Summary
Эта работа представляет метод для выполнения optogenetic единичного надежно запись от бодрствования мыши, с помощью optrode на заказ стекла.
Abstract
Это является серьезной проблемой в нейробиологии как различные типы нейронов, работают в нейронных цепей. Последние достижения в Оптогенетика позволили идентификации типа нейронов в в естественных условиях электрофизиологических экспериментов в широком мозга. В Оптогенетика эксперименты важно доставить свет на сайт записи. Однако часто трудно доставить свет стимуляция глубоких мозга регионов от поверхности мозга. Особенно это трудно для стимуляции света для достижения глубоких мозга регионов, когда Оптическая прозрачность поверхности мозга является низким, как это часто бывает с записями из спать животных. Здесь мы описываем метод для записи Спайк ответы на свет от бодрствования мыши, с помощью optrode на заказ стекла. В этом методе свет доставляется через стеклянный электрод записи, так что это позволяет надежно стимулировать записанные нейрона с свет в глубоких мозга. Этот заказ optrode система состоит из доступных и недорогих материалов и легко собрать.
Introduction
Центральная нервная система состоит из различных типов нейронов, которые имеют различные функции. Как работают эти различные типы нейронов в нейронной цепи является одной из основных проблем в неврологии. Однако во многих регионах мозга, это было невозможно отличить нейронов в vivo записи видов электрической деятельности, потому что нет никаких четкое различие в электрических Спайк сигнала, с некоторыми исключениями. Последние достижения в Оптогенетика сделали прорыв1,2. Использование трансгенных животных, в которые светочувствительных опсин (например, channelrhodopsin-2) выражается в конкретных типов нейронов, стало возможным различать типы нейронов эффективно в vivo записи3, 45,,6. В этих животных возбужденных нейронов с светочувствительные опсин, давая свет раздражители во время электрического записи, но другие нейроны не являются. Принудительным опсин нейронов, таким образом, легко отличаются от других типов нейрон их ответы на свет.
В Оптогенетика эксперименты важно доставить свет на сайт записи. Как неинвазивный метод свет часто направлен от поверхности мозга. Однако потому что сила света сокращает как он проходит через ткани мозга, трудно стимулировать глубокую мозга регионов от поверхности мозга. Особенно это трудно для стимуляции света для достижения глубоких мозга регионов, когда Оптическая прозрачность поверхности мозга является низким, как это часто бывает с записями из спать животных. Электрофизиологические эксперименты часто выполнены на наркотизированных животных, потому что движение тела вызывает шум в записи. Как хорошо документирована, однако, анестезии как известно изменить нейронных ответов7,8,9,10. Таким образом необходимо использовать спать животных с целью изучения нейронных ответов без искусственных эффектов анестезии. В отличие от экспериментов с наркотизированных животных электрофизиологические записи выполняются после восстановления от хирургии в экспериментах с животными проснулся. В период между хирургии и записи экссудата ткани часто накапливается на поверхности мозга и делает низкой оптической прозрачности поверхности мозга.
Здесь мы описываем метод для записи единичного записи из проснулся мыши, с помощью optrode стекла на заказ. В этом методе свет доставляется через стеклянный электрод записи, так что это позволяет надежно стимулировать записанные нейрон светом в глубоких мозга. Этот заказ optrode система состоит из доступных и недорогих материалов и легко собрать.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Все процедуры выполняются согласно руководящим принципам физиологического общества Японии и с одобрения животное уход Комитета Канадзава медицинского университета.
1. Строительство Optrode подстаканник
Примечание: Для построения optrode подстаканник, используется коммерческих Электрододержатель (рис. 1A).
- Аккуратно выньте из стальной трубки для контроля давления от ствола держателя.
- Бурение, Расширьте отверстие на стороне сиденья ПИН в ствол держатель. Сделайте отверстие 3 мм в диаметре и 12 мм в глубину.
- Положить трубу из нержавеющей стали (диаметром 3 мм, толщина 0,5 мм и 8 мм в длину; Рисунок 1A 2) в отверстие.
- Вставка керамическая Сплит спаривания рукав для ⌀2.5 мм наконечником (1рис. 1A) в отверстие.
- Прикрепите ствола держателя электрода к L-образные пазы с эпоксидный клей.
- Сделайте отверстия (диаметром 3 мм) в пазы и прикрепить его к манипулятора с винтами.
