuda for sin støtte i å ta bilder.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K.
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
