Summary
Detta arbete införs en metod för att utföra en optogenetic single-unit inspelning tillförlitligt från en vaken musen använder en skräddarsydda glas optrode.
Abstract
Det är ett stort bekymmer i neurovetenskap hur olika typer av nervceller fungerar i neurala kretsar. Senaste framstegen inom optogenetik har aktiverat identifiering av neuronala typ i i vivo elektrofysiologiska experiment i bred hjärnregioner. I optogenetik experiment är det viktigt att leverera ljuset till webbplatsen för inspelning. Det är dock ofta svårt att leverera stimulering ljuset till de djupa hjärnregioner från hjärnans yta. Det är särskilt svårt för stimulering ljuset att nå de djupa hjärnregioner när hjärnan ytan optisk transparens är låg, vilket ofta är fallet med inspelningar från vaket djur. Här, beskriver vi en metod för att spela in spike svar på ljuset från en vaken musen använder en skräddarsydda glas optrode. I denna metod levereras ljuset genom inspelning glas elektroden så att det är möjligt att på ett tillförlitligt sätt stimulera inspelade neuron med ljus i de djupa hjärnan. Detta skräddarsydda optrode system består av tillgängliga och billiga material och är lätt att montera.
Introduction
Centrala nervsystemet består av olika typer av nervceller, som har olika funktioner. Hur dessa olika typer av nervceller fungerar inom den neural kretsen är en av de största problemen i neurovetenskap. Dock i många regioner i hjärnan, har det varit omöjligt att skilja de neuronala typerna i in vivo -inspelningar av elektriska aktiviteter eftersom det finns ingen tydlig skillnad i elektrisk spike signalen själv, med några undantag. Senaste framstegen inom optogenetik har gjort ett genombrott1,2. Med hjälp av transgena djur som ljuskänsliga opsin (t.ex., channelrhodopsin-2) är uttryckt i specifika neuronala typer, blev det möjligt att urskilja de neuronala typerna effektivt i i vivo inspelningar3, 4,5,6. Hos dessa djur, nervceller med ljuskänsliga opsin exciteras genom att ge ljus stimuli under elektriska inspelningarna, men andra nervceller finns inte. Opsin-positiv nervceller, därför är lätt skiljas från andra neuron typer sina svar på ljus.
I optogenetik experiment är det viktigt att leverera ljuset till webbplatsen för inspelning. Som en icke-invasiv metod riktas ljuset ofta från hjärnans yta. Men, eftersom ljusets styrka minskar som det går genom hjärnvävnaden, det är svårt att stimulera de djupa hjärnregioner från hjärnans yta. Det är särskilt svårt för stimulering ljuset att nå de djupa hjärnregioner när hjärnan ytan optisk transparens är låg, vilket ofta är fallet med inspelningar från vaket djur. Elektrofysiologiska experiment har ofta utförts på sövda djur eftersom kroppsrörelse orsakar buller i inspelningarna. Som är väl dokumenterade, är anestesi dock känt att ändra neurala Svaren7,8,9,10. Således är det nödvändigt att använda vaket djur för att studera neurala Svaren utan konstgjorda effekterna av anestesi. Till skillnad från experiment med sövda djur utförs elektrofysiologiska inspelningarna efter återvinning från kirurgi i experiment med vaket djur. Under intervallet mellan kirurgi och inspelningar, den vävnad exsudat ofta ackumuleras på hjärnans yta och gör den optisk transparensen av hjärnan ytan låg.
Här, beskriver vi en metod för att registrera enstaka inspelningar från en vaken musen använder en skräddarsydda glas optrode. I denna metod levereras ljuset genom inspelning glas elektroden så att det är möjligt att på ett tillförlitligt sätt stimulera inspelade neuron med ljus i djupa hjärnan. Detta skräddarsydda optrode system består av tillgängliga och billiga material och är lätt att montera.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Alla förfaranden görs i enlighet med de vägledande principerna av Japans fysiologiska samhället och med godkännande av djur hand kommittén av Kanazawa medicinska universitetet.
1. konstruktion av innehavaren glas Optrode
Obs: För att bygga en optrode glashållare, en kommersiell elektrodhållare används (figur 1A).
- Dra försiktigt ut stålröret för tryckreglering från fat av innehavaren.
- Genom att borra, vidga hålet av pin sätet sida i fat av innehavaren. Gör hålet 3 mm i diameter och 12 mm i djup.
