Summary
Descriviamo un modello murino di xenotrapianto di metastasi cerebrali di cancro al seno generate tramite iniezione di vena della coda di una linea cellulare di carcinoma mammario infiammatorio amplificata endogenamente da HER2.
Abstract
La diffusione metastatica al cervello è una manifestazione comune e devastante di molti tipi di cancro. Solo negli Stati Uniti, circa 200.000 pazienti vengono diagnosticati con metastasi cerebrali ogni anno. Sono stati compiuti progressi significativi nel miglioramento dei risultati di sopravvivenza per le pazienti con carcinoma mammario primario e tumori maligni sistemici; Tuttavia, la prognosi infausta per i pazienti con metastasi cerebrali cliniche evidenzia l'urgente necessità di sviluppare nuovi agenti terapeutici e strategie contro questa malattia mortale. La mancanza di modelli sperimentali adeguati è stato uno dei principali ostacoli che hanno impedito il progresso della nostra comprensione della biologia e del trattamento delle metastasi cerebrali. Qui, descriviamo un modello murino di xenotrapianto di metastasi cerebrali generate tramite iniezione venosa della coda di una linea cellulare amplificata endogenamente da HER2 derivata dal carcinoma mammario infiammatorio (IBC), una forma rara e aggressiva di cancro al seno. Le cellule sono state marcate con luciferasi della lucciola e proteina di fluorescenza verde per monitorare le metastasi cerebrali e quantificato il carico metastatico mediante imaging a bioluminescenza, stereomicroscopia fluorescente e valutazione istologica. I topi sviluppano in modo robusto e coerente metastasi cerebrali, consentendo lo studio di mediatori chiave nel processo metastatico e lo sviluppo di test preclinici di nuove strategie di trattamento.
Introduction
Le metastasi cerebrali sono una complicanza comune e mortale dei tumori maligni sistemici. La maggior parte delle metastasi cerebrali provengono da tumori primari del polmone, della mammella o della pelle, che rappresentano collettivamente il 67-80% dei casi 1,2. Le stime dell'incidenza delle metastasi cerebrali variano tra 100.000 e 240.000 casi e questi numeri possono essere sottostimati perché l'autopsia è rara per i pazienti morti di cancro metastatico3. I pazienti con metastasi cerebrali hanno una prognosi peggiore e una sopravvivenza globale inferiore rispetto ai pazienti senza metastasi cerebrali4. Le attuali opzioni di trattamento per le metastasi cerebrali sono in gran parte palliative e non riescono a migliorare i risultati di sopravvivenza per la maggior parte dei pazienti5. Pertanto, le metastasi cerebrali rimangono una sfida e rimane urgente la necessità di comprendere meglio i meccanismi di progressione delle metastasi cerebrali per sviluppare terapie più efficaci.
L'utilizzo di modelli sperimentali ha fornito importanti approfondimenti sui meccanismi specifici della progressione metastatica del carcinoma mammario al cervello e ha permesso di valutare l'efficacia di vari approcci terapeutici 6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16 . Tuttavia, pochissimi modelli possono ricapitolare in modo accurato e completo la complessità dello sviluppo delle metastasi cerebrali. Diversi modelli sperimentali in vivo sono stati generati tramite inoculazione di cellule tumorali nei topi da diverse vie di somministrazione, tra cui iniezioni ortotopiche, venose della coda, intracardiache, arteriose intracarotidi e intracerebrali. Ogni tecnica presenta vantaggi e svantaggi, come esaminato altrove3. Nessuno di questi modelli murini, tuttavia, può replicare completamente la progressione clinica delle metastasi cerebrali.
Le metastasi cerebrali sono particolarmente comuni nei pazienti con carcinoma mammario infiammatorio (IBC), una variante rara ma aggressiva del carcinoma mammario primario. IBC rappresenta dall'1% al 4% dei casi di cancro al seno, ma è responsabile di uno sproporzionato 10% dei decessi correlati al cancro al seno negli Stati Uniti17,18. IBC è noto per metastatizzare rapidamente; infatti, un terzo dei pazienti con IBC ha metastasi a distanza al momento della diagnosi19,20. Specifico per le metastasi cerebrali, i pazienti con IBC hanno una maggiore incidenza di metastasi cerebrali rispetto ai pazienti con non-IBC21. Recentemente, abbiamo dimostrato che la linea cellulare MDA-IBC3, derivata dal liquido di versamento pleurico maligno di un paziente con IBC ER-/PR-/HER2+ che ricapitola le caratteristiche IBC negli xenotrapianti di topo, ha una maggiore propensione a sviluppare metastasi cerebrali piuttosto che metastasi polmonari nei topi quando iniettati dalla vena della coda, rendendo questa linea cellulare un buon modello per studiare lo sviluppo delle metastasi cerebrali16.
