Summary
אנו מתארים מודל עכבר xenograft של גרורות במוח של סרטן השד שנוצרו באמצעות הזרקת ורידים בזנב של קו תאי סרטן שד דלקתי מוגבר אנדוגניים HER2.
Abstract
התפשטות גרורתית למוח היא ביטוי שכיח והרסני של סוגים רבים של סרטן. בארצות הברית לבדה, כ-200,000 חולים מאובחנים עם גרורות במוח מדי שנה. הושגה התקדמות משמעותית בשיפור תוצאות ההישרדות של חולות עם סרטן שד ראשוני וממאירויות סיסטמיות; עם זאת, הפרוגנוזה העגומה עבור חולים עם גרורות קליניות במוח מדגישה את הצורך הדחוף לפתח סוכנים טיפוליים חדשניים ואסטרטגיות נגד מחלה קטלנית זו. היעדר מודלים ניסיוניים מתאימים היה אחד המכשולים העיקריים המעכבים את התקדמות ההבנה שלנו של גרורות מוחיות, ביולוגיה וטיפול. במאמר זה אנו מתארים מודל עכברי של גרורות במוח שנוצרו באמצעות הזרקת וריד זנב של קו תאים אנדוגני מוגבר HER2 שמקורו בסרטן שד דלקתי (IBC), צורה נדירה ואגרסיבית של סרטן השד. התאים סומנו בלוציפראז גחלילית ובחלבון פלואורסצנטי ירוק כדי לנטר גרורות במוח, וכומתו עומס גרורתי על ידי דימות ביולומינסצנטי, סטריאומיקרוסקופיה פלואורסצנטית והערכה היסטולוגית. עכברים מפתחים גרורות במוח באופן יציב ועקבי, מה שמאפשר חקירה של מתווכים מרכזיים בתהליך הגרורתי ופיתוח בדיקות פרה-קליניות של אסטרטגיות טיפול חדשות.
Introduction
גרורות במוח הן סיבוך שכיח וקטלני של ממאירויות מערכתיות. רוב גרורות המוח מקורן בגידולים ראשוניים של הריאה, השד או העור, אשר ביחד מהווים 67-80% מהמקרים 1,2. ההערכות לגבי היארעות גרורות במוח נעות בין 100,000 ל-240,000 מקרים, ומספרים אלה עשויים להיות מוערכים בחסר מכיוון שנתיחה לאחר המוות נדירה עבור חולים שמתו מסרטן גרורתי3. לחולים עם גרורות במוח יש פרוגנוזה גרועה יותר והישרדות כללית נמוכה יותר ביחס לחולים ללא גרורות במוח4. אפשרויות הטיפול הנוכחיות בגרורות במוח הן פליאטיביות ברובן ואינן מצליחות לשפר את תוצאות ההישרדות עבור רוב החולים5. לפיכך, גרורות במוח נותרו אתגר, והצורך נותר דחוף כדי להבין טוב יותר את המנגנונים של התקדמות גרורות במוח כדי לפתח טיפולים יעילים יותר.
השימוש במודלים ניסיוניים סיפק תובנות חשובות לגבי מנגנונים ספציפיים של התקדמות גרורתית של סרטן השד למוח ואיפשר להעריך את יעילותן של גישות טיפוליות שונות 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 . עם זאת, מעט מאוד מודלים יכולים לשחזר באופן מדויק ומלא את המורכבות של התפתחות גרורות במוח. מספר מודלים ניסיוניים in vivo נוצרו באמצעות חיסון תאים סרטניים לעכברים על ידי נתיבי מתן שונים, כולל אורתוטופיים, וריד זנב, תוך לבבי, עורקי תוך קרוטיד וזריקות תוך מוחיות. לכל טכניקה יתרונות וחסרונות, כפי שנסקר במקום אחר3. עם זאת, אף אחד מהמודלים האלה של עכברים לא יכול לשכפל באופן מלא את ההתקדמות הקלינית של גרורות במוח.