- Sätta ett rostfritt rör (3 mm i diameter 0,5 mm i tjocklek och 8 mm i längd; Figur 1A 2) i hålet.
- Infoga en keramisk split parning hylsa för ⌀2.5 mm Doppskor (figur 1A1) i hålet.
- Fixa fat av elektrodhållare till en L-formad ljuddämparvärden med epoxy lim.
- Göra hål (3 mm i diameter) i ljuddämparvärden och koppla den till en manipulator med skruvar.
2. huvud efter Installation
- Förbereda ett specialbyggt huvud inlägg gjort av distanshylsa kretskort. Gör columnar kretskort mellanlägget in ett kubiskt form med en fräs och skär den i 2 huvud inlägg med en såg (figur 1B). Platta till botten av huvudet inlägget med en fräs.
- Förbereda transgena djuret som en ljuskänslig opsin är uttryckt i en viss neuron typ för studien. I detta arbete används den transgena möss (VGAT-ChR2 möss) där de hämmande nervcellerna uttrycker channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .
- Söva djuret med en blandning av 0,3 mg/kg Medetomidin, 4,0 mg/kg av midazolam och 5,0 mg/kg butorphanol av intraperitoneal administrering. För att bekräfta att djuret är fullt anesthetized, testa dess reaktioner för att svans klämmande.
- Placera musen i en stereotaxic ram på en värmedyna. Ren stereotaxic ramen och värme pad med 70% alkohol i förväg. Placera tänderna i hålet i baren bita och dra försiktigt åt näsan klämman. Fixa båda sidorna av huvudet med örat barer. När huvudet är korrekt fast örat barerna, dra åt klämman näsa. Applicera en oftalmologiska salva till ögonen.
- Raka huvudet huden med liten sax och rengör hårbotten med en bomullspinne av klorhexidinglukonat. Innan operationen, sterilisera alla kirurgiska instrument och ett huvud inlägg med en autoklav (121 ° C, 15 min).
- Skär i hårbotten längs mittlinjen med sax och skjuta det åt sidan. Gör snittet från baksidan av huvudet på ögonen (ca 20 mm). Ta bort periostet med en bomullstuss doppad i 70% alkohol och torka skallen.
- Fäst huvudet inlägget manipulatorn. Placera huvudet inlägget platt på skallen runt den bregma som använder manipulatorn.
- Blanda monomerer (4 droppar), katalysator (1 droppe) och polymer (1 liten sked) av dentala cement på en liten maträtt som är kyld i kylskåp i förväg. Sätta den dentala cementen (under 1 g) på frontal och parietala ben av skallen att fixa huvudet inlägget till skallen.
- Efter den dentala cementen blir hårt, ta bort musen från stereotaxic ramen. Sätta en antibiotisk salva på utsatta huden. Injicera Medetomidin antagonisten (0,3 mg/kg) och antibiotika (oxytetracyklin; 20 mg/kg). Plats och övervaka musen på värmen pad i en bur tills den vaknar och returnera den till en bostäder bur.
- Hus djuret i en enskilda bostäder-bur med vissa anrikning enhet. Ändra djurs papperet sängkläder dagligen för att hålla buren ren och förhindra infektion. Noga övervaka om djuret visar tecken på obehag. Tillämpa lidokain på såret om någon smärta misstänks. Administrera meloxikam eller karprofen en gång varje 24 h för 48 h efter båda huvudet efter installation och kraniotomi kirurgi. Det lokala lidokain kan ges dessutom om att NSAID inte är tillräcklig.
3. acklimatisering
- Två dagar (minimum) efter återhämtningen från anestesi, vänja djuren till huvud-fasta staten i inspelning kammaren. Utföra acklimatisering sessioner för minst 5 dagar.
- Under den acklimatisering sessioner, placera djuret i inspelning kammaren med huvudet post fast till en specialbyggd klämma. Under sessionen för att begränsa rörelse, gjorde täcka kroppen med en skräddarsydd harts halv tub (figur 1 c), med en 3D-skrivare.
Obs: Dag 1, acklimatisering sessionen ska vara 5 min lång. Det är därefter ökas dagligen till 10, 20, 40 och 60 min dagar 2, 3, 4 och 5, respektive. - I slutet av varje session, ge djuret en mat-belöning. Om djuret kämpar kontinuerligt under acklimatisering, sluta sessionen.