Qui descriviamo le procedure per generare metastasi cerebrali tramite iniezione di vene della coda di cellule MDA-IBC3 e per valutare il carico metastatico tramite microscopia stereofluorescente e imaging della luciferasi. Questo metodo è stato utilizzato per scoprire mediatori chiave delle metastasi del cancro al seno al cervello e per testare l'efficacia degli interventi terapeutici 16,22,23. Lo svantaggio di questa tecnica è che non ricapitola tutti i passaggi nel processo metastatico cerebrale. Tuttavia, i suoi principali vantaggi includono robustezza e riproducibilità, coinvolgimento della biologia delle metastasi rilevanti dell'intravasazione, attraversamento dei polmoni e stravaso nel cervello e la sua relativa semplicità in termini di tecnica.
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Protocol
Il metodo qui descritto è stato approvato dall'Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) del MD Anderson Cancer Center ed è conforme alle linee guida del National Institutes of Health per la cura e l'uso degli animali da laboratorio. Il flusso di lavoro schematico, con tutti i passaggi inclusi, è presentato come Figura 1.
1. Preparazione delle cellule
NOTA: La linea cellulare MDA-IBC3 (ER-/PR-/HER2+), generata nel laboratorio24 del Dr. Woodward, è stata trasdotta stabilmente con un plasmide della proteina fluorescente verde luciferasi (Luc-GFP).
- Le cellule trasdotte di coltura nei terreni F-12 di Ham integrate con il 10% di siero bovino fetale (FBS), 1 μg / mL di idrocortisone, 5 μg / mL di insulina e l'1% di antibiotico-antimitotico.
- Placcare le cellule MDA-IBC3-Luc-GFP a 37 °C e il 5% di CO2 in un matraccio T-75 fino alla conflusività. Cambiare il mezzo ogni 3 giorni prima che le cellule siano abbastanza confluenti da passare.
- Raccogliere le cellule rimuovendo i mezzi, lavando ogni matraccio con 10 ml di soluzione salina tamponata con fosfato (DPBS) di 1x Dulbecco (cioè senza calcio e magnesio) e aggiungendo 2 ml di acido tripsina-etilendiamminotetraacetico (EDTA) allo 0,25%. Incubare per 3-5 minuti a 37 °C fino al distacco delle cellule.
- Aggiungere 5 mL di mezzo completo al pallone per raccogliere le celle e trasferire l'intero contenuto in una provetta da centrifuga da 15 mL (ottimizzata per una provetta da centrifuga da 50 mL a seconda del numero totale di celle necessarie). Centrifugare a 290 x g per 5 minuti a pellet.
NOTA: Il terreno completo è il mezzo F-12 di Ham integrato con il 10% di siero bovino fetale (FBS), 1 μg / mL di idrocortisone, 5 μg / mL di insulina e 1% di antibiotico-antimitotico. - Scartare il surnatante. Quindi lavare le celle con 10 ml di 1x DPBS. Centrifugare a 290 x g per 5 minuti per pellettare le cellule e scartare accuratamente il surnatante . Risospendere le celle con 1 mL di 1x DPBS fresco e mescolare bene pipettando su e giù.
- Per realizzare sospensioni a singola cellula, filtrare le celle attraverso filtri a cellule sterili da 40 μm.
- Calcolare la densità delle celle utilizzando un contatore automatico delle celle.
NOTA: Per ridurre gli errori nel conteggio, creare diverse diluizioni di cellule e contarle separatamente e calcolare il valore medio per determinare la concentrazione di cellule (numero di celle/ml).- Raccogliere 2 μL di sospensione cellulare + 8 μL di 1x DPBS per effettuare un campione di diluizione 1:5.