גרורות במוח שכיחות במיוחד בחולות עם סרטן שד דלקתי (IBC), גרסה נדירה אך אגרסיבית של סרטן שד ראשוני. IBC מהווה 1% עד 4% ממקרי סרטן השד, אך הוא אחראי ל -10% לא פרופורציונליים ממקרי המוות הקשורים לסרטן השד בארצות הברית17,18. IBC ידוע לשלוח גרורות במהירות; ואכן, לשליש מחולי IBC יש גרורות מרוחקות בזמן האבחנה19,20. ספציפית לגרורות במוח, חולים עם IBC יש שכיחות גבוהה יותר של גרורות במוח מאשר חולים עם IBC שאינו IBC21. לאחרונה, הדגמנו כי קו התאים MDA-IBC3, הנגזר מנוזל ההיתוך הפלאורלי הממאיר של חולה עם ER-/PR-/HER2+ IBC המשחזר מאפייני IBC בקסנוגרפטים של עכברים, הוא בעל נטייה מוגברת לפתח גרורות במוח ולא גרורות ריאה בעכברים כאשר מוזרק על ידי וריד הזנב, מה שהופך את קו התאים הזה למודל טוב לחקר התפתחות גרורות במוח16.
במאמר זה נתאר את ההליכים ליצירת גרורות במוח באמצעות הזרקת תאי MDA-IBC3 לווריד הזנב ולהערכת העומס הגרורתי באמצעות מיקרוסקופ סטריאופלואורסצנטי והדמיית לוציפראז. שיטה זו שימשה לגילוי מתווכים מרכזיים של גרורות סרטן השד למוח ולבדיקת היעילות של התערבויות טיפוליות 16,22,23. החיסרון של טכניקה זו הוא שהיא אינה משחזרת את כל השלבים בתהליך הגרורתי במוח. עם זאת, יתרונותיו העיקריים כוללים חוסן ויכולת שחזור, מעורבות של הביולוגיה הרלוונטית של גרורות של intravasation, חציית הריאות ו extravasation לתוך המוח, ואת הפשטות היחסית שלה במונחים של טכניקה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
השיטה המתוארת כאן אושרה על ידי הוועדה המוסדית לטיפול ושימוש בבעלי חיים (IACUC) של מרכז הסרטן MD Anderson ועומדת בהנחיות המכונים הלאומיים לבריאות לטיפול ושימוש בחיות מעבדה. זרימת העבודה הסכמטית, עם כל השלבים הכלולים, מוצגת כאיור 1.
1. הכנת תאים
הערה: קו התאים MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+), שנוצר במעבדה24 של ד"ר וודוורד, הומר ביציבות עם פלסמיד חלבון פלואורסצנטי ירוק לוציפראז (Luc-GFP).
- תרבית תאים מותמרים במדיה F-12 של Ham בתוספת 10% סרום בקר עוברי (FBS), 1 מיקרוגרם / מ"ל הידרוקורטיזון, 5 מיקרוגרם / מ"ל אינסולין, ו 1% אנטיביוטי-אנטימיטוטי.
- צלחת MDA-IBC3-Luc-GFP תאים ב 37 ° C ו 5% CO2 בבקבוק T-75 עד למפגש. שנה מדיה כל 3 ימים לפני שהתאים נפגשים מספיק כדי לעבור.
- קצור תאים על ידי הסרת מדיה, שטיפת כל בקבוק עם 10 מ"ל של 1x Dulbecco (כלומר, ללא סידן ומגנזיום) פוספט חוצץ מלוחים (DPBS), והוספת 2 מ"ל של 0.25% חומצה טריפסין-ethylenediaminetetraacetic (EDTA). יש לדגור במשך 3-5 דקות בטמפרטורה של 37°C עד שהתאים מתנתקים.
- הוסף 5 מ"ל של מדיה שלמה לבקבוק כדי לאסוף את התאים ולהעביר את כל התוכן לצינור צנטריפוגה של 15 מ"ל (מותאם לצינור צנטריפוגה של 50 מ"ל בהתאם למספר התאים הכולל הדרוש). צנטריפוגה ב 290 x גרם במשך 5 דקות לתאי כדור.
הערה: המדיה המלאה היא מדיה F-12 של Ham בתוספת 10% סרום בקר עוברי (FBS), 1 מיקרוגרם / מ"ל הידרוקורטיזון, 5 מיקרוגרם / מ"ל אינסולין, ו 1% אנטיביוטי-אנטימיטוטי. - השליכו את הסופרנטנט. לאחר מכן לשטוף את התאים עם 10 מ"ל של 1x DPBS. צנטריפוגה ב 290 x גרם במשך 5 דקות כדי לגלול את התאים ולהשליך את supernatant בזהירות. להשעות מחדש את התאים עם 1 מ"ל של DPBS טרי 1x ולערבב היטב על ידי pipeting למעלה ולמטה.
