Summary
Vi beskriver en xenograftmusmodell av hjärnmetastaser i bröstcancer genererad via svansveninjektion av en endogent HER2-förstärkt inflammatorisk bröstcancercellinje.
Abstract
Metastatisk spridning till hjärnan är en vanlig och förödande manifestation av många typer av cancer. Bara i USA diagnostiseras cirka 200 000 patienter med hjärnmetastaser varje år. Betydande framsteg har gjorts när det gäller att förbättra överlevnadsresultaten för patienter med primär bröstcancer och systemiska maligniteter. Den dystra prognosen för patienter med kliniska hjärnmetastaser belyser dock det brådskande behovet av att utveckla nya terapeutiska medel och strategier mot denna dödliga sjukdom. Bristen på lämpliga experimentella modeller har varit ett av de största hindren för utvecklingen av vår förståelse av hjärnmetastasbiologi och behandling. Här beskriver vi en xenograftmusmodell av hjärnmetastaser genererad via svansveninjektion av en endogent HER2-förstärkt cellinje härrörande från inflammatorisk bröstcancer (IBC), en sällsynt och aggressiv form av bröstcancer. Celler märktes med firefly luciferas och grönt fluorescensprotein för att övervaka hjärnmetastaser och kvantifierad metastatisk börda genom bioluminescensavbildning, fluorescerande stereomikroskopi och histologisk utvärdering. Möss utvecklar robust och konsekvent hjärnmetastaser, vilket möjliggör undersökning av viktiga mediatorer i den metastatiska processen och utveckling av preklinisk testning av nya behandlingsstrategier.
Introduction
Hjärnmetastaser är en vanlig och dödlig komplikation av systemiska maligniteter. De flesta hjärnmetastaser härrör från primära tumörer i lungan, bröstet eller huden, som tillsammans står för 67-80% av fallen 1,2. Uppskattningar av förekomsten av hjärnmetastaser varierar mellan 100 000 och 240 000 fall, och dessa siffror kan vara underskattningar eftersom obduktion är sällsynt för patienter som dog av metastaserande cancer3. Patienter med hjärnmetastaser har sämre prognos och lägre total överlevnad jämfört med patienter utan hjärnmetastaser4. Nuvarande behandlingsalternativ för hjärnmetastaser är till stor del palliativa och misslyckas med att förbättra överlevnadsresultaten för de flesta patienter5. Således är hjärnmetastaser fortfarande en utmaning, och behovet är fortfarande pressande för att bättre förstå mekanismerna för hjärnmetastasprogression för att utveckla effektivare terapier.
Användningen av experimentella modeller har gett viktiga insikter i specifika mekanismer för bröstcancer metastatisk progression till hjärnan och möjliggjort utvärdering av effekten av olika terapeutiska metoder 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 . Men väldigt få modeller kan exakt och fullständigt rekapitulera komplikationerna med hjärnmetastasutveckling. Flera experimentella in vivo-modeller har genererats via inokulering av cancerceller i möss genom olika administreringsvägar, inklusive ortotopiska, svansven-, intrakardiaka, intrakarotidarteriella och intracerebrala injektioner. Varje teknik har fördelar och nackdelar, som granskas någon annanstans3. Ingen av dessa musmodeller kan dock helt replikera den kliniska utvecklingen av hjärnmetastaser.
Hjärnmetastaser är särskilt vanliga hos patienter med inflammatorisk bröstcancer (IBC), en sällsynt men aggressiv variant av primär bröstcancer. IBC står för 1% till 4% av bröstcancerfallen, men det är ansvarigt för en oproportionerlig 10% av bröstcancerrelaterade dödsfall i USA17,18. IBC är känt för att snabbt metastasera; Faktum är att en tredjedel av IBC-patienterna har avlägsna metastaser vid diagnosen19,20. Specifikt för hjärnmetastaser har patienter med IBC en högre incidens av hjärnmetastaser än patienter med icke-IBC21. Nyligen visade vi att MDA-IBC3-cellinjen, härledd från den maligna pleurautgjutningsvätskan hos en patient med ER-/PR-/HER2+ IBC som rekapitulerar IBC-egenskaper hos musxenotransplantat, har en ökad benägenhet att utveckla hjärnmetastaser snarare än lungmetastaser hos möss när de injiceras av svansvenen, vilket gör denna cellinje till en bra modell för att studera utvecklingen av hjärnmetastaser16.