4. kraniotomi
Obs: Efter acklimatisering görs en kraniotomi över hjärnregionen för inspelning. Kraniotomi utförs i stereotaxic ramen under anestesi, som med huvudet post installation. Efter operationen förfarandet är detsamma som huvudet post installation.
- Innan kraniotomi, rensa skallen med en bomullstuss med klorhexidin glukonat och 70% alkohol.
- Försiktigt skrapa skallen över platsen för inspelning med en dental borr. När skelettet blir tunt nog, skär den med spetsen på en skalpell och ta bort den.
- Sätta dentala cement runt regionen utsatt för att stärka skallen.
- Täck området exponerade hjärnan med silikon lim efter dentala cement blir hårt. Efter operationen förfarandet är enligt steg 2,8.
5. elektrofysiologiska inspelning
- Låt djuret att återvinna minst 1 dygn efter kraniotomi innan du utför elektrofysiologiska inspelningen. Placera djuret i inspelning kammaren på samma sätt som det var gjort under acklimatiserings sessioner när inspelningen börjar.
- Gör glas pipetter från borosilikatglas kapillärer (OD = 1,5 mm, ID = 0,9 mm, 90,0 mm lång) drog på en elektrod avdragare. Sin spets diameter är 2 – 3 µm, och deras motstånd är 4 – 6 MΩ när de är fyllda med 10 mM PBS. Längden på elektroden är 40 – 50 mm. I vissa inspelningar tillsätts 2% neurobiotin 10 mM PBS.
- Fäst fyllda glas pipetten skräddarsydda optrode innehavaren.
- Sätta den Ag-Cl belagda silvertråd (0,2 mm i diameter) i glas pipetten. Anslut silvertråd till en PIN-kod via en tunn belagda elektrisk tråd. Anslut stiftet till headstage av inspelning förstärkaren.
- Anslut den fiber-optic korskopplingskabel (core = 960 µm, beklädnad = 1.000 µm, NA = 0,63) med en zirconia bleck (OD = 2,5 mm) till split parning ärm på hållaren optrode. Tryck korskopplingskabel i hylsan tills spetsen av hylsan kontakter på baksidan av glas pipetten. Korskopplingskabel levererar ljus (våglängd = 465 nm) från LED. LED-lampan styrs av en enkanalig LED driver.
- Ta bort silikon lim över kraniotomi. Put värmde saltlösning (38 ° C) på hjärnans yta regelbundet för att förhindra att hjärnan ytan torkar under inspelningen. Om det behövs ta bort dura med sharp pincett.
- Infoga den glass elektroden i hjärnvävnad med en manipulator. Övervaka elektrod motståndet när den infogas. Ersätta elektroden när motståndet är lägre än förväntat eftersom spetsen av elektroden kan skadas. På djupet av intresse, Sök och isolera enhet spikar genom att justera djupet i 2 till 5 µm-steg.
- Efter den enda enheten är isolerade, levererar LED-lampan och Observera att bemöta de lätta stimuli.
- Spela in neurala aktiviteter efter identifiering av celltyper. Utföra inspelningarna för 2 – 3 h. Om inspelningen är gjord på varandra följande dagar (maximalt 2 dagar), täcka kraniotomi med silikon tejp. När inspelningen är klar, och djuret offras, Hämta huvud inlägget och lägga den i aceton till att tvätta och återanvända den.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I figur 2undersökt vi effekterna av tip storleken och längden på glas Pipetter på ljus effekt på spetsen av pipetterna (figur 2A-B). Den ljus effekt mättes genom en optisk energimätare placeras 1 mm från spets. Full längd var inställd på 50 ± 2 mm när tip storlek varierade, medan tip storlek var inställd på 2,5 µm när fulla längd varierade. Skaftet av glas pipetten var satt till 8 mm. Den ljus effekten på spetsen varierade från 3 – 5 mW (medelvärde ± SD; Figur 2A: 3.77 ± 0,29 mW, n = 20; Figur 2B: 4.24 ± 0,31 mW, n = 21). Pipetterna tip storlek (figur 2A) var knappast korrelerad med ljus makt (R = 0.1555). Längden på pipetten var bara något korrelerad med ljus makt negativt (R =-0.2054). Dessa resultat tyder på att den spets och längden på pipetterna sällan påverkar den ljus effekten på spetsen. Vi kollade också om mängden volym belastning av lösningen (10 mM PBS) i glas pipetterna påverkar ljus makt (figur 2 c). Volymen av lösningen utvärderades av längden av lösningen i pipetten. Data spelades in från 4 pipetter (spets storlek: 0,25 µm, full längd: 50 ± 2 mm, längden på skaftet: 8 mm). Vi hittade att variera volymen av lösningen i pipetten inte påverkade den ljus makten (figur 2 c).