- Raccogliere 1 μL di sospensione cellulare + 9 μL di 1x DPBS per effettuare un campione di diluizione 1:10.
- Aggiungere 10 μL di colorazione blu tripano allo 0,4%. Mescolare bene la miscela del campione pipettandola su e giù alcune volte.
- Pipettare delicatamente 10 μL del campione nell'area di carico del campione a forma di mezzaluna dei vetrini della camera di conteggio. Assicurati che non ci siano bolle all'interno; Attendere 30 s per consentire alle cellule di depositarsi nella camera prima di contare.
- Diluire le cellule con 1x DPBS ad una densità di 5 x 105 o 1 x 106 cellule per 100 μL. Trasferire la sospensione cellulare in provette da microcentrifuga da 1,7 mL per iniezione della vena della coda. Mettere le cellule sul ghiaccio fino all'iniezione per mantenere la vitalità.
2. Iniezione della vena caudale
- Utilizzare topi SCID/Beige atimici femmina di 4-6 settimane.
- Preparare una siringa da 30 G per aspirare 100 μL di sospensione cellulare. Rimuovere tutte le bolle d'aria.
- Posizionare il topo in un sistema di ritenuta per roditori (diametro circa 1 pollice) per facilitare l'iniezione della vena della coda e prevenire lesioni da movimento durante il processo di iniezione.
- Utilizzare dischetti di cotone alcolico (realizzati con etanolo al 70%) per pulire delicatamente la coda del topo 3-4 volte e tenere premuto per 5-10 secondi per rendere la vena della coda più chiaramente visibile.
- Inserire la siringa nella coda del mouse con un angolo di 15-30°. Spingere lentamente la sospensione cellulare nella vena della coda.
- Rimuovere delicatamente la siringa e utilizzare il batuffolo di cotone per tenere la coda per alcuni secondi per aiutare a fermare qualsiasi sanguinamento.
- Riportare i topi nelle loro gabbie e controllarli 2-4 ore dopo l'iniezione per assicurarsi che non si verifichino effetti avversi.
3. Valutazione del carico di metastasi cerebrali
- Preparare la soluzione diluita di D-luciferina.
NOTA: la concentrazione dello stock è di 47,6 mM (15,15 mg/ml) e la concentrazione per l'uso è di 1,515 mg/ml.- Aggiungere 5 ml di 1x DPBS al flacone di D-luciferina.
- Introdurre 2,5 mL della soluzione in ciascuno dei due tubi conici da 50 ml.
- Aggiungere altri 5 ml di 1x DPBS al flacone di D-luciferina di nuovo per risciacquarlo. Inserire 2,5 mL in ogni tubo conico da 50 mL.
- Introdurre altri 5 ml di 1x DPBS nel flacone e risciacquare nuovamente. Ripetere il processo di risciacquo due volte.
- Aggiungere 1x DPBS a ciascun tubo da 50 mL per un totale di 66 mL (circa 33 mL per provetta). Ci dovrebbero essere circa 33 ml della soluzione in ogni tubo.
- Mescolare bene i tubi e quindi combinarli entrambi in un'unità di filtrazione sterile (filtro PES da 150 mL 0,45 μm).
- Filtrare la soluzione e quindi aliquotare la soluzione filtrata in microtubi sterili ambrati da 1,7 ml.
- Rilevamento delle metastasi cerebrali mediante imaging della luciferasi.
- Scongelare la D-luciferina mantenendo sul ghiaccio e vortice prima dell'iniezione nei topi.
- Pulire l'area di iniezione con tamponi di cotone alcool e iniettare 100 μL di D-luciferina per topo per via intraperitoneale utilizzando una siringa da insulina da 0,5 ml, una siringa per ogni gabbia.
- Dopo 10 minuti, anestetizzare i topi con isoflurano (2% O 2-2,5% isoflurano) per 5 minuti utilizzando il vaporizzatore veterinario collegato alla camera di induzione dei piccoli animali.
- Accendere il sistema di imaging in vivo. Mentre i topi della prima gabbia sono sotto anestesia, iniettare la D-luciferina nei topi nella gabbia successiva.
- Inserire i topi nella macchina del sistema di imaging in vivo e ottenere immagini ventrali e dorsali. Selezionate un tempo di esposizione di 2 minuti e nella vista campo scegliete l'opzione E (corpo intero). Premere Acquisisci. Quindi, salvare l'immagine (Figura 2).