Här beskrivs procedurerna för att generera hjärnmetastaser via svansveninjektion av MDA-IBC3-celler och för att utvärdera den metastatiska bördan via stereofluorescerande mikroskopi och luciferasavbildning. Denna metod har använts för att upptäcka viktiga förmedlare av bröstcancermetastaser till hjärnan och för att testa effekten av terapeutiska ingrepp 16,22,23. Nackdelen med denna teknik är att den inte rekapitulerar alla steg i hjärnans metastatiska process. Ändå inkluderar dess stora fördelar robusthet och reproducerbarhet, involvering av den relevanta metastasbiologin för intravasation, korsning av lungorna och extravasering i hjärnan och dess relativa enkelhet när det gäller teknik.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Metoden som beskrivs här har godkänts av Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) vid MD Anderson Cancer Center och överensstämmer med National Institutes of Health Guidelines for the Care and Use of Laboratory Animals. Det schematiska arbetsflödet, med alla steg inkluderade, presenteras som figur 1.
1. Förberedelse av celler
MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+) cellinje, genererad i Dr. Woodwards laboratorium24, transducerades stabilt med en luciferasgrön fluorescerande protein (Luc-GFP) plasmid.
- Odlingstransducerade celler i Hams F-12-media kompletterat med 10% fetalt bovint serum (FBS), 1 μg / ml hydrokortison, 5 μg / ml insulin och 1% antibiotika-antimitotisk.
- Platta MDA-IBC3-Luc-GFP-celler vid 37 °C och 5 %CO2 i en T-75-kolv tills de flyter. Byt media var 3: e dag innan cellerna är tillräckligt sammanflytande för att passera.
- Skörda celler genom att avlägsna media, tvätta varje kolv med 10 ml 1x Dulbeccos (dvs. kalcium- och magnesiumfri) fosfatbuffrad saltlösning (DPBS) och tillsätt 2 ml 0,25% trypsin-etylendiamintetraättiksyra (EDTA). Inkubera i 3-5 minuter vid 37 °C tills cellerna lossnar.
- Tillsätt 5 ml komplett media till kolven för att samla cellerna och överför hela innehållet till ett 15 ml centrifugrör (optimerat till 50 ml centrifugrör beroende på det totala antalet celler som behövs). Centrifugera vid 290 x g i 5 min till pelletsceller.
OBS: Komplett media är Hams F-12-media kompletterat med 10% fetalt bovint serum (FBS), 1 μg / ml hydrokortison, 5 μg / ml insulin och 1% antibiotika-antimitotisk. - Kassera supernatanten. Tvätta sedan cellerna med 10 ml 1x DPBS. Centrifugera vid 290 x g i 5 minuter för att pellet cellerna och kassera supernatanten försiktigt. Resuspendera cellerna med 1 ml färsk 1x DPBS och blanda väl genom pipettering upp och ner.
- För att göra encellssuspensioner, filtrera celler genom 40 μm sterila cellsilar.
- Beräkna celldensitet med hjälp av en automatiserad cellräknare.
OBS: För att minska fel i räkningen, skapa olika cellutspädningar och räkna dem separat och beräkna medelvärdet för att bestämma koncentrationen av celler (antal celler / ml).- Samla upp 2 μL cellsuspension + 8 μL 1x DPBS för att göra ett 1:5 spädningsprov.
- Samla upp 1 μL cellsuspension + 9 μL 1x DPBS för att göra ett 1:10 spädningsprov.