2. Руководитель пост установки
- Подготовьте заказ головы пост из плат spacer. Сделать прокладку столбчатых плат в форме шестигранника с фрезера и разрезать его на 2 головы должности с пилой (Рисунок 1B). Сведение в нижней части головы пост с фрезера.
- Подготовьте трансгенных животных, в котором светочувствительные опсин выражается в конкретный нейрон типа для изучения. В этой работе используется трансгенные мыши (VGAT-ChR2 мышей), в котором ингибирующих нейронов Экспресс channelrhodopsin-2 (ChR2)11 .
- Анестезировать животное с смесь 0,3 мг/кг medetomidine, 4,0 мг/кг мидазолама и 5,0 мг/кг Буторфанол внутрибрюшинного администрацией. Чтобы подтвердить, что животное полностью под наркозом, проверьте его реакцию на хвост щипать.
- Поместите указатель мыши в стереотаксической рамы на грелку. Чистый, Стереотаксическая рама и отопления площадку с 70% спирта заранее. Место зубы в отверстие в баре укус и слегка затяните зажим нос. Исправьте обе стороны головы, с использованием уха баров. Когда руководитель фиксируется правильно ухо баров, затяните зажим нос. Применить глазной мази в глаза.
- Брить кожу головы с маленькие ножницы и очистите кожу головы ватным тампоном хлоргексидина глюконата. До операции стерилизуйте все должности хирургических инструментов и голова с автоклав (121 ° C, 15 мин).
- Вырезать головы вдоль средней линии с ножницами и задвиньте его в сторону. Сделайте разрез от задней части головы на глаза (примерно 20 мм). Удаление надкостницы с ватным тампоном, смоченным в 70% спирта и сухой черепа.
- Придаем головной пост манипулятора. Позиция головы пост плашмя на черепа вокруг bregma, с помощью манипулятора.
- Смесь мономера (4 капли), катализатор (1 капля) и полимерные (1 небольшая ложка) стоматологического цемента на небольшое блюдо, которое предварительно охлаждается в холодильнике. Положите стоматологического цемента (ниже 1 g) на лобной и теменной кости черепа, чтобы исправить главный пост с черепом.
- После стоматологического цемента становится трудно, удалите мышь от стереотаксической рамы. Положите мазь с антибиотиком на открытые участки кожи. Придать medetomidine антагонист (0,3 мг/кг) и антибиотиков (окситетрациклину; 20 мг/кг). Монитор мыши на тепло и место площадку в клетке до тех пор, пока она просыпается и вернуть его в клетку жилищного строительства.
- Дом животное в клетке индивидуального жилья с некоторыми обогащения устройством. Измените животного бумаги, постельных принадлежностей ежедневно чистоте клетке и предотвратить инфекцию. Тщательно контролировать ли животное показывает никаких признаков дискомфорта. Применить лидокаина в рану, при подозрении на любой боли. Администрирование Мелоксикам или carprofen один раз каждые 24 часа в течение 48 часов после того, как глава операции установки и краниотомии. Местные лидокаина могут быть предоставлены в дополнение, если НПВП не является адекватным.
3. acclimation
- Два дня (как минимум) после восстановления от наркоза, акклиматизироваться животных в состояние головы Исправлена запись камеры. Выполните адаптационного сессий по крайней мере 5 дней.
- Во время сессий acclimation место животного в зале записи с головы пост, крепится к струбциной на заказ. В ходе сессии, с тем чтобы ограничить движение крышка тела с заказной смолы половины трубку (рис. 1 c), с использованием 3D-принтер.
Примечание: На 1 день, адаптационного сессия должна быть 5 минут длиной. Он затем увеличивается ежедневно до 10, 20, 40 и 60 мин для дней, 2, 3, 4 и 5, соответственно. - В конце каждой сессии дать животного питания награду. Если животное борется непрерывно в течение адаптационного, Остановите сеанс.
4. краниотомии
Примечание: После адаптационного краниотомии производится над областью мозга для записи. Краниотомия выполняется в стереотаксической рамы под наркозом, как с головой после установки. После операции процедура такая же, как голову после установки.
- Перед краниотомии очистите черепа с ватным тампоном с хлоргексидина глюконата и 70% спирта.
- Тщательно очистите черепа через сайт записи зубной дрелью. Когда кость становится достаточно тонким, вырежьте его кончик скальпель и удалите его.
- Положите стоматологического цемента вокруг подвергаются региона с целью укрепления черепа.