NOTA: se l'immagine mostra saturazione della luminescenza, ridurre il tempo di esposizione.
- Rilevamento delle metastasi cerebrali mediante imaging GFP.
- Preparazione del tessuto cerebrale.
- Circa 8-10 settimane dopo l'iniezione di cellule o quando i topi sono moribondi a causa del carico di metastasi cerebrali, eutanasia i topi per inalazione di un sovradosaggio di isoflurano seguito da lussazione cervicale, in conformità con i protocolli approvati dalla IACUC.
- Dopo l'eutanasia con isoflurano seguita da lussazione cervicale, spruzzare i topi con una soluzione di etanolo al 70% e rimuovere la pelliccia dalla zona della testa e dalle orecchie con le forbici. Quindi, fai un taglio nella zona cervicale del collo (facendo attenzione a non decapitare il topo). Taglia il cranio e tiralo fuori. Quindi, rimuovere con attenzione il cervello.
- Metti i cervelli raccolti in cassette di tessuto.
- Trasferire le cassette in un contenitore con 1x DPBS freddo.
NOTA: I campioni cerebrali non devono essere conservati in 1x DPBS per più di 1 ora. Se devono essere raccolti più campioni di cervello contemporaneamente, eutanasia solo pochi topi alla volta (10 per round).
- Imaging stereomicroscopico.
- Trasferire l'intero cervello su un coperchio di tessuto di 100 cm.
- Accendere lo stereomicroscopio e la luce UV, in posizione 3 con lente 0,5x, per consentire la visualizzazione dell'intero cervello come mostrato in Figura 3A (quadrato rosso).
- Premere Live View (Figura 3A, quadrato verde).
- Focalizza la vista mentre il cervello è in posizione ventrale.
- Selezionare GFP (se le celle sono etichettate con GFP ) o TXRED (se le celle sono etichettate RFP) (Figura 3A, quadrato giallo) nel software, selezionare il filtro appropriato sul microscopio e scattare una foto.
NOTA: Mantenere l'impostazione della sorgente luminosa SOLA a circa il 30%; se la GFP è troppo luminosa, ridurre fino a quando non si osserva il segnale corretto. - Senza spostare il campione, accendere la luce intensa e selezionare BF (Figura 3A, quadrato giallo). Scatta una foto.
- Ripeti i passaggi precedenti con il cervello in posizione dorsale.
NOTA: A seconda delle dimensioni, la stessa lesione da metastasi cerebrale GFP positiva può comparire sia in posizione ventrale che dorsale. In tal caso, evitare la quantificazione duplicata della stessa lesione. Salvare le immagini con un'estensione TIFF (che mantiene tutte le informazioni nel file di immagine). - Salvare le immagini con un'estensione TIFF (che mantiene tutte le informazioni nel file di immagine).
- Ripetere i passaggi per tutti i campioni.
- Convertire le immagini TIFF in JPEG in modo che i file possano essere aperti con qualsiasi computer in cui non è installato il software associato (File | Import/Export | convertire i file).
- Per unire l'immagine fluorescente con l'immagine in campo chiaro, apri entrambe le immagini e vai su File | Unisci canali. Selezionare i componenti appropriati, verde per GFP e campo luminoso per BF, quindi premere OK. Salvare l'immagine unita.
- Per quantificare l'area del tumore al cervello, utilizzare l'immagine fluorescente. Seleziona misura | Misurazione manuale | zona. Selezionare la selezione automatica (Figura 3B, quadrato verde), spostare la freccia nell'area positiva GFP e fare clic per creare automaticamente una selezione. Fare nuovamente clic per confermare la selezione e quindi verranno visualizzate tutte le misurazioni (Figura 3B, quadrato rosso). Se è presente più di un'area GFP-positiva, ripetere la procedura.
- Dopo aver ottenuto le immagini cerebrali, procedere ai protocolli di fissazione dei tessuti di routine utilizzando formalina tamponata neutra al 10%.
- Una volta che il cervello è stato fissato, procedere al sezionamento istologico standard seguito dalla colorazione dell'ematossilina e dell'eosina per confermare la presenza di metastasi cerebrali e colorazione immunoistochimica per rilevare marcatori selezionati.