- Tillsätt 10 μL 0,4% trypan blå fläck. Blanda provblandningen väl genom att pipettera den upp och ner några gånger.
- Pipettera försiktigt in 10 μl av provet i det halvmåneformade provladdningsområdet på räknekammarens objektglas. Se till att det inte finns några bubblor inuti; Vänta i 30 s så att cellerna kan sätta sig i kammaren innan du räknar.
- Späd cellerna med 1x DPBS till en densitet av 5 x 10,5 eller 1 x 106 celler per 100 μl. Överför cellsuspensionen till 1,7 ml mikrocentrifugrör för injektion i svansvenen. Placera cellerna på is tills injektionen för att bibehålla livskraften.
2. Injektion av svansven
- Använd 4- till 6 veckor gamla kvinnliga athymiska SCID / beige möss.
- Bered en 30 G spruta för att dra upp 100 μl cellsuspension. Ta bort alla luftbubblor.
- Placera musen i en gnagarfasthållning (diameter ca 1 tum) för att underlätta injektion av svansvenen och förhindra skador från rörelse under injektionsprocessen.
- Använd alkohol bomullsdynor (gjorda med 70% etanol) för att försiktigt torka musens svans 3-4 gånger och håll i 5-10 s för att göra svansvenen tydligare synlig.
- Sätt in sprutan i musens svans i en vinkel på 15-30°. Tryck långsamt cellsuspensionen i svansvenen.
- Ta bort sprutan försiktigt och använd bomullsdynan för att hålla svansen i några sekunder för att stoppa blödningen.
- Sätt tillbaka mössen i burarna och kontrollera dem 2-4 timmar efter injektionen för att säkerställa att inga negativa effekter uppstår.
3. Utvärdering av hjärnmetastasbörda
- Förbered utspädd D-luciferinlösning.
OBS: Lagerkoncentrationen är 47,6 mM (15,15 mg / ml) och koncentrationen för användning är 1,515 mg / ml.- Tillsätt 5 ml 1x DPBS till D-luciferinflaskan.
- Placera 2,5 ml av lösningen i vart och ett av två 50 ml koniska rör.
- Tillsätt ytterligare 5 ml 1x DPBS till D-luciferinflaskan igen för att skölja den. Sätt 2,5 ml i varje 50 ml koniskt rör.
- Placera ytterligare 5 ml 1x DPBS i flaskan och skölj den igen. Upprepa sköljprocessen två gånger.
- Lägg till 1x DPBS till varje 50 ml rör till totalt 66 ml (cirka 33 ml per rör). Det bör finnas cirka 33 ml av lösningen i varje rör.
- Blanda rören väl och kombinera sedan båda till en sterilfiltreringsenhet (150 ml PES-filter 0,45 μm).
- Filtrera lösningen och understryk sedan den filtrerade lösningen i sterila bärnstensfärgade 1,7 ml mikrorör.
- Detektering av hjärnmetastaser genom luciferasavbildning.
- Tina D-luciferin genom att hålla på is och virvel före injektion i mössen.
- Rengör injektionsområdet med bomullsrondeller med alkohol och injicera 100 μl D-luciferin per mus intraperitonealt med en 0,5 ml insulinspruta, en spruta för varje bur.
- Efter 10 min, bedöva mössen med isofluran (2% O 2-2,5% isofluran) i 5 min med hjälp av veterinärförångaren ansluten till induktionskammaren för små djur.
- Slå på in vivo-bildsystemet. Medan mössen från den första buren är under anestesi, injicera D-luciferin i mössen i nästa bur.
- Sätt möss i in vivo-bildsystemmaskinen och få ventrala och dorsala bilder. Välj en exponeringstid på 2 minuter och välj alternativ E (hela kroppen) i fältvyn. Tryck på Förvärva. Spara sedan bilden (figur 2).
Om bilden visar en mättnad av luminiscens, minska exponeringstiden.