- Обложка области подвергаются мозга с силиконовым клеем после стоматологического цемента становится трудно. Процедура после хирургии, как описано в шаге 2.8.
5. Электрофизиологические запись
- Разрешить животное, чтобы восстановить для по крайней мере 1 день после краниотомии перед выполнением электрофизиологических записи. Поместите животное в зале записи таким же образом, что это было сделано в ходе сессий acclimation, когда запись начинается.
- Сделать стеклянной пипетки из боросиликатного стекла капилляров (OD = 1.5 мм, ID = 0,9 мм, длина-90,0 мм) вытащил на электрод съемник. Их диаметр кончика составляет 2-3 мкм, и их сопротивление, 4-6 MΩ, когда они заполнены с 10 мм PBS. Длина электрода составляет 40 – 50 мм. В некоторых записях neurobiotin 2% добавляется 10 мм PBS.
- Придаем пипеткой наполненный стакан держатель на заказ optrode.
- Положите серебряной проволоки с покрытием Ag-Cl (0,2 мм в диаметре) в стеклянной пипетки. Подключите провод Серебряный ПИН через тонким покрытием электрические провода. Подключите ПИН-код к headstage усилитель записи.
- Подключите волоконно оптических патч-корд (ядро = 960 мкм, облицовки = 1000 мкм, NA = 0,63) с цирконием обойма (OD = 2,5 мм) в Сплит, спаривания рукав на держателе optrode. Нажмите патч-корд в рукав до кончика обойма контакты задней части стеклянной пипетки. Патч-корд поставляет свет (длина волны = 465 Нм) от LED. Светодиодный свет управляется водителем Светодиодные канальные.
- Удалите Клей силиконовый над краниотомии. Положите разогретые солевых (38 ° C) на поверхности мозга периодически, чтобы предотвратить поверхности мозга от пересыхания во время сеанса записи. При необходимости удалите оболочки острыми пинцетом.
- Вставьте Стеклянный электрод в ткани мозга с манипулятором. Контролировать сопротивление электродов при вставке. Когда сопротивление меньше, чем ожидалось, потому что наконечник электрода может быть поврежден, замените электрода. На глубине интерес Поиск и изолировать шипы одного подразделения путем регулировки глубины в шагах 2-5 мкм.
- После того, как единый блок изолированные, доставить светодиодный свет и наблюдать реакции на свет стимулы.
- Запишите нервной деятельности после идентификации типов клеток. Выполнение записи для 2-3 ч. Если запись производится на последовательных дней (максимум 2 дня), покрывают краниотомии с силиконовым клеем. Когда запись закончена, и жертву животное, получить должность головы и поместить его в ацетоне мыть и повторно использовать его.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Рисунок 2мы рассмотрели последствия размер чаевых и длины стеклянной пипетки на силы света на кончике пипетки (рисунок 2A-B). Силы света был измерен Измеритель оптической мощности, помещены 1 мм от кончика. Полная длина был установлен 50 ± 2 мм, когда размер чаевых варьируется, в то время как размер чаевых было присвоено 2,5 мкм, когда полная длина разнообразны. Хвостовик стеклянной пипетки был установлен до 8 мм. Силы света на кончике варьировались от 3 – 5 МВт (среднее ± SD; Рисунок 2A: 3.77 ± 0,29 МВт, n = 20; Рисунок 2B: 4.24 ± 0.31 МВт, n = 21). Размер отпечатка (рисунок 2A) дозаторов вряд ли коррелировалось с силы света (R = 0.1555). Длина пипеткой был лишь слегка коррелирует с силы света в негативном плане (R =-0.2054). Эти результаты показывают, что кончик и длина дозаторов редко влияют на силы света на кончике. Мы также проверили, если объем нагрузки объем раствора (10 мм PBS) в стеклянной пипетки влияет на силы света (рис. 2 c). Объем раствора оценивалась по длине раствора в пипетку. Данные были записаны с 4 пипетки (Совет размер: 0.25 мкм, полная длина: 50 ± 2 мм, длина хвостовика: 8 мм). Мы обнаружили, что меняя объем раствора в дозатор не влияет на силы света (рис. 2 c).
На рисунке 3мы показываем Спайк ответы, записанная в нижней colliculus (IC) проснулся VGAT-ChR2 мышей (2 – 4 месяца). IC слуховой центр в среднем мозге и состоит из глутаматергические и ГАМК нейронов12,13, оба из которых реагировать на звук3,4. В IC VGAT-ChR2 мышей ГАМК нейронов специально Экспресс ChR24. В предыдущей работе было показано, что ГАМК и глутаматергические нейроны были возбужденных или подавлены, соответственно, когда они получили легкие раздражители3,4. В мышей, проснулся мы нашли обоих типов нейронов (рис. 3A-B). Когда свет стимула доставляется через стеклянный электрод, вызвала всплеск ответы в некоторых нейронов (рис. 3A). В отличие от других нейронов, свет раздражители подавлены Спайк реакции, вызываемые звуковые раздражители (рис. 3B). Эти результаты показывают, что optrode стекла можно записывать деятельность хорошо изолированные единое целое и надежно стимулировать записанные нейронов, свет.
Рисунок 1: Аксессуары для держателя и записи Optrode. Панели (A) и (B) Показать держатель optrode. Панель (A) показывает структуру части держателя optrode. (1) это керамический Сплит спаривания рукав. (2) это трубка из нержавеющей стали. (3) это ствол держатель. (4) это Стиральная машина конуса. (5) это крышкой из поликарбоната. Панель (B) показывает держателя собрал optrode. Panels (C) и (D) показывают заказных головы пост. Панели (C) показывает вид сбоку головы пост. Группа (D) показывает косой взгляд голову поста. Две головы должности (справа) изготовлены из плат распорку (слева). Панели (E), (F) и (G) Показать на заказ смолы половину трубы. Панели (E) и (F) Посмотреть чертеж смолы половину трубы. Группа (E) показывает вид спереди смолы половину трубы. Группа (F) показывает вид сбоку смолы половину трубы. Группа (G) показывает фото изображение половину трубы. Числа в панели (E) и (F) указывают чертеж размеры в мм пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 2: Влияние конфигурации стеклянной пипетки на силы света на кончике. (A) кончик его размер был заговор против силы света. Полная длина пипеткой был установлен 50 ± 2 мм. Длина хвостовика был установлен в 8 mm. (B) Длина пипеткой был заговор против силы света. Размер чаевых было присвоено значение 0,25 мкм. Длина хвостовика был установлен 8 мм в. (C) это группа показывает эффект нагрузки объем раствора (10 мм PBS) на силы света. Данные из 4 пипетки обозначаются разные символы и строки. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Рисунок 3 : Свет вызвали ответы в IC проснулся мышей VGAT-ChR2. (A) свет раздражители (синий ящик, 0,03 s) вызвала всплеск ответы. (B) свет раздражители (синий ящик, 0,03 s) подавил Спайк реакции, вызываемые звук (серый прямоугольник). Верхний 3 следы являются реакцией на звук, и нижней 3 следы ответ, когда звук и свет были даны. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы посмотреть большую версию этой фигуры.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Оптогенетика стала мощным инструментом в неврологии. Он был использован для определения конкретного нейрона видов в естественных условиях , а также манипулирования деятельности конкретных нейронов путей. Разъяснение нервной деятельности различных типов нейронов способствует пониманию механизма нейронных цепей. Здесь мы продемонстрировали метод доставить свет на сайт записи через стеклянный электрод в IC проснулся VGAT-ChR2 мышей.
Существует несколько важных шагов в методе описал. Во-первых это требование использовать животных с достаточной и конкретным выражением опсины в целевом нейронов. Для определения реакции на свет с внеклеточного записей, необходимо, что активация опсин вызывает пиковые значения нейронов целевой. В некоторых трансгенных штаммов вполне возможно, что трансген выражение уровня в нейронах низка в14молодых животных, и может быть установлен минимальный возраст для эксперимента. Кроме того это может быть необходимо выполнить некоторые дополнительные эксперименты, чтобы подтвердить, если ответы на свет раздражители являются специфическими для нейрона типы целевых объектов (например, иммуногистохимия). Когда целевой нейрон возбуждающим, было бы необходимо различать непосредственно вызванных ответов от синаптически вызвала ответов, которые может быть сделано путем порог задержки ответа. Во-вторых важно, чтобы убедиться, что ткани мозга как можно более чистым. Поддержание чистоты особенно необходим для того, чтобы предотвратить любое кровотечение при краниотомии и записи. Кроме того поверхность мозга следует быть предотвращены от сушки после краниотомии, покрывая поверхность плотно с силиконовым клеем.
Чтобы доставить свет эффективно от электрода, важно уменьшить любые потери в оптического пути. В нашей конфигурации optrode, силы света падает десятикратно через держатель электрода: силы света составляет 45 МВт в конце волоконно оптических патч-корд, хотя это 3 – 5 МВт на кончике стеклянной пипетки. Как показано в результатах, размер чаевых и полная длина не затрагивают силы света на кончике (рис. 2). Эти результаты указал, что затухание света достаточно стабильными независимо от конфигурации стеклянной пипетки. Этот свет затухания не имеет значения в записи IC нейронов в VGAT-ChR2 мышей потому, что мы подтвердили, что можно было записывать свет активированного шипы в брюшной кромки (2 мм глубина) СК, хотя он может иметь значения в другие записи конфигурации. Было бы трудно резко снизить затухание света, но могут существовать возможности для улучшения. Во-первых это может быть эффективно использовать кварцевый вместо боросиликатного стекла как электрод пипеткой. Известно, что кварц лучше света проводимости, так что он может снизить потери света через электрод15. Кроме того было сообщено, что польский конца пипетки сократить потери света на поверхности контакта между пипетки и патч-корд15. Если улучшение затухание света недостаточно, было бы эффективно использовать лазер вместо LED, хотя лазерной стоит больше, чем привели.
Одним из преимуществ стеклянной пипетки электрода, что это можно выполнять гистологические процедуры путем добавления Трейсеры или векторы для заполнения решения. Гистологические процедур будет добавить большое количество полезной информации (местоположение записи), морфология записанные нейрон и т.д.электрофизиологических данных. Кроме того было сообщено, что это возможно для выполнения фармакологических обследований с использованием Стеклянный электрод с блокаторы в решение наполнения15. В отличие от этих преимуществ ограничение пипеткой Стеклянный электрод является, что он не может записывать из нескольких изолированных подразделений. Для достижения нескольких записей, он может быть можно положить тетрод провод в стеклянной пипетки вместо одного Ag-Cl покрытием провода. В этом случае было бы необходимо использовать пипетку с большим размером кончика (30-60 мкм, размер типичной кончик тетрод) и пусть конца тетрод вне от кончика пипетки.
Хотя сообщалось ранее optrodes часто требуется комплекс изготовления16,17, маги и его коллеги разработали optrode, используя стандартные стеклянные пипетки, как с optrode мы разработали18. В их метод они вставьте тонкий оптического волокна в пипетку, чтобы доставить свет. Чтобы волокна достаточно тонким, чтобы вставить хвостовик пипеткой, они врезались 125 мкм обшивки волокна с 9 мкм ядро диаметром 8-10 мкм на кончике. Преимуществом этого метода является, что она будет применяться даже для изогнутых пипетки, который часто используется для ионофорез. Однако это может быть трудно использовать СИД как источник света, потому что стандартных коммерческих светодиоды не достигнет достаточной силы света через волокна ядро 9 мкм.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Авторы не имеют ничего сообщать.
Acknowledgments
Авторы были поддержаны японского общества по поощрению науки KAKENHI Грант JP16K11200 и 17H 02223 и Грант на исследования от медицинского университета Канадзава S2016-8 и C2017-3. Мы благодарим куда Yuhichi за его поддержку в принятии фотографии.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Electrode holder | Molecular Device | 1-HL-U | pipette holder for microelectrode amplifier |
| Ceramic split mating sleeve | Thorlabs | ADAF1 | f2.5 mm ferrule |
| Circuit board spacer | Teishin Denki | SPA-320 | f8.0 mm, 20.0 mm long |
| Stereotaxic frame for mice | Narishige | SR-6M-HT | Stereotaxic instruments for mice |
| Manipulator | Narishige | NA | Manual manipulator |
| Superbond | Sun Medical | M: 204610557 | Dental adhesive resin cement |
| Form2 | Formlabs | NA | 3D printer |
| Kwik-Sil | WPI | KWIK-SIL | Low toxicity silicone adhesive |
| Borosilicate glass capillaries | Narishige | GD-1.5 | OD 1.5 mm, ID 0.9 mm, 90.0 mm long |
| Fiber-optic patch cord | Doric Lenses | MFP_960/1000/2200-0.63_1m_FCM-ZF2.5 | Monofiberoptic patchcord, OD, 2.5 mm, core = 960 mm, cladding = 1000 mm, NA = 0.63 |
| Connectrized LED | Doric Lenses | LEDC-1B_FC | Central wave length = 465 nm, output power = 45 mW (Core 960 mm 0.63 NA ) |
| LED driver | Doric Lenses | LEDRV_1CH_1000 | 1 ch LED driver, maximum output = 1000 mA |
| Electrode puller | Narishige | PB-7 | Dual-stage glass micropipette puller |
| Borosilicate glass capillary | Narishige | GD-1.5 | Bolosilicate glass capillary, OD, 1.5mm, ID, 0.9 mm, 90.0 mm long |
| GENTACIN | MSD CO., Ltd | 185711173 | Antibiotic ointment |
| Terramycin®-LA | Zoetis | G 333 | Oxytetracycline |
| Tg(Slc32a1- COP4*H134R/EYFP)8Gfng/J | Jackson Labs | #14548 | VGAT-ChR2 mice |
| Multiclamp 700B | Molecular Devices | 2500-0157 | Microelectrode amplifier |
References
- Rajasethupathy, P., Ferenczi, E., Deisseroth, K.
- Gore, F., Schwartz, E. C., Salzman, C. D. Manipulating neural activity in physiologically classified neurons: triumphs and challenges. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 370 (1677), 20140216 (2015).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Identified GABAergic and glutamatergic neurons in the mouse inferior colliculus share similar response properties. Journal of Neuroscience. 37 (37), 8952-8964 (2017).
- Ono, M., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Long-lasting sound-evoked afterdischarge in the auditory midbrain. Scientific Reports. 6, 20757 (2016).
- Munoz, W., Tremblay, R., Rudy, B. Channelrhodopsin-assisted patching: in vivo recording of genetically and morphologically identified neurons throughout the brain. Cell Reports. 9 (6), 2304-2316 (2014).
- Lima, S. Q., Hromadka, T., Znamenskiy, P., Zador, A. M. PINP: a new method of tagging neuronal populations for identification during in vivo electrophysiological recording. PLoS One. 4 (7), e6099 (2009).
- Kuwada, S., Batra, R., Stanford, T. R. Monaural and binaural response properties of neurons in the inferior colliculus of the rabbit: effects of sodium pentobarbital. Journal of Neurophysiology. 61 (2), 269-282 (1989).
- Populin, L. C. Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus. Journal of Neuroscience. 25 (25), 5903-5914 (2005).
- Duque, D., Malmierca, M. S. Stimulus-specific adaptation in the inferior colliculus of the mouse: anesthesia and spontaneous activity effects. Brain Structure and Function. 220 (6), 3385-3398 (2015).
- Cai, R., Richardson, B. D., Caspary, D. M. Responses to predictable versus random temporally complex stimuli from single units in auditory thalamus: impact of aging and anesthesia. Journal of Neuroscience. 36 (41), 10696-10706 (2016).
- Zhao, S., et al. Cell type-specific channelrhodopsin-2 transgenic mice for optogenetic dissection of neural circuitry function. Nature Methods. 8 (9), 745-752 (2011).
- Ito, T., Bishop, D. C., Oliver, D. L. Two classes of GABAergic neurons in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 29 (44), 13860-13869 (2009).
- Ono, M., Yanagawa, Y., Koyano, K. GABAergic neurons in inferior colliculus of the GAD67-GFP knock-in mouse: electrophysiological and morphological properties. Neuroscience Research. 51 (4), 475-492 (2005).
- Chen, Q., et al. Imaging neural activity using Thy1-GCaMP transgenic mice. Neuron. 76 (2), 297-308 (2012).
- Hirai, Y., Nishino, E., Ohmori, H. Simultaneous recording of fluorescence and electrical signals by photometric patch electrode in deep brain regions in vivo. Journal of Neurophysiology. 113 (10), 3930-3942 (2015).
- LeChasseur, Y., et al. A microprobe for parallel optical and electrical recordings from single neurons in vivo. Nature Methods. 8 (4), 319-325 (2011).
- Abaya, T. V., Blair, S., Tathireddy, P., Rieth, L., Solzbacher, F. A 3D glass optrode array for optical neural stimulation. Biomedical Optics Express. 3 (12), 3087-3104 (2012).
- Bittner, K. C., et al. Conjunctive input processing drives feature selectivity in hippocampal CA1 neurons. Nature Neuroscience. 18 (8), 1133-1142 (2015).