- כדי ליצור תרחיפים חד-תאיים, סנן תאים דרך מסננות של תאים סטריליים בגודל 40 מיקרומטר.
- חשב צפיפות תאים באמצעות מונה תאים אוטומטי.
הערה: כדי להפחית שגיאות בספירה, צור דילולי תאים שונים וספור אותם בנפרד, וחשב את הערך הממוצע כדי לקבוע את ריכוז התאים (מספר תאים/מ"ל).- אסוף 2 μL של תרחיף תאים + 8 μL של DPBS 1x כדי לבצע דגימת דילול 1:5.
- אסוף 1 μL של תרחיף תאים + 9 μL של 1x DPBS כדי לבצע דגימת דילול 1:10.
- הוסף 10 μL של 0.4% כתם כחול טריפאן. מערבבים היטב את תערובת הדגימה על ידי פיטינג שלה למעלה ולמטה כמה פעמים.
- פיפט בעדינות 10 μL של הדגימה לתוך אזור טעינת הדגימה בצורת חצי ירח של שקופיות תא הספירה. ודא שאין בועות בפנים; המתן 30 שניות כדי לאפשר לתאים להתיישב בתא לפני הספירה.
- לדלל את התאים עם 1x DPBS לצפיפות של 5 x 105 או 1 x 106 תאים לכל 100 μL. העברת תרחיף התא לתוך צינורות מיקרוצנטריפוגות 1.7 מ"ל להזרקת ורידים זנב. מניחים תאים על קרח עד להזרקה כדי לשמור על כדאיות.
2. הזרקת ורידים זנב
- יש להשתמש בנקבות עכברי SCID/בז' אתימיות בנות 4 עד 6 שבועות.
- הכינו מזרק 30 גרם כדי לצייר 100 μL של השעיית התא. הסירו את כל בועות האוויר.
- הניחו את העכבר במתקן ריסון מכרסם (קוטר של כ-1 אינץ') כדי להקל על הזרקת ורידי הזנב ולמנוע פציעות כתוצאה מתנועה במהלך תהליך ההזרקה.
- השתמש רפידות כותנה אלכוהול (עשוי עם 70% אתנול) כדי לנגב בעדינות את זנב העכבר 3-4 פעמים להחזיק במשך 5-10 שניות כדי להפוך את וריד הזנב גלוי יותר.
- הכנס את המזרק לזנב העכבר בזווית של 15-30°. דחפו באיטיות את מתלה התא לתוך וריד הזנב.
- הסר את המזרק בעדינות והשתמש בכרית הצמר גפן כדי להחזיק את הזנב למשך מספר שניות כדי לעזור לעצור כל דימום.
- החזירו את העכברים לכלובים שלהם ובדקו אותם 2-4 שעות לאחר ההזרקה כדי לוודא שלא מתרחשות תופעות לוואי.
3. הערכת עומס גרורות במוח
- הכן פתרון D-luciferin מדולל.
הערה: ריכוז המלאי הוא 47.6 מילימטר (15.15 מ"ג/מ"ל), והריכוז לשימוש הוא 1.515 מ"ג/מ"ל.- הוסף 5 מ"ל של DPBS 1x לבקבוק D-luciferin.
- מניחים 2.5 מ"ל של התמיסה לתוך כל אחד משני צינורות חרוטי 50 מ"ל.
- הוסף עוד 5 מ"ל של DPBS 1x לבקבוק D-luciferin שוב כדי לשטוף אותו. שים 2.5 מ"ל לתוך כל 50 מ"ל צינור חרוט.
- הכניסו עוד 5 מ"ל של 1x DPBS לבקבוק ושטפו אותו שוב. חזור על תהליך השטיפה פעמיים.
- הוסף DPBS אחד לכל צינור 50 מ"ל לסך של 66 מ"ל (כ -33 מ"ל לכל צינור). צריך להיות בערך 33 מ"ל של הפתרון בכל צינור.
- מערבבים היטב את הצינורות ולאחר מכן משלבים את שניהם ליחידת סינון סטרילית (מסנן PES של 150 מ"ל 0.45 מיקרומטר).
- סנן את התמיסה ולאחר מכן aliquot את הפתרון מסונן לתוך microtubes ענבר סטרילי 1.7 מ"ל.