- Detektering av hjärnmetastaser genom GFP-avbildning.
- Förberedelse av hjärnvävnad.
- Cirka 8-10 veckor efter injektion av celler eller när mössen är döende på grund av hjärnmetastasbörda, avliva mössen genom inandning av en isofluranöverdos följt av cervikal dislokation, i enlighet med protokoll godkända av IACUC.
- Efter avlivning med isofluran följt av cervikal dislokation, spraya mössen med en 70% etanollösning och ta bort pälsen från huvudområdet och öronen med sax. Gör sedan ett snitt i livmoderhalsområdet i nacken (var försiktig så att du inte halshugger musen). Skär skallen och dra ut den. Ta sedan försiktigt bort hjärnan.
- Placera de insamlade hjärnorna i vävnadskassetter.
- Överför kassetterna till en behållare med kall 1x DPBS.
OBS: Hjärnprover bör inte förvaras i 1x DPBS i mer än 1 h. Om flera hjärnprover ska samlas in samtidigt, avliva endast några möss åt gången (10 per omgång).
- Stereomikroskopisk avbildning.
- Överför hela hjärnan till ett 100 cm vävnadsskållock.
- Slå på stereomikroskopet och UV-ljuset, vid position 3 med linsen 0,5x, för att möjliggöra visualisering av hela hjärnan som visas i figur 3A (röd fyrkant).
- Tryck på Livevisning (bild 3A, grön fyrkant).
- Fokusera vyn medan hjärnan är i ventral position.
- Välj GFP (om cellerna är GFP-märkta) eller TXRED (om cellerna är RFP-märkta) (bild 3A, gul fyrkant) i programvaran, välj rätt filter på mikroskopet och ta en bild.
OBS: Håll SOLA-ljuskällans inställning på cirka 30%; om GFP är för ljus, minska tills rätt signal observeras. - Utan att flytta provet, slå på det starka ljuset och välj BF (figur 3A, gul fyrkant). Ta en bild.
- Upprepa de föregående stegen med hjärnan i dorsal position.
OBS: Beroende på storleken kan samma GFP-positiva hjärnmetastasering uppträda i både ventrala och dorsala positioner. Undvik i så fall dubbel kvantifiering av samma skada. Spara bilderna med ett TIFF-tillägg (som behåller all information i bildfilen). - Spara bilderna med ett TIFF-tillägg (som behåller all information i bildfilen).
- Upprepa stegen för alla exempel.
- Konvertera TIFF-bilderna till JPEG så att filerna kan öppnas med vilken dator som helst som inte har tillhörande programvara installerad (Arkiv | Import/Export | konvertera filer).
- Om du vill slå samman den fluorescerande bilden med ljusfältsbilden öppnar du båda bilderna och går till Arkiv | Slå samman kanaler. Välj rätt komponenter, grönt för GFP och brightfield för BF, och tryck på Ok. Spara den sammanfogade bilden.
- För att kvantifiera hjärntumörområdet, använd den fluorescerande bilden. Välj mått | Manuell mätning | Område. Välj automatiskt val (bild 3B, grön fyrkant) och flytta pilen till det GFP-positiva området och klicka för att automatiskt skapa ett val. Klicka igen för att bekräfta valet och sedan visas alla mått (Figur 3B, röd fyrkant). Om mer än ett GFP-positivt område är närvarande, upprepa proceduren.
- Efter hjärnbilder erhålls, fortsätt till rutinmässiga vävnadsfixeringsprotokoll med 10% neutralt buffrat formalin.
- När hjärnorna är fixerade, fortsätt till standard histologisk sektionering följt av hematoxylin och eosinfärgning för att bekräfta närvaron av hjärnmetastaser och immunohistokemisk färgning för att detektera utvalda markörer.
OBS: Immunocytokemi utfördes vid Pathology Core Laboratory vid UT MD Anderson Cancer Center som har standardiserat protokoll för immunohistokemisk färgning av kända markörer.