I figur 3visar vi spike Svaren registreras i den sämre colliculus (IC) av vaken VGAT-ChR2 möss (2 – 4 månader gamla). IC är en auditiv center i mellanhjärnan och består av glutamaterg och GABAergic nervceller12,13, vilka båda svara på sund3,4. Hos mössen med IC av VGAT-ChR2 uttrycker GABAergic nervceller specifikt ChR24. I tidigare arbete visades det att de GABAergic och glutamaterga nervcellerna var upphetsad eller undertryckt, respektive när de gavs ljus stimuli3,4. Hos mössen med vaken hittade vi båda typerna av nervceller (figur 3A-B). När den ljus stimulansen levereras genom den glass elektroden, frammanade det spike svaren i vissa nervceller (figur 3A). Däremot i andra nervceller undertryckta de lätta stimuli spike Svaren frammanade av ljudet stimuli (figur 3B). Dessa resultat visar att ett glas optrode kan registrera aktiviteten väl isolerad enhet, och på ett tillförlitligt sätt stimulera inspelade nervceller av ljus.
Figur 1: Optrode innehavaren och inspelning tillbehör. Paneler (A) och (B) Visa optrode innehavaren. Panelen (A) visar en del struktur av innehavaren av optrode. (1) Detta är en keramisk split parning ärm. (2) Detta är ett rostfritt stål rör. (3) Detta är ett fat av innehavaren. (4) Detta är en kon-bricka. (5) Detta är ett polykarbonat tak. (B) visar monterade optrode innehavaren. Panels (C) och D Visa specialbyggda huvud inlägget. Panelen (C) visar en sidovy av huvudet inlägget. Panelen (D) visar en sned bild av huvudet inlägget. De två huvud inlägg (höger) är gjorda av ett kretskort spacer (vänster). Paneler (E), (F), och (G) visar skräddarsydda harts halva röret. Paneler (E) och (F) Visa måttritningar av harts halva röret. Panelen (E) visar en framsida av harts halva röret. Panelen (F) visar en sidovy av harts halva röret. Panelen (G) visar ett fotobild av halva röret. Siffrorna i paneler (E) och (F) ange ritningssidans mått i mm. vänligen klicka här för att visa en större version av denna siffra.
Figur 2: Effekten av konfigurationen av glas Pipetter på ljus makt spets. (A) spets storlek var plottas mot ljus makt. Hela längden av pipetten var inställd på 50 ± 2 mm. Längden på skaftet var satt till 8 mm. (B) längden på pipetten var plottas mot ljus makt. Storleken på tip var inställningen 0,25 µm. Längden på skaftet var satt till 8 mm. (C) Detta panel visar effekten av volym av lösningen (10 mM PBS) på ljus makt. Data från 4 pipetter indikeras av olika symboler och linjer. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Figur 3 : Ljus-framkallat svaren i IC vaken VGAT-ChR2 möss. (A), ljus stimuli (blå ruta, 0,03 s) framkallat spike svaren. (B), ljus stimuli (blå ruta, 0,03 s) undertryckta spike Svaren frammanade av ljud (grå rutan). De övre 3 spår är svaret på ljud och lägre 3 spåren finns svaret när både ljud och ljus fick. Klicka här för att se en större version av denna siffra.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Optogenetik har blivit ett kraftfullt verktyg i neurovetenskap. Det har använts för att identifiera specifika neuron typer i vivo samt manipulera specifika neuronala vägar verksamhet. Förtydligande av olika neuronala typer neurala verksamhet främjar förståelsen av mekanismen av de neurala kretsarna. Här visade vi en metod för att leverera ljuset för inspelning webbplatsen via en glaselektrod i IC vaken VGAT-ChR2 möss.