- איתור גרורות במוח על ידי הדמיית לוציפראז.
- הפשירו D-luciferin על ידי שמירה על קרח, ומערבולות לפני הזרקה לתוך העכברים.
- נקו את אזור ההזרקה עם רפידות כותנה אלכוהוליות והזריקו 100 מיקרוליטר D-לוציפרין לכל עכבר תוך צפקית באמצעות מזרק אינסולין 0.5 מ"ל, מזרק אחד לכל כלוב.
- לאחר 10 דקות, מרדימים את העכברים עם איזופלורן (2% O2-2.5% איזופלורן) למשך 5 דקות באמצעות וופורייזר וטרינרי המחובר לתא השראת בעלי חיים קטנים.
- הפעל את מערכת ההדמיה in vivo. בזמן שהעכברים מהכלוב הראשון נמצאים תחת הרדמה, הזריקו את D-luciferin לעכברים בכלוב הבא.
- הכניסו עכברים למכונת מערכת ההדמיה in vivo וקבלו תמונות גחון וגב. בחר זמן חשיפה של 2 דקות, ובתצוגת השדה בחר באפשרות E (כל הגוף). לחץ על Acquire. לאחר מכן, שמרו את התמונה (איור 2).
הערה: אם התמונה מציגה רוויה של עוצמת האור, קצר את זמן החשיפה.
- איתור גרורות במוח על ידי הדמיית GFP.
- הכנת רקמת המוח.
- כ-8-10 שבועות לאחר הזרקת התאים או כאשר העכברים מתים עקב עומס גרורות במוח, יש להרדים את העכברים על ידי שאיפת מנת יתר של איזופלורן ואחריה פריקת צוואר הרחם, בהתאם לפרוטוקולים שאושרו על ידי IACUC.
- לאחר המתת חסד עם isoflurane ואחריו נקע צוואר הרחם, לרסס את העכברים עם פתרון אתנול 70% ולהסיר את הפרווה מאזור הראש והאוזניים עם מספריים. לאחר מכן, בצע חתך באזור צוואר הרחם של הצוואר (נזהר לא לערוף את ראשו של העכבר). חותכים את הגולגולת ומושכים אותה החוצה. לאחר מכן, בזהירות להסיר את המוח.
- הכניסו את המוחות שנאספו לקלטות רקמה.
- מעבירים את הקלטות למיכל עם DPBS 1x קר.
הערה: אין לשמור דגימות מוח ב-DPBS אחד למשך יותר משעה אחת. אם רוצים לאסוף כמה דגימות מוח בו זמנית, הרדימו רק כמה עכברים בכל פעם (10 בכל סיבוב).
- הדמיה סטריאומיקרוסקופית.
- העבירו את כל המוח למכסה צלחת רקמה בקוטר 100 ס"מ.
- הפעילו את הסטריאומיקרוסקופ ואת אור העל-סגול, במיקום 3 עם עדשה 0.5x, כדי לאפשר הדמיה של המוח כולו כפי שמוצג באיור 3A (ריבוע אדום).
- לחץ על תצוגת Live (איור 3A, ריבוע ירוק).
- מקדו את הנוף בזמן שהמוח נמצא במצב הגחון.
- בחר GFP (אם התאים מסומנים בתווית GFP ) או TXRED (אם התאים מסומנים בתווית RFP) (איור 3A, ריבוע צהוב) בתוכנה, בחר את המסנן המתאים במיקרוסקופ וצלם תמונה.
הערה: שמור על הגדרת מקור האור של SOLA על כ- 30%; אם ה- GFP בהיר מדי, צמצם עד לצפייה באות הנכון. - מבלי להזיז את הדגימה, הדליקו את האור הבהיר ובחרו BF (איור 3A, ריבוע צהוב). צלמו תמונה.
- חזור על השלבים הקודמים עם המוח במצב גבי.
הערה: בהתאם לגודל, אותו נגע גרורות מוחי חיובי GFP יכול להופיע הן במצב הגחון והן במצב גבי. במקרה כזה, הימנעו מכימות כפול של אותו נגע. שמור את התמונות עם סיומת TIFF (השומרת את כל המידע בקובץ התמונה). - שמור את התמונות עם סיומת TIFF (השומרת את כל המידע בקובץ התמונה).
- חזור על שלבים עבור כל הדגימות.