- När hjärnorna är fixerade, fortsätt till standard histologisk sektionering följt av hematoxylin och eosinfärgning för att bekräfta närvaron av hjärnmetastaser och immunohistokemisk färgning för att detektera utvalda markörer.
- Förberedelse av hjärnvävnad.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Med motiveringen att märkta celler underlättar övervakning och visualisering av hjärnmetastaser i prekliniska musmodeller, märkte vi MDA-IBC3-celler med Luc och med GFP för att övervaka hjärnmetastaser och kvantifiera den metastatiska bördan med hjälp av bioluminescensavbildning och fluorescerande stereomikroskopi. Injektion av de märkta MDA-IBC3-cellerna i svansvenerna hos immunsupprimerade SCID/beige-möss resulterade i hög andel möss som utvecklade hjärnmetastaser (dvs. 66,7% till 100%)16,23,25. Hjärnmetastaserande lesioner kunde detekteras så tidigt som 8 veckor efter injektion genom luciferasavbildning (figur 2) eller stereofluorescerande mikroskopi (figur 4). GFP-avbildning gör det möjligt för oss att upptäcka, räkna och beräkna arean för varje metastatisk skada. Efter avbildning formalinfixeras delar av hjärnmetastaserna och bearbetas för hematoxylin- och eosinfärgning för att validera förekomsten av hjärnmetastaseringslesioner (figur 5A) och för immunhistokemisk färgning för att detektera specifika proteinmarkörer (figur 5B, C).
Figur 1: Schematiskt arbetsflöde för generering av hjärnmetastaser via svansveninjektion. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Luciferasbilder av möss i dorsala och ventrala positioner. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Bild 3: Skärmbilder av bildåtergivningsprogram som används för stereomikroskopi . (A) Steg som visar hur man hämtar bilder. Den gröna fyrkanten till vänster visar livevisningsknappen; den röda fyrkanten till höger visar mikroskopets position för nässtyckeslinsen och zoompositionen; och den gula fyrkanten markerar filtervalet. (B) Skärmdump av de steg som ingår i mätningen av tumörbördan. Den gröna fyrkanten uppe till vänster visar det automatiska valläget för områdesberäkning; Den röda fyrkanten under den visar områdesvärdena och andra mätningar efter att hjärnmetastaseringslesionen valdes. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 4: Stereoskopiska bilder av mushjärnor med metastaser från svansveninjektion av MDA-IBC3-cellinjen. Ljusfältsbilden till vänster slås samman med GFP-bilden (mitten) och slås sedan samman (höger). Skalstapel = 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 5: Bilder som visar färgade bilder av MDA-IBC3-härledda hjärnmetastaser hos möss . (A) Hematoxylin- och eosinfläckar ger histologisk bekräftelse på hjärnmetastaser. Immunfärgning av MDA-IBC3-härledda hjärnmetastaserande tumörer visar positiv färgning för HER2 (B) och E-cadherin (C). Skalstapel = 100 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Protokollet innehåller flera kritiska steg. Cellerna ska hållas på is i högst 1 timme för att bibehålla livskraften. Alkohol bomullsdynor bör användas för att torka svansen på mössen före injektion, med försiktighet att inte torka för hårt eller för ofta för att undvika att skada svanshuden. Se till att inga luftbubblor finns i cellsuspensionen för att förhindra att möss dör av blodkärlemboli. Håll injektionsvinkeln på 45° eller mindre för att undvika att genomborra blodkärlet i svansen och för in minst 1/3 av nålen i svansvenen för att säkerställa en lyckad injektion av alla celler. Den totala volymen injicerade celler kan justeras efter mössens vikt, men det totala antalet celler bör hållas så lika som möjligt. I detta protokoll var SCID / Beige-mössen alla 4 till 6 veckor gamla och vägde mellan 15 och 20 g. För möss som väger mindre än 15 g kan injektionsvolymen justeras till mindre än 100 μl. I annat fall injiceras 100 μl. Efter avlägsnande från skallen måste hela hjärnan hållas i 1x DPBS i högst 1 timme före avbildning med stereoskopisk mikroskopi för att förhindra signalreduktion och vävnadsdegenerering. För immunofluorescensavbildning bör hjärnvävnader inte placeras i formalin, eftersom det genererar endogen autofluorescens som hindrar förvärv av högkvalitativa bilder. Vi har noterat att luciferasavbildning inte alltid avslöjar hjärnmetastaser, särskilt mycket små skador; GFP-avbildning med stereomikroskopi kan dock visualisera alla skador. Dessutom kan GFP-avbildning visa mer än 1 lesion, medan luciferasavbildning inte gör det.