NOTA: L'immunocitochimica è stata eseguita presso il Pathology Core Laboratory presso l'UT MD Anderson Cancer Center che ha standardizzato il protocollo per la colorazione immunoistochimica di marcatori noti.
- Una volta che il cervello è stato fissato, procedere al sezionamento istologico standard seguito dalla colorazione dell'ematossilina e dell'eosina per confermare la presenza di metastasi cerebrali e colorazione immunoistochimica per rilevare marcatori selezionati.
- Preparazione del tessuto cerebrale.
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Representative Results
Con il razionale che le cellule marcate facilitano il monitoraggio e la visualizzazione delle metastasi cerebrali in modelli murini preclinici, abbiamo taggato le cellule MDA-IBC3 con Luc e con GFP per monitorare le metastasi cerebrali e quantificare il carico metastatico utilizzando l'imaging a bioluminescenza e la stereomicroscopia fluorescente. L'iniezione delle cellule MDA-IBC3 marcate nelle vene caudali di topi immunocompromessi SCID/Beige ha provocato alte percentuali di topi che sviluppano metastasi cerebrali (cioè dal 66,7% al 100%)16,23,25. Le lesioni metastatiche cerebrali potrebbero essere rilevate già 8 settimane dopo l'iniezione mediante imaging della luciferasi (Figura 2) o microscopia stereofluorescente (Figura 4). L'imaging GFP ci consente di rilevare, contare e calcolare l'area di ogni lesione metastatica. Dopo l'imaging, porzioni delle metastasi cerebrali vengono fissate in formalina ed elaborate per la colorazione con ematossilina ed eosina per convalidare la presenza di lesioni da metastasi cerebrali (Figura 5A) e per la colorazione immunoistochimica per rilevare specifici marcatori proteici (Figura 5B, C).
Figura 1: Flusso di lavoro schematico per la generazione di metastasi cerebrali tramite iniezione di vene della coda. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 2: Immagini luciferasiche di topi in posizione dorsale e ventrale. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 3: Schermate del software di imaging utilizzato per la stereomicroscopia . (A) Passaggi che mostrano come ottenere le immagini. Il quadrato verde a sinistra mostra il pulsante live view; il quadrato rosso a destra mostra la posizione del microscopio per la lente del nasello e la posizione dello zoom; e il quadrato giallo evidenzia la selezione del filtro. (B) Screenshot delle fasi coinvolte nella misurazione del carico tumorale. Il quadrato verde in alto a sinistra mostra la modalità di selezione automatica per il calcolo dell'area; Il quadrato rosso sottostante mostra i valori dell'area e altre misurazioni dopo che è stata selezionata la lesione delle metastasi cerebrali. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 4: Immagini stereoscopiche di cervelli di topo con metastasi da iniezione di vena della coda della linea cellulare MDA-IBC3. L'immagine in campo chiaro a sinistra viene unita all'immagine GFP (al centro) e quindi unita (a destra). Barra di scala = 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
Figura 5: Diapositive che mostrano immagini colorate di metastasi cerebrali derivate da MDA-IBC3 nei topi . (A) Le colorazioni di ematossilina ed eosina forniscono una conferma istologica delle metastasi cerebrali. L'immunocolorazione dei tumori metastatici cerebrali derivati da MDA-IBC3 mostra una colorazione positiva per HER2 (B) ed E-caderina (C). Barra di scala = 100 μm. Fare clic qui per visualizzare una versione ingrandita di questa figura.