- המר את תמונות TIFF ל- JPEG כך שניתן יהיה לפתוח את הקבצים עם כל מחשב שבו לא מותקנת התוכנה המשויכת (קובץ | ייבוא/ייצוא | להמיר קבצים).
- כדי למזג את התמונה הפלואורסצנטית עם תמונת השדה הבהיר, פתח את שתי התמונות ועבור אל קובץ | מיזוג ערוצים. בחר את הרכיבים המתאימים, ירוק עבור GFP ושדה בהיר עבור BF, ולחץ על אישור. שמור את התמונה הממוזגת.
- כדי לכמת את אזור הגידול במוח, השתמש בתמונה הפלואורסצנטית. בחר מידה | מדידה ידנית | אזור. בחרו בחירה אוטומטית (איור 3B, ריבוע ירוק), הזיזו את החץ לאזור GFP חיובי ולחצו ליצירת בחירה אוטומטית. לחץ שוב כדי לאשר את הבחירה ולאחר מכן כל המדידות יוצגו (איור 3B, ריבוע אדום). אם קיים יותר מאזור GFP חיובי אחד, חזור על ההליך.
- לאחר קבלת תמונות מוחיות, המשיכו לפרוטוקולים שגרתיים של קיבוע רקמות באמצעות פורמלין חוצץ ניטרלי 10%.
- לאחר תיקון המוח, המשך לחתך היסטולוגי סטנדרטי ואחריו צביעת המטוקסילין ואוזין כדי לאשר את נוכחותם של גרורות במוח וצביעה אימונוהיסטוכימית כדי לזהות סמנים נבחרים.
הערה: אימונוציטוכימיה בוצעה במעבדת הליבה הפתולוגית במרכז הסרטן UT MD Anderson שיש לה פרוטוקול סטנדרטי לצביעה אימונוהיסטוכימית של סמנים ידועים.
- לאחר תיקון המוח, המשך לחתך היסטולוגי סטנדרטי ואחריו צביעת המטוקסילין ואוזין כדי לאשר את נוכחותם של גרורות במוח וצביעה אימונוהיסטוכימית כדי לזהות סמנים נבחרים.
- הכנת רקמת המוח.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
עם הרציונל שתאים מסומנים מאפשרים ניטור והדמיה של גרורות במוח במודלים פרה-קליניים של עכברים, תייגנו תאי MDA-IBC3 עם Luc ועם GFP כדי לנטר גרורות במוח ולכמת את העומס הגרורתי באמצעות הדמיה ביולומינסנטית וסטריאומיקרוסקופיה פלואורסצנטית. הזרקת תאי MDA-IBC3 המסומנים לוורידי הזנב של עכברי SCID/בז' מדוכאי חיסון הביאה לאחוזים גבוהים של עכברים לפתח גרורות במוח (כלומר, 66.7% עד 100%)16,23,25. נגעים גרורתיים במוח יכולים להתגלות כבר 8 שבועות לאחר ההזרקה באמצעות דימות לוציפראז (איור 2) או מיקרוסקופ סטריאופלואורסצנטי (איור 4). הדמיית GFP מאפשרת לנו לזהות, לספור ולחשב את השטח של כל נגע גרורתי. לאחר ההדמיה, חלקים מהגרורות במוח מקובעים בפורמלין ומעובדים עבור צביעת המטוקסילין ואאוזין כדי לאמת את נוכחותם של נגעים של גרורות במוח (איור 5A) ועבור צביעה אימונוהיסטוכימית כדי לזהות סמנים חלבוניים ספציפיים (איור 5B,C).