De föreslagna förfarandena kan ändras något beroende på användarens preferenser. För det första kunde antalet injicerade celler och varaktigheten av metastasbildning justeras för olika studier. För det andra kan mössens svansven visualiseras tydligare genom att använda varmt vatten för att utvidga venen eller UV-ljus för att belysa venerna. Slutligen kan nålens storlek i sprutan vara antingen 30 G eller 28 G.
Fördelarna och begränsningarna med befintliga musmodeller av hjärnmetastaser har granskats någon annanstans3 . Hjärnmetastasmodellen som vi beskrev här har sina begränsningar och styrkor. En begränsning är att den inte rekapitulerar alla steg i hjärnans metastatiska process och inte tillåter förhör av de inledande stadierna av den metastatiska processen, dvs spridning av primära bröstcancerceller i cirkulationen. Denna modell kan inte heller användas för att studera interaktionerna mellan tumörceller och värdens immunmikromiljö under processen med hjärnmetastaser eller för att utvärdera immunterapeutiska tillämpningar. Denna modell har dock flera fördelar jämfört med andra hjärnmetastasmodeller. För det första, till skillnad från spontana modeller där endast en liten del av mössen utvecklar hjärnmetastaser med varierande intervall, erbjuder vår modell fördelen att konsekvent leda till metastaser till hjärnan, vanligtvis hos mer än 70% av mössen. För det andra möjliggör svansveninjektion spridning av celler främst till lungan med efterföljande spridning till hjärnan, medan inokulering via intrakarotidartären tillåter celler att sprida sig direkt till hjärnan; Intrakardiella injektioner möjliggör systemisk distribution av cancercellerna till hjärnan såväl som till extrakraniella platser som lungan och benet. Således rekapitulerar vår modell hjärnans metastatiska koloniseringssteg bättre än de vanliga intrakardiella eller intracarotidinjektionsmodellerna eftersom cellerna passerar lungkapillärbäddarna och överlever i cirkulationen innan de genererar hjärnskador. Slutligen är injektion av bröstcancerceller via svansvenen tekniskt mindre utmanande än intrakarotis- eller intrakardiell injektion.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna deklarerar inga intressekonflikter.