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Discussion
Il protocollo include diversi passaggi critici. Le cellule devono essere tenute sul ghiaccio per non più di 1 ora per mantenere la vitalità. I dischetti di cotone alcolico devono essere usati per pulire le code dei topi prima dell'iniezione, facendo attenzione a non pulire troppo forte o troppo spesso per evitare di danneggiare la pelle della coda. Assicurarsi che non siano presenti bolle d'aria nella sospensione cellulare, per evitare che i topi muoiano a causa degli emboli dei vasi sanguigni. Mantenere l'angolo di iniezione a 45° o meno per evitare di perforare il vaso sanguigno nella coda e inserire almeno 1/3 dell'ago nella vena della coda per garantire il successo dell'iniezione di tutte le cellule. Il volume totale delle cellule iniettate può essere regolato in base al peso dei topi, ma il numero totale di cellule deve essere mantenuto il più simile possibile. In questo protocollo, i topi SCID / Beige avevano tutti da 4 a 6 settimane e pesavano tra 15 e 20 g. Per i topi che pesano meno di 15 g, il volume di iniezione potrebbe essere regolato a meno di 100 μL; altrimenti, vengono iniettati 100 μL. Dopo la sua rimozione dal cranio, l'intero cervello deve essere tenuto in 1x DPBS per non più di 1 ora prima dell'imaging mediante microscopia stereoscopica per prevenire la riduzione del segnale e la degenerazione dei tessuti. Per l'imaging a immunofluorescenza, i tessuti cerebrali non devono essere posti in formalina, perché genera autofluorescenza endogena che ostacola l'acquisizione di immagini di alta qualità. Abbiamo notato che l'imaging della luciferasi non sempre rivela metastasi cerebrali, in particolare lesioni molto piccole; tuttavia, l'imaging GFP mediante stereomicroscopia può visualizzare tutte le lesioni. Inoltre, l'imaging GFP può mostrare più di 1 lesione, mentre l'imaging della luciferasi no.
Le procedure proposte possono essere leggermente modificate in base alle preferenze dell'utente. In primo luogo, il numero di cellule iniettate e la durata della formazione di metastasi potrebbero essere aggiustati per diversi studi. In secondo luogo, la vena caudale dei topi potrebbe essere visualizzata più chiaramente utilizzando acqua calda per dilatare la vena o luce UV per illuminare le vene. Infine, la dimensione dell'ago nella siringa può essere di 30 G o 28 G.
I vantaggi e i limiti dei modelli murini esistenti di metastasi cerebrali sono stati esaminati altrove3 . Il modello di metastasi cerebrale che abbiamo descritto qui ha i suoi limiti e punti di forza. Una limitazione è che non ricapitola tutte le fasi del processo metastatico cerebrale e non consente l'interrogazione delle fasi iniziali del processo metastatico, cioè la diffusione delle cellule primarie del cancro al seno nella circolazione. Inoltre, questo modello non può essere utilizzato per studiare le interazioni tra le cellule tumorali e il microambiente immunitario dell'ospite durante il processo di metastasi cerebrali o per valutare applicazioni immunoterapeutiche. Tuttavia, questo modello ha diversi vantaggi rispetto ad altri modelli di metastasi cerebrali. In primo luogo, a differenza dei modelli spontanei in cui solo una piccola frazione dei topi sviluppa metastasi cerebrali a intervalli variabili, il nostro modello offre il vantaggio di portare costantemente a metastasi al cervello, tipicamente in oltre il 70% dei topi. In secondo luogo, l'iniezione della vena della coda consente la diffusione delle cellule principalmente al polmone con successiva diffusione al cervello, mentre l'inoculazione attraverso l'arteria intracarotide consente alle cellule di diffondersi direttamente al cervello; Le iniezioni intracardiache consentono la distribuzione sistemica delle cellule tumorali al cervello e ai siti extracranici come il polmone e l'osso. Pertanto, il nostro modello ricapitola la fase di colonizzazione metastatica del cervello meglio dei modelli di iniezione intracardiaca o intracarotidea comunemente usati perché le cellule attraversano i letti dei capillari polmonari e sopravvivono nella circolazione prima di generare lesioni cerebrali. Infine, l'iniezione di cellule di cancro al seno attraverso la vena della coda è tecnicamente meno impegnativa dell'iniezione intracarotidea o intracardiaca.
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Disclosures
Gli autori non dichiarano conflitti di interesse.