איור 1: תהליך עבודה סכמטי ליצירת גרורות במוח באמצעות הזרקת ורידים בזנב. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 2: תמונות לוציפראז של עכברים במיקומים גביים וגחונים. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 3: צילומי מסך של תוכנות הדמיה המשמשות לסטריאומיקרוסקופיה . (A) שלבים המראים כיצד להשיג תמונות. הריבוע הירוק משמאל מציג את לחצן התצוגה החיה; הריבוע האדום מימין מראה את מיקום המיקרוסקופ לעדשת האף ואת מיקום הזום; והריבוע הצהוב מסמן את בחירת המסנן. (B) צילום מסך של השלבים הכרוכים במדידת עומס הגידול. הריבוע הירוק בפינה השמאלית העליונה מציג את מצב הבחירה האוטומטית לחישוב שטח; הריבוע האדום שמתחתיו מציג את ערכי השטח ומדידות אחרות לאחר בחירת הנגע בגרורות במוח. אנא לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 4: תמונות סטריאוסקופיות של מוחות עכברים עם גרורות מהזרקת ורידים בזנב של קו התאים MDA-IBC3. תמונת השדה הבהיר משמאל ממוזגת עם תמונת GFP (באמצע) ולאחר מכן ממוזגת (מימין). סרגל קנה מידה = 100 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
איור 5: שקופיות המציגות תמונות מוכתמות של גרורות מוחיות שמקורן ב-MDA-IBC3 בעכברים . (A) כתמי המטוקסילין ואוזין מספקים אישור היסטולוגי לגרורות במוח. צביעה חיסונית של גידולים גרורתיים במוח שמקורם ב-MDA-IBC3 הראתה צביעה חיובית עבור HER2 (B) ו-E-cadherin (C). סרגל קנה מידה = 100 מיקרומטר. לחץ כאן כדי להציג גרסה גדולה יותר של איור זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
הפרוטוקול כולל מספר שלבים קריטיים. תאים צריכים להישמר על קרח לא יותר משעה אחת כדי לשמור על כדאיות. יש להשתמש ברפידות כותנה אלכוהוליות כדי לנגב את זנבות העכברים לפני ההזרקה, תוך הקפדה לא לנגב חזק מדי או לעתים קרובות מדי כדי למנוע פגיעה בעור הזנב. ודא שאין בועות אוויר בתרחיף התא, כדי למנוע מעכברים למות מאמבולי כלי דם. שמור על זווית הזרקה של 45° או פחות כדי למנוע פירסינג בכלי הדם בזנבות והכנס לפחות 1/3 מהמחט לווריד הזנב כדי להבטיח הזרקה מוצלחת של כל התאים. ניתן להתאים את הנפח הכולל של התאים המוזרקים בהתאם למשקל העכברים, אך יש לשמור על מספר התאים הכולל דומה ככל האפשר. בפרוטוקול זה, עכברי SCID / Beige היו כולם בני 4 עד 6 שבועות ומשקלם בין 15 ל -20 גרם. עבור עכברים ששוקלים פחות מ -15 גרם, נפח ההזרקה יכול להיות מותאם לפחות מ -100 μL; אחרת, 100 μL מוזרק. לאחר הסרתו מהגולגולת, המוח כולו חייב להישמר ב- DPBS 1x לא יותר משעה לפני הדמיה במיקרוסקופ סטריאוסקופי כדי למנוע הפחתת אות וניוון רקמות. עבור הדמיה immunofluorescence, רקמות המוח לא צריך להיות ממוקם פורמלין, כי זה יוצר autofluorescence אנדוגני המעכב את רכישת תמונות באיכות גבוהה. ציינו כי הדמיית לוציפראז לא תמיד חושפת גרורות במוח, במיוחד נגעים קטנים מאוד; עם זאת, הדמיית GFP על ידי סטריאומיקרוסקופיה יכולה לדמיין את כל הנגעים. יתר על כן, הדמיית GFP יכולה להראות יותר מנגע אחד, בעוד שהדמיית לוציפראז לא.
ניתן לשנות מעט את הנהלים המוצעים בהתאם להעדפות המשתמש. ראשית, ניתן להתאים את מספר התאים המוזרקים ואת משך היווצרות הגרורות למחקרים שונים. שנית, ניתן היה לדמיין את וריד הזנב של העכברים בצורה ברורה יותר על ידי שימוש במים חמים כדי להרחיב את הווריד או באור UV כדי להאיר את הוורידים. לבסוף, גודל המחט במזרק יכול להיות 30 גרם או 28 גרם.