Acknowledgments
Vi tackar Christine F. Wogan, MS, ELS, från MD Andersons avdelning för strålningsonkologi för vetenskaplig redigering av manuskriptet, och Carol M. Johnston från MD Andersons avdelning för kirurgisk histologi Core för hjälp med hematoxylin och eosinfärgning. Vi är tacksamma för veterinärmedicin och kirurgi Core vid MD Anderson för deras stöd till djurstudierna. Detta arbete stöddes av följande bidrag: Susan G. Komen Career Catalyst Research grant (CCR16377813 till BGD), American Cancer Society Research Scholar grant (RSG-19–126–01 till BGD) och State of Texas Rare and Aggressive Breast Cancer Research Program. Stöds också delvis av Cancer Center Support (Core) Grant P30 CA016672 från National Cancer Institute, National Institutes of Health, till University of Texas MD Anderson Cancer Center.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Culture | |||
| 1000 µL pipette tip filtered | Genesee Scientific | 23430 | |
| 10 mL Serological Pipets | Genesee Scientific | 12-112 | |
| Antibiotic-antimycotic | Thermo Fisher Scientific | 15240062 | 1% |
| Centrifuge tubes 15 mL bulk | Genesee Scientific | 28103 | |
| Corning 500 mL Hams F-12 Medium [+] L-glutamine | GIBICO Inc. USA | MT10080CV | |
| Countess II Automated Cell Counter (Invitrogen) | Thermo Fisher Scientific | AMQAX1000 | |
| 1x DPBS | Thermo Fisher Scientific | 21-031-CV | |
| Eppendorf centufuge 5810R | Eppendorf | ||
| Fetal bovine serum (FBS) | GIBICO Inc. USA | 16000044 | 10% |
| Fisherbrand Sterile Cell Strainers (40 μm) | Thermo Fisher Scientific | 22-363-547 | |
| Hydrocortisone | Sigma-Aldrich | H0888 | 1 µg/mL |
| Insulin | Thermo Fisher Scientific | 12585014 | 5 µg/mL |
| Invitrogen Countess Cell Counting Chamber Slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| MDA-IBC3 cell lines | MD Anderson Cancer Center | Generated by Dr. Woodward's lab24 | |
| Luciferase–green fluorescent protein (Luc–GFP) plasmid | System Biosciences | BLIV713PA-1 | |
| microtubes clear sterile 1.7 mL | Genesee Scientific | 24282S | |
| Olympus 10 µL Reach Barrier Tip, Low Binding, Racked, Sterile | Genesee Scientific | 23-401C | |
| TC Treated Flasks (T75), 250mL, Vent | Genesee Scientific | 25-209 | |
| Trypan Blue Stain (0.4%) for use with the Countess Automated Cell Counter | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Thermo Fisher Scientific | 25200114 | |
| Tail vein injection | |||
| C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/Beige | Envigo | SCID/beige mice | |
| BD Insulin Syringe with the BD Ultra-Fine Needle 0.5mL 30Gx1/2" (12.7mm) | BD | 328466 | |
| Plas Labs Broome-Style Rodent Restrainers | Plas Labs 551BSRR | 01-288-32A | Order fromThermo Fisher Scientific |
| Volu SolSupplier Diversity Partner Ethanol 95% SDA (190 Proof) | Thermo Fisher Scientific | 50420872 | 70 % used |
| Imaging | |||
| BD Lo-Dose U-100 Insulin Syringes | BD | 329461 | |
| Disposable PES Filter Units 0.45 µm | Fisherbrand | FB12566501 | filter system to sterilize the D-luciferin |
| D-Luciferin | Biosynth | L8220-1g | stock concentration = 47.6 mM (15.15 mg/mL); use concentration = 1.515 mg/mL |
| 1.7 mL microtube amber | Genesee Scientific | 24-282AM | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | NDC-14043-704-06 | Liquid anesthetic for use in anesthetic vaporizer |
| IVIS 200 | PerkinElmer | machine for luciferase imaging, up to 5 mice imaging at the same time, with anesthesia machine | |
| Plastic Containers with Lids | Fisherbrand | 02-544-127 | |
| Tissue Cassettes | Thermo Scientific | 1000957 | |
| Webcol Alcohol Prep | Covidien | 6818 | |
| Stereomicroscope Imaging | |||
| Stereomicroscope AZ100 | Nikon | model AZ-STGE | software NIS-ELEMENT |
| Formalin 10% | Fisher Chemical | SF100-4 | |
| TC treated dishes 100x20 mm | Genesee Scientific | 25202 |
References
- Achrol, A. S., et al.
- Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y.
- Lowery, F. J., Yu, D. Brain metastasis: Unique challenges and open opportunities. Biochimica et Biophysica Acta Review Cancer. 1867 (1), 49-57 (2017).
