Summary

ניתוח כיח מבוקר איכות לפי ציטומטריית זרימה

Published: August 09, 2021
doi:

Summary

פרוטוקול זה מתאר שיטה יעילה לניתוק כיח למתלה תא בודד ואת האפיון הבא של תת-קבוצות סלולריות בפלטפורמות ציטומטריות סטנדרטיות של זרימה.

Abstract

כיח, בשימוש נרחב כדי ללמוד את התוכן התאי ותכונות מיקרו-ויברונמנטליות אחרות כדי להבין את בריאות הריאה, מנותח באופן מסורתי באמצעות מתודולוגיות מבוססות ציטולוגיה. השירות שלה מוגבל כי קריאת השקופיות גוזלת זמן רב ודורש כוח אדם מיוחד מאוד. יתר על כן, פסולת נרחבת ונוכחות של יותר מדי תאי אפיתל קשקשיים (SECs), או תאי הלחי, לעתים קרובות הופך מדגם לא מספיק לאבחון. לעומת זאת, ציטומטריית הזרימה מאפשרת פנוטיפינג בעל תפוקה גבוהה של אוכלוסיות הסלולר ובו זמנית למעט פסולת ו- SECs.

הפרוטוקול המוצג כאן מתאר שיטה יעילה לניתוק כיח לתוך מתלה תא יחיד, כתם נוגדנים ותיקון אוכלוסיות הסלולר, ולרכוש דגימות על פלטפורמה ציטומטרית זרימה. אסטרטגיית גטינג המתארת את הדרת הפסולת, תאים מתים (כולל SECs) ומכפילי תאים מוצגת כאן. יתר על כן, עבודה זו מסבירה גם כיצד לנתח תאי כיח יחיד קיימא המבוססים על אשכול של בידול (CD)45 אוכלוסיות חיוביות ושליליות כדי לאפיין תת-קבוצות שושלת hematopoietic ושושלת אפיתל. אמצעי בקרת איכות מסופק גם על ידי זיהוי מקרופאגים ספציפיים לריאות כראיה לכך שדגימה נגזרת מהריאה ואינה רוק. לבסוף, הוכח כי שיטה זו יכולה להיות מיושמת על פלטפורמות ציטומטריות שונות על ידי מתן פרופילי כיח מאותו חולה שנותח על שלושה ציטומטרים זרימה; Navios EX, LSR II, וליריק. יתר על כן, פרוטוקול זה ניתן לשנות כדי לכלול סמנים סלולריים נוספים של עניין. שיטה לניתוח דגימת כיח שלמה על פלטפורמה ציטומטרית זרימה מוצגת כאן מה שהופך את הליחה למקובלת לפיתוח אבחון בעל תפוקה גבוהה של מחלת ריאות.

Introduction

ההתקדמות הטכנית בחומרה ובתוכנה של ציטומטרי זרימה אפשרה לזהות אוכלוסיות תאים נפרדות רבות בו זמנית1,2,3,4. הניצול של cytometer הזרימה במחקר תאים hematopoietic, למשל, הוביל להבנה הרבה יותר טובה של המערכת החיסונית2 ואת ההיררכיה התאית של המערכת hematopoietic5, כמו גם הבחנה אבחונית של שפע של סרטן דם שונים6,7,8. למרות שרוב תאי הכיח הם ממוצא hematopoietic9,10,11, ציטומטריית זרימה לא יושם באופן נרחב על ניתוח כיח למטרות אבחון. עם זאת, מספר מחקרים מראים כי ההערכה של אוכלוסיות תאי מערכת החיסון בליחה (תת קבוצת התאים המשמעותית ביותר) עשויה לעזר רב באבחון ו/או ניטור מחלות כגון אסתמה ומחלת ריאות חסימתית כרונית (COPD)12,13,14,15. יתר על כן, קיומם של סמנים ספציפיים לאפיתל שניתן להשתמש בהם בציטומטריית זרימה מאפשר לחקור את תת-קבוצה משמעותית ביותר של תאים בליחה, תאי אפיתל ריאות.

בנוסף ליכולת לנתח אוכלוסיות תאים נפרדות רבות ממקורות רקמות שונות, cytometer זרימה יכול להעריך מספר גדול של תאים בתקופה קצרה יחסית. לשם השוואה, סוגים ציטולוגיים מבוססי שקופיות של ניתוחים דורשים לעתים קרובות כוח אדם ו / או ציוד מיוחדים מאוד. ניתוחים אלה יכולים להיות עתירי עבודה, מה שמוביל רק לחלק ממדגם הכיח המנותח16.