היתרונות והמגבלות של מודלים עכבריים קיימים של גרורות במוח נסקרו במקום אחר3 . למודל גרורות מוחיות שתיארנו כאן יש מגבלות וחוזקות. מגבלה אחת היא שהוא אינו משחזר את כל שלבי התהליך הגרורתי במוח ואינו מאפשר לחקור את השלבים הראשונים של התהליך הגרורתי, כלומר הפצת תאי סרטן שד ראשוניים למחזור הדם. כמו כן, לא ניתן להשתמש במודל זה כדי לחקור את האינטראקציות בין תאי הגידול לבין המיקרו-סביבה החיסונית המארחת במהלך תהליך של גרורות במוח או להעריך יישומים אימונותרפיים. עם זאת, למודל זה יש מספר יתרונות על פני מודלים אחרים של גרורות במוח. ראשית, בניגוד למודלים ספונטניים שבהם רק חלק קטן מהעכברים מפתחים גרורות במוח במרווחי זמן משתנים, המודל שלנו מציע את היתרון של הובלה עקבית לגרורות במוח, בדרך כלל ביותר מ-70% מהעכברים. שנית, הזרקת ורידים בזנב מאפשרת הפצה של תאים בעיקר לריאה עם התפשטות לאחר מכן למוח, ואילו חיסון דרך עורק התרדמה מאפשר לתאים להתפשט ישירות למוח; זריקות תוך לבביות מאפשרות פיזור מערכתי של התאים הסרטניים למוח וכן לאתרים חוץ-גולגולתיים כגון הריאה והעצם. לכן, המודל שלנו משחזר את שלב ההתיישבות הגרורתית במוח טוב יותר מאשר מודלים נפוצים של הזרקה תוך לבבית או תוך קרוטיד מכיוון שהתאים חוצים את מיטות נימי הריאה ושורדים במחזור הדם לפני יצירת נגעים במוח. לבסוף, הזרקת תאי סרטן השד דרך וריד הזנב היא פחות מאתגרת מבחינה טכנית מאשר הזרקה תוך קרוטית או תוך לבבית.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
המחברים מצהירים כי אין ניגודי עניינים.
Acknowledgments
אנו מודים לכריסטין פ. ווגן, MS, ELS, מהמחלקה לאונקולוגיה של קרינה של MD Anderson על העריכה המדעית של כתב היד, ולקרול מ. ג'ונסטון מהמחלקה להיסטולוגיה כירורגית של MD Anderson על העזרה עם צביעת המטוקסילין ואאוזין. אנו מודים לליבת הרפואה והכירורגיה הווטרינרית ב- MD Anderson על תמיכתם במחקרים בבעלי חיים. עבודה זו נתמכה על ידי המענקים הבאים: Susan G. Komen Career Catalyst Research grant (CCR16377813 ל-BGD), מענק Research Scholar של האגודה האמריקאית לסרטן (RSG-19-126-01 ל-BGD), והתוכנית לחקר סרטן השד הנדירה והאגרסיבית של מדינת טקסס. נתמך גם בחלקו על ידי מענק תמיכה של מרכז הסרטן (ליבה) P30 CA016672 מהמכון הלאומי לסרטן, המכונים הלאומיים לבריאות, למרכז הסרטן MD Anderson באוניברסיטת טקסס.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Culture | |||
| 1000 µL pipette tip filtered | Genesee Scientific | 23430 | |
| 10 mL Serological Pipets | Genesee Scientific | 12-112 | |
| Antibiotic-antimycotic | Thermo Fisher Scientific | 15240062 | 1% |
| Centrifuge tubes 15 mL bulk | Genesee Scientific | 28103 | |
| Corning 500 mL Hams F-12 Medium [+] L-glutamine | GIBICO Inc. USA | MT10080CV | |
| Countess II Automated Cell Counter (Invitrogen) | Thermo Fisher Scientific | AMQAX1000 | |
| 1x DPBS | Thermo Fisher Scientific | 21-031-CV | |
| Eppendorf centufuge 5810R | Eppendorf | ||
| Fetal bovine serum (FBS) | GIBICO Inc. USA | 16000044 | 10% |
| Fisherbrand Sterile Cell Strainers (40 μm) | Thermo Fisher Scientific | 22-363-547 | |
| Hydrocortisone | Sigma-Aldrich | H0888 | 1 µg/mL |
| Insulin | Thermo Fisher Scientific | 12585014 | 5 µg/mL |
| Invitrogen Countess Cell Counting Chamber Slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| MDA-IBC3 cell lines | MD Anderson Cancer Center | Generated by Dr. Woodward's lab24 | |
| Luciferase–green fluorescent protein (Luc–GFP) plasmid | System Biosciences | BLIV713PA-1 | |
| microtubes clear sterile 1.7 mL | Genesee Scientific | 24282S | |
| Olympus 10 µL Reach Barrier Tip, Low Binding, Racked, Sterile | Genesee Scientific | 23-401C | |
| TC Treated Flasks (T75), 250mL, Vent | Genesee Scientific | 25-209 | |
| Trypan Blue Stain (0.4%) for use with the Countess Automated Cell Counter | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Thermo Fisher Scientific | 25200114 | |
| Tail vein injection | |||
| C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/Beige | Envigo | SCID/beige mice | |
| BD Insulin Syringe with the BD Ultra-Fine Needle 0.5mL 30Gx1/2" (12.7mm) | BD | 328466 | |
| Plas Labs Broome-Style Rodent Restrainers | Plas Labs 551BSRR | 01-288-32A | Order fromThermo Fisher Scientific |