- Brufsky, A. M., et al. Central nervous system metastases in patients with HER2-positive metastatic breast cancer: incidence, treatment, and survival in patients from registHER. Clinical Cancer Research. 17 (14), 4834-4843 (2011).
- Valiente, M., et al.
- Bos, P. D., et al. Genes that mediate breast cancer metastasis to the brain. Nature. 459 (7249), 1005-1009 (2009).
- Woditschka, S., et al. DNA double-strand break repair genes and oxidative damage in brain metastasis of breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 106 (7), (2014).
- Palmieri, D., et al. Vorinostat inhibits brain metastatic colonization in a model of triple-negative breast cancer and induces DNA double-strand breaks. Clinical Cancer Research. 15 (19), 6148-6157 (2009).
- Kim, S. J., et al. Astrocytes upregulate survival genes in tumor cells and induce protection from chemotherapy. Neoplasia. 13 (3), 286-298 (2011).
- Zhang, S., et al. SRC family kinases as novel therapeutic targets to treat breast cancer brain metastases. Cancer Research. 73 (18), 5764-5774 (2013).
- Valiente, M., et al. Serpins promote cancer cell survival and vascular co-option in brain metastasis. Cell. 156 (5), 1002-1016 (2014).
- Gril, B., et al. Effect of lapatinib on the outgrowth of metastatic breast cancer cells to the brain. Journal of the National Cancer Institute. 100 (15), 1092-1103 (2008).
- Gril, B., et al. Pazopanib reveals a role for tumor cell B-Raf in the prevention of HER2+ breast cancer brain metastasis. Clinical Cancer Research. 17 (1), 142-153 (2011).
- Palmieri, D., et al. Profound prevention of experimental brain metastases of breast cancer by temozolomide in an MGMT-dependent manner. Clinical Cancer Research. 20 (10), 2727-2739 (2014).
- Priego, N., et al. STAT3 labels a subpopulation of reactive astrocytes required for brain metastasis. Nature Medicine. 24 (7), 1024-1035 (2018).
- Debeb, B. G., et al. miR-141-mediated regulation of brain metastasis from breast cancer. Journal of the National Cancer Institute. 108 (8), (2016).
- Chang, S., Parker, S. L., Pham, T., Buzdar, A. U., Hursting, S. D. Inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program of the National Cancer Institute, 1975-1992. Cancer. 82 (12), 2366-2372 (1998).
- Hance, K. W., Anderson, W. F., Devesa, S. S., Young, H. A., Levine, P. H. Trends in inflammatory breast carcinoma incidence and survival: the surveillance, epidemiology, and end results program at the National Cancer Institute. Journal of National Cancer Institute. 97 (13), 966-975 (2005).
- Dirix, L. Y., Van Dam, P., Prove, A., Vermeulen, P. B. Inflammatory breast cancer: Current understanding. Current Opinion in Oncology. 18 (6), 563-571 (2006).
- Wang, Z., et al. Pattern of distant metastases in inflammatory breast cancer - A large-cohort retrospective study. Journal of Cancer. 11 (2), 292-300 (2020).
- Uemura, M. I., et al. Development of CNS metastases and survival in patients with inflammatory breast cancer. Cancer. 124 (11), 2299-2305 (2018).
- Smith, D. L., Debeb, B. G., Thames, H. D., Woodward, W. A. Computational modeling of micrometastatic breast cancer radiation dose response. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 96 (1), 179-187 (2016).
- Fukumura, K., et al. Multi-omic molecular profiling reveals potentially targetable abnormalities shared across multiple histologies of brain metastasis. Acta Neuropathol. , (2021).
- Klopp, A. H., et al. Mesenchymal stem cells promote mammosphere formation and decrease E-cadherin in normal and malignant breast cells. PLoS One. 5 (8), 12180 (2010).
- Villodre, E. S., et al. Abstract P3-01-10: Ndrg1-egfr axis in inflammatory breast cancer tumorigenesis and brain metastasis. Cancer Research. 80 (4), 10 (2020).