Acknowledgments
Ringraziamo Christine F. Wogan, MS, ELS, della Divisione di Radioterapia Oncologica di MD Anderson per la revisione scientifica del manoscritto, e Carol M. Johnston della Divisione di Chirurgia Istologia Core di MD Anderson per l'aiuto con la colorazione dell'ematossilina e dell'eosina. Siamo grati al Veterinary Medicine and Surgery Core di MD Anderson per il loro sostegno agli studi sugli animali. Questo lavoro è stato supportato dalle seguenti sovvenzioni: Susan G. Komen Career Catalyst Research grant (da CCR16377813 a BGD), American Cancer Society Research Scholar grant (RSG-19-126-01 a BGD) e State of Texas Rare and Aggressive Breast Cancer Research Program. Supportato anche in parte dal Cancer Center Support (Core) Grant P30 CA016672 dal National Cancer Institute, National Institutes of Health, all'MD Anderson Cancer Center dell'Università del Texas.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Cell Culture | |||
| 1000 µL pipette tip filtered | Genesee Scientific | 23430 | |
| 10 mL Serological Pipets | Genesee Scientific | 12-112 | |
| Antibiotic-antimycotic | Thermo Fisher Scientific | 15240062 | 1% |
| Centrifuge tubes 15 mL bulk | Genesee Scientific | 28103 | |
| Corning 500 mL Hams F-12 Medium [+] L-glutamine | GIBICO Inc. USA | MT10080CV | |
| Countess II Automated Cell Counter (Invitrogen) | Thermo Fisher Scientific | AMQAX1000 | |
| 1x DPBS | Thermo Fisher Scientific | 21-031-CV | |
| Eppendorf centufuge 5810R | Eppendorf | ||
| Fetal bovine serum (FBS) | GIBICO Inc. USA | 16000044 | 10% |
| Fisherbrand Sterile Cell Strainers (40 μm) | Thermo Fisher Scientific | 22-363-547 | |
| Hydrocortisone | Sigma-Aldrich | H0888 | 1 µg/mL |
| Insulin | Thermo Fisher Scientific | 12585014 | 5 µg/mL |
| Invitrogen Countess Cell Counting Chamber Slides | Thermo Fisher Scientific | C10228 | |
| MDA-IBC3 cell lines | MD Anderson Cancer Center | Generated by Dr. Woodward's lab24 | |
| Luciferase–green fluorescent protein (Luc–GFP) plasmid | System Biosciences | BLIV713PA-1 | |
| microtubes clear sterile 1.7 mL | Genesee Scientific | 24282S | |
| Olympus 10 µL Reach Barrier Tip, Low Binding, Racked, Sterile | Genesee Scientific | 23-401C | |
| TC Treated Flasks (T75), 250mL, Vent | Genesee Scientific | 25-209 | |
| Trypan Blue Stain (0.4%) for use with the Countess Automated Cell Counter | Thermo Fisher Scientific | T10282 | |
| Trypsin-EDTA (0.25%), phenol red | Thermo Fisher Scientific | 25200114 | |
| Tail vein injection | |||
| C.B-17/IcrHsd-Prkdc scid Lyst bg-J - SCID/Beige | Envigo | SCID/beige mice | |
| BD Insulin Syringe with the BD Ultra-Fine Needle 0.5mL 30Gx1/2" (12.7mm) | BD | 328466 | |
| Plas Labs Broome-Style Rodent Restrainers | Plas Labs 551BSRR | 01-288-32A | Order fromThermo Fisher Scientific |
| Volu SolSupplier Diversity Partner Ethanol 95% SDA (190 Proof) | Thermo Fisher Scientific | 50420872 | 70 % used |
| Imaging | |||
| BD Lo-Dose U-100 Insulin Syringes | BD | 329461 | |
| Disposable PES Filter Units 0.45 µm | Fisherbrand | FB12566501 | filter system to sterilize the D-luciferin |
| D-Luciferin | Biosynth | L8220-1g | stock concentration = 47.6 mM (15.15 mg/mL); use concentration = 1.515 mg/mL |
| 1.7 mL microtube amber | Genesee Scientific | 24-282AM | |
| Isoflurane | Patterson Veterinary | NDC-14043-704-06 | Liquid anesthetic for use in anesthetic vaporizer |
| IVIS 200 | PerkinElmer | machine for luciferase imaging, up to 5 mice imaging at the same time, with anesthesia machine | |
| Plastic Containers with Lids | Fisherbrand | 02-544-127 | |
| Tissue Cassettes | Thermo Scientific | 1000957 | |
| Webcol Alcohol Prep | Covidien | 6818 | |
| Stereomicroscope Imaging | |||
| Stereomicroscope AZ100 | Nikon | model AZ-STGE | software NIS-ELEMENT |
| Formalin 10% | Fisher Chemical | SF100-4 | |
| TC treated dishes 100x20 mm | Genesee Scientific | 25202 |
References
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