| Volu SolSupplier Diversity Partner Ethanol 95% SDA (190 Proof) | Thermo Fisher Scientific | 50420872 | 70 % used |
| Imaging | |||
| BD Lo-Dose U-100 Insulin Syringes | BD | 329461 | |
| Disposable PES Filter Units 0.45 µm | Fisherbrand | FB12566501 | filter system to sterilize the D-luciferin |
| D-Luciferin | Biosynth | L8220-1g | stock concentration = 47.6 mM (15.15 mg/mL); use concentration = 1.515 mg/mL |
| 1.7 mL microtube amber | Genesee Scientific | 24-282AM | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | NDC-14043-704-06 | Liquid anesthetic for use in anesthetic vaporizer |
| IVIS 200 | PerkinElmer | machine for luciferase imaging, up to 5 mice imaging at the same time, with anesthesia machine | |
| Plastic Containers with Lids | Fisherbrand | 02-544-127 | |
| Tissue Cassettes | Thermo Scientific | 1000957 | |
| Webcol Alcohol Prep | Covidien | 6818 | |
| Stereomicroscope Imaging | |||
| Stereomicroscope AZ100 | Nikon | model AZ-STGE | software NIS-ELEMENT |
| Formalin 10% | Fisher Chemical | SF100-4 | |
| TC treated dishes 100x20 mm | Genesee Scientific | 25202 |
References
- Achrol, A. S., et al.
- Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y.
- Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
- Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
- Valiente, M., et al.
- Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
- Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
- Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
- Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
- Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
- Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
- Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
- Gril, B., et al. Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis. Clinical Cancer Research. 17 (1), 142-153 (2011).
- Palmieri, D., et al. Profound prevention of experimental brain metastases of breast cancer by temozolomide in an MGMT-dependent manner. Clinical Cancer Research. 20 (10), 2727-2739 (2014).
- Priego, N., et al. STAT3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Nature Medicine. 24 (7), 1024-1035 (2018).
- Debeb, B. G., et al. miR-141-mediated regulation of brain metastasis from breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 108 (8), (2016).
- Chang, S., Parker, S. L., Pham, T., Buzdar, A. U., Hursting, S. D. Inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program of the National Cancer Institute, 1975-1992. Cancer. 82 (12), 2366-2372 (1998).
- Hance, K. W., Anderson, W. F., Devesa, S. S., Young, H. A., Levine, P. H. Trends in inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program at the National Cancer Institute. Journal of National Cancer Institute. 97 (13), 966-975 (2005).
- Dirix, L. Y., Van Dam, P., Prove, A., Vermeulen, P. B. Inflammatory breast cancer: Current understanding. Current Opinion in Oncology. 18 (6), 563-571 (2006).
- Wang, Z., et al. Pattern of distant metastases in inflammatory breast cancer - A large-cohort retrospective study. Journal of Cancer. 11 (2), 292-300 (2020).
- Uemura, M. I., et al. Development of CNS metastases and survival in patients with inflammatory breast cancer. Cancer. 124 (11), 2299-2305 (2018).
- Smith, D. L., Debeb, B. G., Thames, H. D., Woodward, W. A. Computational modeling of micrometastatic breast cancer radiation dose response. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 96 (1), 179-187 (2016).
- Fukumura, K., et al. Multi-omic molecular profiling reveals potentially targetable abnormalities shared across multiple histologies of brain metastasis. Acta Neuropathol. , (2021).
- Klopp, A. H., et al. Mesenchymal stem cells promote mammosphere formation and decrease E-cadherin in normal and malignant breast cells. PLoS One. 5 (8), 12180 (2010).
- Villodre, E. S., et al. Abstract P3-01-10: Ndrg1-egfr axis in inflammatory breast cancer tumorigenesis and brain metastasis. Cancer Research. 80 (4), 10 (2020).