Det finns flera kritiska steg i metoden beskrivs. Först, är det ett krav att använda djur med en tillräcklig och specifika uttryck för opsins i målet nervceller. För att identifiera Svaren till ljus med de extracellulära inspelningarna, är det nödvändigt att aktiveringen av opsin frammanar spikar i målet nervceller. I vissa transgena stammar är det möjligt att transgenens uttryck i nervceller är låg i unga djur14, och det kan finnas en åldersgräns för experimentet. Vidare kan det vara nödvändigt att utföra några ytterligare experiment för att bekräfta om svaren på de lätta stimuli är specifika för typerna av platsinriktning neuron (t.ex., immunohistokemi). När målet neuron är excitatoriska, vore det nödvändigt att skilja direkt evoked svaren från synaptically evoked svaren, vilket kan ske genom tröskelvärde fördröjning av svaret. Det andra är det viktigt att säkerställa hjärnvävnaden är så rena som möjligt. Ett underhåll av renlighet krävs särskilt för att förhindra någon blödning under kraniotomi och inspelningar. Dessutom bör ytan av hjärnan hindras från torkning efter kraniotomi genom att täcka ytan tätt med silikon lim.
För att leverera ljuset effektivt från elektroden spets, är det viktigt att minska förluster i den optiska vägen. I vår konfiguration av optrode, ljus kraften droppar tiofaldigt genom elektrodhållare: ljus makt är 45 mW i slutet av den fiber-optic korskopplingskabel, medan det är 3 – 5 mW på spetsen av glas pipetten. Som visas i resultaten, påverkade storleken och fulla längd inte ljus makt på spetsen (figur 2). Dessa resultat visade att lätta dämpning var ganska stabilt oavsett konfigurationen av glas pipetten. Detta ljus dämpning ingen roll i inspelningen av IC nervceller i VGAT-ChR2 möss eftersom vi har bekräftat att det var möjligt att spela in ljus aktiveras spikar i ventrala kanten (2 mm djup) av IC, även om det kanske fråga i andra inspelning konfigurationer. Det skulle vara svårt att minska ljus dämpning dramatiskt, men det kan finnas möjligheter till förbättring. Först kan det vara effektivt att använda quartz istället för en borosilikatglas som en elektrod pipett. Det är känt att kvarts har bättre ljus ledningsförmåga, så att det kan minska ljus förlusten genom elektroden15. Dessutom rapporterades det att polskt av slutet av pipetten minskat ljus förlust på kontaktytan mellan pipett och korskopplingskabel15. Om förbättringen i ljus dämpning inte är tillräckligt, skulle det vara effektivt att använda en laser istället för LED, även om laser kostar mer än LED.
En av fördelarna med glas pipett elektroden är att det är möjligt att utföra histologiska procedurer genom tillsats av spårämnen eller vektorer till fyllning lösningen. De histologiska förfaranden kommer att lägga till en hel del användbar information (platsen för inspelningen), morfologi av inspelade neuron, etc.i elektrofysiologiska data. Det rapporterades också, att det är möjligt att utföra farmakologiska undersökningar med den glass elektroden med blockerare i fyllning lösning15. I motsats till dessa fördelar är begränsningen av glas pipett elektroden att det inte kan spela in från flera isolerade enheter. För att uppnå flera inspelningar, kan det vara möjligt att sätta en tetrod tråd i glas pipetten i stället för en enda Ag-Cl belagda tråd. I detta fall vore det nödvändigt att använda en pipett med en större storlek (30 – 60 µm, typiska tip storleken på en tetrod) och låta slutet av tetrod ut från spetsen på pipetten.
Även tidigare rapporterade optrodes krävs ofta komplexa fabrication16,17, har Magee och hans kollegor utvecklat en optrode med standard glas pipetter som med optrode vi utformat18. I deras metod, de för in en tunn optisk fiber pipetten att leverera ljuset. För att göra fibern tunt nog att infoga skaftet av pipetten, etsade de 125 µm beklädnad fiber med en 9 µm kärna till en diameter av 8 – 10 µm på spetsen. Fördelen med denna metod är att det skulle gälla även för böjda pipetten som ofta används för Jontofores. Det kan dock vara svårt att använda LED som ljuskälla eftersom standard kommersiella lysdioder inte skulle uppnå tillräckligt ljus ström via en 9 µm core fiber.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har något att avslöja.
Acknowledgments
Författarna fick stöd av Japan Society för främjande av vetenskap KAKENHI Grant JP16K11200 och 17H 02223 och bidraget för forskning från Kanazawa medicinska universitet S2016-8 och C2017-3. Vi tackar Yuhichi Kuda för hans stöd i att ta bilder.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K.
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