שלוש בעיות קריטיות מגבילות את השימוש הנרחב בליחה בציטומטריית הזרימה. הגיליון הראשון מתייחס לאוסף הליחה. כיח נאסף באמצעות שיעול שאף המסלק ריר מהריאות לחלל הפה, ולאחר מכן יורק לתוך אוסף. מאז הריר נע דרך חלל הפה, יש סיכוי גבוה של זיהום SEC. זיהום זה מסבך את ניתוח הדגימה, אך הבעיה מתוקנת בקלות על פלטפורמה ציטומטרית זרימה, כפי שמוצג במחקר זה.

לא כל אחד יכול לייצר כיח באופן ספונטני; לכן, מספר מכשירים פותחו כדי לסייע עם אוסף כיח באופן לא פולשני17. הנבולייזר הוא מכשיר אחד כזה והוכח כמפיק דגימות כיח אמינות18,19,20. למרות nebulizer היא דרך יעילה מאוד של איסוף כיח באופן לא פולשני, השימוש בו עדיין דורש הגדרה במתקן רפואי עם כוח אדם מיוחד21. לעומת זאת, ניתן להשתמש במכשירי כף יד כגון חליל הריאה22,23,24 והאקפלה16,25 בבית מכיוון שהם ידידותיים מאוד למשתמש. התקני סיוע אלה בטוחים וחסכוניים כאחד.

עבורנו, האקפלה נתנה תוצאות טובות יותר באופן עקבי מאשר חליל הריאות16, ולכן, מכשיר acapella נבחר עבור אוספי כיח. דגימת איסוף של 3 ימים הוחלט כי המטרה העיקרית לשימוש בליחה היא לפתח בדיקת גילוי סרטן ריאות16. הוכח כי מדגם של 3 ימים מגביר את הסבירות לגילוי סרטן ריאות בהשוואה לדגימה של יום או יומיים26,27,28. עם זאת, שיטות אחרות של איסוף כיח עשויות להיות עדיפות למטרות שונות. אם נעשה שימוש בשיטת איסוף כיח שונה מזו המתוארת כאן, מומלץ לתבל בקפידה כל נוגדן או צבע המשמשים לניתוח ציטומטרי של זרימה; מעט מאוד נתונים זמינים על האופן שבו שיטות שונות לאיסוף כיח משפיעות על החלבונים הממוקדים לציטומטריית זרימה.

הנושא השני שמדכא את ההתלהבות משימוש בליחה לאבחון, הקשור בעיקר לציטומטריית הזרימה, הוא מספר התא. הבעיה היא איסוף של תאים ברי קיימא מספיק לניתוח אמין. שני מחקרים הראו כי דגימות כיח שנאספו בשיטות לא פולשניות, בעזרת מכשיר סיוע, מכילות מספיק תאים בני קיימא שניתן להשתמש בהם באבחון קליני או במחקרים16,24. עם זאת, אף אחד מהמחקרים הללו לא התייחס לנושא מספרי התאים בנוגע לציטומטריית הזרימה.

עבור המחקרים המהווים את הבסיס לפרוטוקול זה, נאספו דגימות כיח ממשתתפים בסיכון גבוה לפתח סרטן ריאות בעקבות הנחיות מוסדיות מאושרות לכל אתר מחקר. משתתפים בסיכון גבוה הוגדרו בין 55-75 שנים, לאחר שעישנו 30 שנות חבילה ולא הפסיקו לעשן ב -15 השנים האחרונות. המטופלים הראו כיצד להשתמש במכשיר אקפלה על פי הוראות היצרן29 ונאספו כיח במשך שלושה ימים רצופים בבית. הדגימה נשמרה במקרר עד האוסף האחרון. ביום האיסוף האחרון, הדגימה נשלחה למעבדה בלילה עם חבילה קרה קפואה. הדגימות עובדו לתוך השעיית תא אחד ביום שהם התקבלו. בשיטה זו של איסוף כיח, יותר ממספיק תאים קיימא מתקבלים לניתוח ציטומטרי זרימה אמין.

לבסוף, וקשור לבעיה הקודמת של מספר התא, היא השאלה כיצד לשחרר את תאי הכיח מסביבתו המוסינית. כיצד ניתן לשמור על התאים בני קיימא וליצור השעיית תא בודד שאינו סותם את ציטומטר הזרימה? מבוסס על עבודה ראשונית של פיצ’יני ואח’ 30 ומילר ואח’ 31, פרוטוקול זה מתאר שיטה קלה ואמינה לעיבוד כיח לתוך מתלה תא בודד המתאים לניתוח ציטומטרי של זרימה. שיטה זו השתמשה בהנחיות מבוססות היטב בציטומטריה של זרימה32,33,34 כדי לפתח אסטרטגיית תיוג נוגדנים יעילה לזיהוי תאים המטויים ואפיתל בליחה ולספק הגדרות מכשיר, אמצעי בקרת איכות והנחיות ניתוח התקנון ניתוח כיח בפלטפורמה ציטומטרית של זרימה.

Protocol

כל שלבי עיבוד הכיח מבוצעים בארון בטיחות ביולוגי עם ציוד מגן אישי מתאים. 1. הכנת ריאגנט לפני תחילת דיסוציאציה של כיח מפשירים 1% Paraformaldehyde (PFA), 25 מ”ל לדגימה על קרח, ולשמור על קור עד השימוש.אזהרה: PFA רעיל על ידי שאיפה ומגע עור. הכן את הקיבעון על פי הוראות היצרן ולהקפיא ב -20 °C ב 2…

Representative Results

פרוטוקול זה פותח תוך התחשבות במעבדה קלינית. ההתמקדות במהלך פיתוח הפרוטוקול הייתה על פשטות, יעילות ושחזור. נמצא כי השלב הגוזל זמן רב ביותר בעיבוד של כיח היה לספור את התאים. לכן, הפרוטוקול מוגדר באופן כזה כי עיבוד כיח ותיוג תאים ניתן לבצע בנפרד מספירת תאים ללא אובדן זמן. ספירת תאים מדויקת, שעד…

Discussion

התוכן התאי של כיח כולל מגוון גדול של תאים רחבים, לעתים קרובות מלווה הרבה פסולת37. בנוסף, ניתוח כיח דורש בקרת איכות המאשרת את המדגם שנאסף מהריאה במקום מחלל הפה38. לכן, זה לא פשוט לנתח כיח על ידי ציטומטריה זרימה כפי שהוא עבור דם, למשל, אשר משחרר הרבה יותר נקי הומוגני השע?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

אנחנו רוצים להודות לדיוויד רודריגז על עזרתו בהכנת הדמות. דגימות כיח בוצעו על BD LSR II ב UT בריאות סן אנטוניו זרימה Cytometry משאבים משותפים מתקן, נתמך על ידי בריאות UT, NIH-NCI P30 CA054174-20 (CTRC ב UT Health) ו UL1 TR001120 (מענק CTSA).

Materials

1% Paraformaldehyde Flow-Fix Polysciences 25037
100 µM nylon cell strainers, Falcon #352360 Fisher Scientific 08-771-19
3 M NaOH EMD SX0593-1
50 mL conical falcon tube Fisher Scientific 14-432-22
Alexa488 anti-human CD19 BioLegend 302219
Alexa488 anti-human CD3 BioLegend 300415
Alexa488 anti-human cytokeratin BioLegend 628608
Alexa488 PanCK, CD3, and CD19 Isotype BioLegend 400129
BV510 anti-human CD45 BioLegend 304036
CD66b FITC isotype BD Biosciences 555748
CompBead Plus Compensation Beads BD Biosciences 560497
Corning Polystyrene dispoable sterile bottle 250 mL Fisher Scientific 09-761-4
Corning Polystyrene dispoable sterile bottle 500 mL Fisher Scientific 09-761-10
CS&T beads BD Biosciences 655051
DTT Fisher Scientific BP172-5
FITC anti-human CD66b GeneTex GTX75907
Fixable Viability Stain BD Biosciences 564406
FlowCheck Beckman Coulter A69183
FlowSet Beckman Coulter A69184
HBSS Fisher Scientific 14-175-095
NAC Sigma-Aldrich A9165
NIST Beads, 05 μM Polysciences 64080
NIST Beads, 20 μM Polysciences 64160
NIST Beads, 30 μM Polysciences 64170
PE anti-human CD45 BioLegend 304039
PE-CF594 anti-human EpCAM BD Biosciences 565399
PE-CF594 CD206/EpCAM Isotype BD Biosciences 562292
PE-CR594 anti-human CD206 BD Biosciences 564063
Sodium citrate dihydrate EMD SX0445-1
Trypan Blue solution, 0.4% Fisher Scientific 15250061

References

  1. Lugli, E., Roederer, M., Cossarizza, A. Data analysis in flow cytometry: the future just started. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 77 (7), 705-713 (2010).
  2. Perfetto, S. P., Chattopadhyay, P. K., Roederer, M. Seventeen-colour flow cytometry: unravelling the immune system. Nature Reviews. Immunology. 4 (8), 648-655 (2004).
  3. Chattopadhyay, P. K., Roederer, M. Cytometry: today’s technology and tomorrow’s horizons. Methods. 57 (3), 251-258 (2012).
  4. Robinson, J. P., Roederer, M. History of science. Flow cytometry strikes gold. Science. 350 (6262), 739-740 (2015).
  5. Orfao, A., et al. Immunophenotypic dissection of normal hematopoiesis. Journal of Immunological Methods. 475, 112684 (2019).
  6. Craig, F. E., Foon, K. A. Flow cytometric immunophenotyping for hematologic neoplasms. Blood. 111 (8), 3941-3967 (2008).
  7. Bento, L. C., et al. The use of flow cytometry in myelodysplastic syndromes: A review. Frontiers in Oncology. 7, 270 (2017).
  8. Della Porta, M. G., Picone, C. Diagnostic utility of flow cytometry in myelodysplastic syndromes. Mediterranean Journal of Hematology and Infectious Diseases. 9 (1), 2017017 (2017).
  9. Belda, J., et al. Induced sputum cell counts in healthy adults. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 161 (2), 475-478 (2000).
  10. Spanevello, A., et al. Induced sputum cellularity. Reference values and distribution in normal volunteers. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 162 (3), 1172-1174 (2000).
  11. Thomas, R. A., et al. The influence of age on induced sputum differential cell counts in normal subjects. Chest. 126 (6), 1811-1814 (2004).
  12. Hastie, A. T., et al. Mixed sputum granulocyte longitudinal impact on lung function in the severe asthma research program. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 203 (7), 882-892 (2021).
  13. Hastie, A. T., et al. Association of sputum and blood eosinophil concentrations with clinical measures of COPD severity: an analysis of the SPIROMICS cohort. The Lancet. Respiratory Medicine. 5 (12), 956-967 (2017).
  14. Kim, J., et al. Innate immune crosstalk in asthmatic airways: Innate lymphoid cells coordinate polarization of lung macrophages. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143 (5), 1769-1782 (2019).
  15. Bai, Y., Zhou, Q., Fang, Q., Song, L., Chen, K. Inflammatory cytokines and T-Lymphocyte subsets in serum and sputum in patients with bronchial asthma and chronic obstructive pulmonary disease. Medical Science Monitor: International Medical Journal of Experimental and Clinical Research. 25, 2206-2210 (2019).
  16. Patriquin, L., et al. Early detection of lung cancer with meso tetra (4-Carboxyphenyl) porphyrin-labeled sputum. Journal of Thoracic Oncology. 10 (9), 1311-1318 (2015).
  17. Hristara-Papadopoulou, A., Tsanakas, J., Diomou, G., Papadopoulou, O. Current devices of respiratory physiotherapy. Hippokratia. 12 (4), 211-220 (2008).
  18. Fahy, J. V., Liu, J., Wong, H., Boushey, H. A. Cellular and biochemical analysis of induced sputum from asthmatic and from healthy subjects. The American Review of Respiratory Disease. 147 (5), 1126-1131 (1993).
  19. Alexis, N., Soukup, J., Ghio, A., Becker, S. Sputum phagocytes from healthy individuals are functional and activated: a flow cytometric comparison with cells in bronchoalveolar lavage and peripheral blood. Clinical Immunology. 97 (1), 21-32 (2000).
  20. Guiot, J., et al. Methodology for sputum induction and laboratory processing. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (130), e56612 (2017).
  21. Paggiaro, P. L., et al. Sputum induction. The European Respiratory Journal. Supplement. 37, 3-8 (2002).
  22. Anjuman, N., Li, N., Guarnera, M., Stass, S. A., Jiang, F. Evaluation of lung flute in sputum samples for molecular analysis of lung cancer. Clinical and Translational Medicine. 2, 15 (2013).
  23. Sethi, S., