Summary

Identificazione, isolamento e caratterizzazione di progenitori fibro-adipogeni (FAPs) e progenitori miogeni (MP) nel muscolo scheletrico nel ratto

Published: June 09, 2021
doi:

Summary

Questo protocollo delinea un metodo per isolare i progenitori fibro-adipogeni (FAP) e i progenitori miogeni (MP) dal muscolo scheletrico del ratto. L’utilizzo del ratto nei modelli di lesione muscolare fornisce una maggiore disponibilità di tessuto dal muscolo atrofico per l’analisi e un repertorio più ampio di metodi convalidati per valutare la forza muscolare e l’andatura negli animali in movimento libero.

Abstract

I progenitori fibro-adipogeni (FAPs) sono cellule interstiziali residenti nel muscolo scheletrico che, insieme ai progenitori miogeni (MP), svolgono un ruolo chiave nell’omeostasi muscolare, nelle lesioni e nella riparazione. Gli attuali protocolli per l’identificazione e l’isolamento dei FAP utilizzano la citometria a flusso/ lo smistamento cellulare attivato dalla fluorescenza (FACS) e gli studi che valutano la loro funzione in vivo fino ad oggi sono stati intrapresi esclusivamente nei topi. La maggiore dimensione intrinseca del ratto consente un’analisi più completa dei FAP nei modelli di lesione del muscolo scheletrico, specialmente nel muscolo gravemente atrofico o quando gli investigatori richiedono una massa tissutale sostanziale per condurre più saggi a valle. Il ratto fornisce inoltre una selezione più ampia di saggi funzionali muscolari che non richiedono sedazione o sacrificio animale, riducendo così al minimo la morbilità e l’uso di animali consentendo valutazioni seriali. I protocolli di citometria a flusso/FACS ottimizzati per i topi sono specifici per specie, in particolare limitati dalle caratteristiche degli anticorpi disponibili in commercio. Non sono stati ottimizzati per separare i FAP dal ratto o dal muscolo altamente fibrotico. È stato sviluppato un protocollo di citometria a flusso/FACS per l’identificazione e l’isolamento di FAP e MP dal muscolo scheletrico di ratto sano e denervato, basandosi sull’espressione differenziale dei marcatori di superficie CD31, CD45, Sca-1 e VCAM-1. Poiché gli anticorpi primari specifici per il ratto, convalidati con citometria a flusso, sono gravemente limitati, è stata eseguita la coniugazione interna dell’anticorpo che prende di mira Sca-1. Utilizzando questo protocollo, è stata confermata la coniugazione Sca-1 di successo e l’identificazione citometrica a flusso di FAP e MP è stata convalidata mediante coltura cellulare e immunocolorazione di FAPs e MP isolati da FACS. Infine, riportiamo un nuovo decorso temporale dei FAP in un modello di denervazione prolungata (14 settimane). Questo metodo fornisce ai ricercatori la possibilità di studiare i FAP in un nuovo modello animale.

Introduction

Le cellule progenitrici fibro-adipogene (FAP) sono una popolazione di cellule progenitrici multipotenti residenti nel muscolo scheletrico che svolgono un ruolo critico nell’omeostasi muscolare, nella riparazione e nella rigenerazione e, al contrario, mediano anche le risposte patologiche alle lesioni muscolari. Come suggerisce il nome, i FAP sono stati originariamente identificati come una popolazione progenitrice con il potenziale di differenziarsi in fibroblasti e adipociti1 e sono stati pretesi per essere i principali mediatori dell’infiltrazione fibro-grassa del muscolo scheletrico in lesioni croniche e malattie. Ulteriori studi hanno rivelato che i FAP sono inoltre in grado di osteogenesi e condrogenesi2,3,4. Pertanto, sono più ampiamente notati in letteratura come progenitori mesenchimali ostromali 3,5,6,7,8. Nel danno acuto del muscolo scheletrico, i FAP aiutano indirettamente nella miogenesi rigenerativa proliferando transitoriamente per fornire un ambiente favorevole per le cellule satelliti muscolari attivate e le loro controparti progenitrici miogeniche (MP) a valle1,9,10. Parallelamente alla rigenerazione di successo, i FAP subiscono l’apoptosi, riportando il loro numero ai livellibasali1,9,10,11. Al contrario, nelle lesioni muscolari croniche, i FAP sovrascrivono i segnali pro-apoptotici, il che si traduce nella loro persistenza9,10,11 e nella riparazione muscolare anormale.

Studi in vivo che valutano i meccanismi cellulari e molecolari con cui i FAP mediano le risposte muscolari hanno utilizzato modelli animali murini fino ad oggi1,7,9,10,11,12,13,14. Mentre i topi geneticamente modificati sono potenti strumenti da utilizzare in queste analisi, le piccole dimensioni dell’animale limitano la disponibilità di tessuti per lo studio in modelli di lesioni localizzate a lungo termine in cui l’atrofia muscolare può essere profonda, come la denervazione traumatica. Inoltre, la misurazione della forza muscolare e della funzione fisica richiede misurazioni ex vivo o in situ che richiedono la cessazione del topo, o metodi in vivo che richiedono un intervento chirurgico e/o un anestetico generale per consentire la valutazione delle prestazioni contrattili muscolari15,16,17,18,19,20 . Nei ratti, esistono analisi funzionali muscolari ben convalidate e utilizzate a livello globale, oltre alle analisi per comportamenti motori più complessi come l’analisi dell’andatura (ad esempio, indice di funzione sciatica, analisi CatWalk) e vengono eseguite in animali svegli e in movimento spontaneo21,22,23,24 . Ciò ottimizza ulteriormente i principi di morbilità minima nella sperimentazione animale e il numero di animali da ricerca utilizzati. Il ratto fornisce quindi al ricercatore FAPs la flessibilità aggiuntiva di un maggiore volume muscolare ferito per analisi proteiche e cellulari e la capacità di intraprendere valutazioni seriali dell’attività e dei comportamenti funzionali statici e dinamici del complesso muscolare, nell’animale di allerta.

I FAP sono stati identificati e isolati principalmente da campioni di muscoli interi utilizzando rispettivamente la citometria a flusso e lo smistamento cellulare attivato dalla fluorescenza (FACS). Si tratta di saggi basati su laser che sono in grado di identificare più popolazioni cellulari specifiche in base a caratteristiche caratteristiche come dimensioni, granularità e una combinazione specifica di superficie cellulare o marcatori intracellulari25. Questo è molto vantaggioso nello studio di un sistema di organi come il muscolo scheletrico, poiché l’omeostasi e la rigenerazione sono processi complessi e multifattoriali coordinati da una pletora di tipi di cellule. Uno studio seminale ha identificato i FAP, così come i MP, utilizzando metodi citometrici a flusso nel muscolo scheletrico del topo1. Hanno dimostrato che i FAP sono di natura mesenchimale, in quanto mancavano di antigeni di superficie specifici per le cellule di origine endoteliale (CD31), ematopoietica (CD45) o miogenica (Integrina-α7 [ITGA7]), ma esprimevano il marcatore delle cellule staminali mesenchimali Sca-1 (antigene delle cellule staminali 1)1 e differenziato in cellule fibrogene e adipogeniche in coltura. Altri studi hanno dimostrato il successo dell’isolamento dei progenitori mesenchimali nel muscolo in base all’espressione di un marcatore alternativo di cellule staminali, il recettore alfa del fattore di crescita derivato dalle piastrine (PDGFRα)2,7,8 e ulteriori analisi hanno rivelato che questi probabilmente sono la stessa popolazione cellulare dei FAPs3. I FAP sono ora comunemente identificati nella citometria a flusso utilizzando Sca-1 o PDGFRα come marcatore di selezionepositiva 1,9,10,11,12,13,14,26,27,28,29,30,31 . L’uso di PDGFRα è preferenziale per il tessuto umano tuttavia, in quanto un omologo umano diretto di Sca-1 murino deve ancora essere identificato32. Inoltre, altre proteine di superficie cellulare sono state segnalate come marcatori di MP (ad esempio, VCAM-1), fornendo una potenziale alternativa a ITGA7 come indicatore di cellule di lignaggio miogenico durante l’isolamento dei FAPs33.

Mentre la citometria a flusso / FACS è una potente metodologia per studiare il ruolo e il potenziale patogenetico dei FAP nel muscolo scheletrico1,9,10,11,13,29, è limitato tecnicamente dalla specificità e dall’ottimizzazione dei suoi reagenti richiesti. Poiché l’identificazione citometrica a flusso e l’isolamento dei FAP sono stati sviluppati e condotti in modelli animalimurini1,9,10, 11,29, ciòpone sfide per i ricercatori che desiderano studiare i FAP in altri organismi modello. Molti fattori – come la dimensione ottimale del tessuto da elaborare, nonché la specificità e la disponibilità di reagenti e/o anticorpi – differiscono a seconda della specie utilizzata.

Oltre alle barriere tecniche allo studio dei FAP in un nuovo modello animale, sono state in gran parte studiate in un ambiente acuto e tossico, di solito tramite iniezione chimica intramuscolare o cardiotossina. La valutazione delle dinamiche a lungo termine dei FAP è limitata principalmente alla valutazione nella distrofia muscolare di Duchenne, utilizzando il modello murino mdx9,10,11e modelli di lesioni muscolari combinate come la rottura massiccia della cuffia dei rotatori in cui la traslazione e la denervazione del tendine concomitanti vengono eseguite sulla muscolatura della spalla26,27,28 . La risposta dei FAP al solo insulto della denervazione traumatica cronica, un evento comune negli incidenti sul posto di lavoro nell’industria pesante, nell’agricoltura e nei traumi alla nascita (lesione del plesso brachiale)34,35,36,37 con morbilità significativa, non è stata altrettanto ben caratterizzata, spesso limitata a un breve periodo di tempo11,38.

Descriviamo un metodo per identificare e isolare FAP e MP dal muscolo scheletrico sano e gravemente atrofico e fibrotico nel ratto. In primo luogo, viene dimostrata l’identificazione di MP CD31-/CD45-/Sca-1+/VCAM-1- e CD31-/CD45-/Sca-1-/VCAM-1+ utilizzando un protocollo di colorazione della digestione dei tessuti e della citometria a flusso e la successiva convalida dei nostri risultati viene eseguita attraverso la coltura e la colorazione immunocitochimica di cellule isolate da FACS. Usando questo metodo, riportiamo anche un nuovo decorso temporale dei FAP in un modello di lesione da denervazione isolata a lungo termine nel ratto.

Protocol

Gli investigatori che conducono questo protocollo devono ricevere il permesso dal loro comitato etico / comitato di cura degli animali locale. Tutto il lavoro sugli animali è stato approvato dal St. Michael’s Hospital Unity Health Toronto Animal Care Committee (ACC # 918) ed è stato condotto in conformità con le linee guida stabilite dal Canadian Council on Animal Care (CCAC). Uno schema del protocollo di citometria a flusso è mostrato nella Figura 1. Se l’applicazione a valle è FACS e …

Representative Results

Identificazione di FAP e MP tramite citometria a flusso utilizzando un nuovo pannello anticorpale tra cui Sca-1 e VCAM-1La strategia di gating per l’identificazione dei FAP nel muscolo di ratto si basa sui protocolli di citometria a flusso nel topo29, che gate su cellule cd31 (endoteliali) e CD45 (ematopoietiche) positive (chiamato lignaggio [Lin]) ed esamina il profilo fluorescente del marcatore FAPs Sca-1 e del marcatore MP…

Discussion

Un protocollo di isolamento DEI FAP ottimizzato e convalidato per il muscolo di ratto è essenziale per i ricercatori che desiderano studiare modelli di lesioni che non sono fattibili nel topo per motivi biologici o tecnici. Ad esempio, i topi non sono un modello animale ottimale in cui studiare lesioni croniche locali o neurodegenerative come la denervazione a lungo termine. Biologicamente, la breve durata della vita e il rapido invecchiamento dei topi rendono difficile delineare con precisione le sequalae muscolari a c…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vorremmo ringraziare le strutture principali della citometria a flusso presso l’Università di Ottawa e il Keenan Research Centre for Biomedical Sciences (KRC), St Michaels Hospital Unity Health Toronto per la loro esperienza e guida nell’ottimizzazione del protocollo di citometria a flusso / FACS presentato in questo manoscritto. Questo lavoro è stato finanziato da Medicine by Design New Ideas 2018 Fund (MbDNI-2018-01) a JB.

Materials

5 mL Polypropylene Round-Bottom Tube Falcon 352063
5 mL Polystyrene Round-Bottom Tube with Cell-Strainer Cap Falcon 352235
10 cm cell culture dishes Sarstedt 83.3902
12-well cell culture plate ThermoFisher 130185
12 mm glass coverslips, No.2 VWR 89015-724
10 mL Syringe Beckton Dickenson 302995
15 mL centrifuge tubes FroggaBio 91014
20 gauge needle Beckton Dickenson 305176
25mL Serological pipette Sarstedt 86.1685.001
40µm cell strainer Fisher Scientific 22363547
50mL centrifuge tubes FroggaBio TB50
AbC Total Antibody Compensation Beads  ThermoFisher A10497
Ammonium Chloride, Reagent Grade Bioshop AMC303.500
APC Conjugation Kit, 50-100µg Biotium 92307
Aquatex Aqueous Mounting Medium Merck 108562
Biolaminin 411 LN Biolamina LN411
Bovine Serum Albumin (BSA) Bioshop ALB001
Calcium Chloride Bioshop CCL444.500
Collagenase Type II Gibco 17101015
CountBright Plus Absolute Counting Beads ThermoFisher C36995
Dexamethasone Millipore Sigma D4902
Dispase Gibco 17105041
Dulbecco’s Modified Eagle Medium (DMEM) (1X) Gibco 11995-065 (+)4.5 g/L D-Glucose
(+)L-Glutamine
(+)110 mg/L Sodium Pyruvate
EDTA FisherScientific S311
FACSClean Solution Beckton Dickenson 340345
FACSDiva Software Beckton Dickenson
FACSRinse Solution Beckton Dickenson 340346
Fetal Bovine Serum Sigma F1051
Flow Cytometry Sheath Fluid Beckton Dickenson 342003
FlowJo Software Beckton Dickenson
Fluorescent Mounting Medium Dako S302380-2
Goat anti-mouse Alexa Fluor 555 secondary antibody Invitrogen A21424
Goat anti-rabbit Alexa Fluor 488 secondary antibody Invitrogen A11008
Goat anti-rabbit Alexa Fluor 555 secondary antibody Invitrogen A21429
Goat Serum Gibco 16210-064
Ham's F10 Media ThermoFisher  11550043 (+) Phenol Red
(+) L-Glutamine
(-) HEPES
Hank’s Balanced Salt Solution (HBSS) (1X) Multicell 311-513-CL
Heat Inactivated Horse Serum Gibco 26050-088
Hemocytometer Reichert N/A
HEPES, minimum 99.5% titration Sigma H3375
Horse Serum ThermoFisher 16050130
Human Transforming Growth Factor β1 (hTGF-β1) Cell Signaling 8915LF
Humulin R Lilly HI0210
IBMX Millipore Sigma I5879 Also known as 3-Isobutyl-1-methylxanthine
Isopropanol Sigma I9516 Also known as 2-propanol
Lewis Rat, Female Charles River Kingston 004 (Strain Code) 200-250 grams used
LSRFortessa X-20 Benchtop Cytometer Beckton Dickenson
Microcentrifuge Eppendorf EP-5417R
MoFlo XDP Cell Sorter Beckman Coulter
Mouse Anti-CD31::FITC Antibody Abcam ab33858 Clone TLD-3A12
Mouse Anti-CD45::FITC Antibody Biolegend 202205 Clone OX-1
Mouse Anti-CD106::PE Antibody Biolegend 200403 Also known as VCAM-1
Mouse Anti-MHC Antibody Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB) N/A Also known as MF20
Mouse Anti-Pax7 Antibody Developmental Studies Hybridoma Bank (DSHB) N/A
Neutral Buffered Formalin, 10 % Sigma HT501128
Oil Red O Millipore Sigma O0625
PE-Cy7 Conjugation Kit Abcam ab102903
Penicillin-Streptomycin Sigma  P4333
Phosphate Buffered Saline, pH 7.4 (1X) Gibco 10010-023 (-)Calcium Chloride
(-)Magnesium Chloride
Potassium Bicarbonate, Reagent Grade Bioshop PBC401.250
Rabbit Anti-Fibroblast Specific Protein 1 (FSP-1) Antibody Invitrogen MA5-32347 FSP-1 also known as S100A4
Rabbit Anti-Integrin-a7 Antibody Abcam ab203254
Rabbit Anti-Laminin Antibody Sigma L9393
Rabbit Anti-Perilipin-1 Antibody Abcam ab3526
Rabbit Anti-Sca-1 Antibody Millipore Sigma AB4336
Rabbit Recombinant Anti-Collagen Type I Antibody Abcam ab260043 Also known as Col1a1
Rabbit Recombinant Anti-PDGFR Alpha Antibody Abcam ab203491
Recombinant Human FGF-basic Gibco PHG0266
Sodium Azide Sigma S2002
Triton-X-100 Fisher Scientific BP151
Troglitazone Millipore Sigma T2573
Tween-20 Bioshop TWN510

References

  1. Joe, A. W. B., et al. Muscle injury activates resident fibro/adipogenic progenitors that facilitate myogenesis. Nature Cell Biology. 12, 153-163 (2010).
  2. Wosczyna, M. N., Biswas, A. A., Cogswell, C. A., Goldhamer, D. J. Multipotent progenitors resident in the skeletal muscle interstitium exhibit robust BMP-dependent osteogenic activity and mediate heterotopic ossification. Journal of Bone and Mineral Research. 27 (5), 1004-1017 (2012).
  3. Uezumi, A., Ikemoto-Uezumi, M., Tsuchida, K. Roles of nonmyogenic mesenchymal progenitors in pathogenesis and regeneration of skeletal muscle. Frontiers in Physiology. 5, 1-11 (2014).
  4. Biswas, A. A., Goldhamer, D. J. FACS fractionation and differentiation of skeletal-muscle resident multipotent Tie2+ progenitors. Methods in Molecular Biology. 1460, 255-267 (2016).
  5. Biferali, B., Proietti, D., Mozzetta, C., Madaro, L. Fibro-adipogenic progenitors cross-talk in skeletal muscle: The social network. Frontiers in Physiology. 10, 1-10 (2019).
  6. Wosczyna, M. N., Rando, T. A. A muscle stem cell support group: Coordinated cellular responses in muscle regeneration. Developmental Cell. 46 (2), 135-143 (2018).
  7. Uezumi, A., Fukada, S. I., Yamamoto, N., Takeda, S., Tsuchida, K. Mesenchymal progenitors distinct from satellite cells contribute to ectopic fat cell formation in skeletal muscle. Nature Cell Biology. 12 (2), 143-152 (2010).
  8. Uezumi, A., et al. Fibrosis and adipogenesis originate from a common mesenchymal progenitor in skeletal muscle. Journal of Cell Science. 124 (21), 3654-3664 (2011).
  9. Lemos, D. R., et al. Nilotinib reduces muscle fibrosis in chronic muscle injury by promoting TNF-mediated apoptosis of fibro/adipogenic progenitors. Nature Medicine. 21 (7), 786-794 (2015).
  10. Malecova, B., et al. Dynamics of cellular states of fibro-adipogenic progenitors during myogenesis and muscular dystrophy. Nature Communications. 9 (1), (2018).
  11. Madaro, L., et al. Denervation-activated STAT3-IL-6 signalling in fibro-adipogenic progenitors promotes myofibres atrophy and fibrosis. Nature Cell Biology. 20 (8), 917-927 (2018).
  12. Heredia, J. E., et al. Type 2 innate signals stimulate fibro/adipogenic progenitors to facilitate muscle regeneration. Cell. 153 (2), 376-388 (2013).
  13. Fiore, D., et al. Pharmacological blockage of fibro/adipogenic progenitor expansion and suppression of regenerative fibrogenesis is associated with impaired skeletal muscle regeneration. Stem Cell Research. 17 (1), 161-169 (2016).
  14. Kang, X., et al. Interleukin-15 facilitates muscle regeneration through modulation of fibro/adipogenic progenitors. Cell Communication and Signaling. 16 (1), 1-11 (2018).
  15. Lovering, R. M., Roche, J. A., Goodall, M. H., Clark, B. B., Mcmillan, A. An in vivo rodent model of contraction-induced injury and non-invasive monitoring of recovery. Journal of Visualized Experiments. (51), e2782 (2011).
  16. Iyer, S. R., Valencia, A. P., Hernández-Ochoa, E. O., Lovering, R. M. In vivo assessment of muscle contractility in animal studies. Methods in Molecular Biology. 1460, 293-307 (2016).
  17. Mintz, E. L., Passipieri, J. A., Lovell, D. Y., Christ, G. J. Applications of in vivo functional testing of the rat tibialis anterior for evaluating tissue engineered skeletal muscle repair. Journal of Visualized Experiments. (116), e54487 (2016).
  18. Hakim, C. H., Wasala, N. B., Duan, D. Evaluation of muscle function of the extensor digitorum longus muscle ex vivo and tibialis anterior muscle in situ in mice. Journal of Visualized Experiments. (72), e50183 (2013).
  19. Moorwood, C., Liu, M., Tian, Z., Barton, E. R. Isometric and eccentric force generation assessment of skeletal muscles isolated from murine models of muscular dystrophies. Journal of Visualized Experiments. (71), e50036 (2013).
  20. Gerlinger-Romero, F., et al. Non-invasive assessment of dorsiflexor muscle function in mice. Journal of Visualized Experiments. (143), e58696 (2019).
  21. Iohom, G., et al. Long-term evaluation of motor function following intraneural injection of ropivacaine using walking track analysis in rats. British Journal of Anaesthesia. 94 (4), 524-529 (2005).
  22. Brown, C. J., et al. Self-evaluation of walking-track measurement using a sciatic function index. Microsurgery. 10 (3), 226-235 (1989).
  23. Bozkurt, A., et al. CatWalk gait analysis in assessment of functional recovery after sciatic nerve injury. Journal of Neuroscience Methods. 173 (1), 91-98 (2008).
  24. Deumens, R., Jaken, R. J. P., Marcus, M. A. E., Joosten, E. A. J. The CatWalk gait analysis in assessment of both dynamic and static gait changes after adult rat sciatic nerve resection. Journal of Neuroscience Methods. 164 (1), 120-130 (2007).
  25. McKinnon, K. M. Flow cytometry: An overview. Current Protocols in Immunology. 2018, 1-11 (2018).
  26. Jensen, A. R., et al. Neer Award 2018: Platelet-derived growth factor receptor α co-expression typifies a subset of platelet-derived growth factor receptor β-positive progenitor cells that contribute to fatty degeneration and fibrosis of the murine rotator cuff. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 27 (7), 1149-1161 (2018).
  27. Mosich, G. M., et al. Non-fibro-adipogenic pericytes from human embryonic stem cells attenuate degeneration of the chronically injured mouse muscle. JCI Insight. 4 (24), (2019).
  28. Lee, D., et al. HMGB2 is a novel adipogenic factor that regulates ectopic fat infiltration in skeletal muscles. Scientific Reports. 8 (1), 1-12 (2018).
  29. Low, M., Eisner, C., Rossi, F. Fibro/Adipogenic Progenitors (FAPs): Isolation by FACS and Culture. Muscle Stem Cells: Methods and Protocols. , 179-189 (2017).
  30. Giuliani, G., et al. SCA-1 micro-heterogeneity in the fate decision of dystrophic fibro/adipogenic progenitors. Cell Death and Disease. 12 (1), 1-24 (2021).
  31. Wosczyna, M. N., et al. Mesenchymal stromal cells are required for regeneration and homeostatic maintenance of skeletal muscle. Cell Reports. 27 (7), 2029-2035 (2019).
  32. Upadhyay, G. Emerging role of lymphocyte antigen-6 family of genes in cancer and immune cells. Frontiers in Immunology. 10, 819 (2019).
  33. Boscolo Sesillo, F., Wong, M., Cortez, A., Alperin, M. Isolation of muscle stem cells from rat skeletal muscles. Stem Cell Research. 43, 101684 (2020).
  34. Ciaramitaro, P., et al. Traumatic peripheral nerve injuries: Epidemiological findings, neuropathic pain and quality of life in 158 patients. Journal of the Peripheral Nervous System. 15 (2), 120-127 (2010).
  35. Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S. S. V., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. Journal of Trauma and Acute Care Surgery. 45 (1), (1998).
  36. Malik, S. Traumatic peripheral neuropraxias in neonates: A case series. Journal of Clinical and Diagnostic Research. 8 (10), 10-12 (2014).
  37. Smith, B. W., Daunter, A. K., Yang, L. J. S., Wilson, T. J. An update on the management of neonatal brachial plexus palsy-replacing old paradigms a review. JAMA Pediatrics. 172 (6), 585-591 (2018).
  38. Rebolledo, D. L., et al. Denervation-induced skeletal muscle fibrosis is mediated by CTGF/CCN2 independently of TGF-β. Matrix Biology. 82, 20-37 (2019).
  39. Walls, P. L. L., McRae, O., Natarajan, V., Johnson, C., Antoniou, C., Bird, J. C. Quantifying the potential for bursting bubbles to damage suspended cells. Scientific Reports. 7 (1), 1-9 (2017).
  40. Yuen, D. A., et al. Culture-modified bone marrow cells attenuate cardiac and renal injury in a chronic kidney disease rat model via a novel antifibrotic mechanism. PLOS One. 5 (3), 9543 (2010).
  41. Fukada, S. I. The roles of muscle stem cells in muscle injury, atrophy and hypertrophy. Journal of Biochemistry. 163 (5), 353-358 (2018).
  42. Itabe, H., Yamaguchi, T., Nimura, S., Sasabe, N. Perilipins: A diversity of intracellular lipid droplet proteins. Lipids in Health and Disease. 16 (1), 1-11 (2017).
  43. Chapman, M. A., Mukund, K., Subramaniam, S., Brenner, D., Lieber, R. L. Three distinct cell populations express extracellular matrix proteins and increase in number during skeletal muscle fibrosis. American Journal of Physiology – Cell Physiology. 312 (2), 131-143 (2016).
  44. Hillege, M., Galli Caro, R., Offringa, C., de Wit, G., Jaspers, R., Hoogaars, W. TGF-β regulates Collagen Type I expression in myoblasts and myotubes via transient Ctgf and Fgf-2 Expression. Cells. 9 (2), 375 (2020).
  45. Kafadar, K. A., Yi, L., Ahmad, Y., So, L., Rossi, F., Pavlath, G. K. Sca-1 expression is required for efficient remodeling of the extracellular matrix during skeletal muscle regeneration. Developmental Biology. 326 (1), 47-59 (2009).
  46. Batt, J. A. E., Bain, J. R. Tibial nerve transection – a standardized model for denervation-induced skeletal muscle atrophy in mice. Journal of Visualized Experiments. (81), e50657 (2013).
  47. Carlson, B. M. The biology of long-term denervated skeletal muscle. European Journal of Translational Myology. 24 (1), (2014).
  48. Kennedy, E., et al. Embryonic rat vascular smooth muscle cells revisited – A model for neonatal, neointimal SMC or differentiated vascular stem cells. Vascular Cell. 6 (1), 1-13 (2014).
  49. Pannérec, A., Formicola, L., Besson, V., Marazzi, G., Sassoon, D. A. Defining skeletal muscle resident progenitors and their cell fate potentials. Development (Cambridge). 140 (14), 2879-2891 (2013).

Play Video

Cite This Article
Te, L. J. I., Doherty, C., Correa, J., Batt, J. Identification, Isolation, and Characterization of Fibro-Adipogenic Progenitors (FAPs) and Myogenic Progenitors (MPs) in Skeletal Muscle in the Rat. J. Vis. Exp. (172), e61750, doi:10.3791/61750 (2021).

View Video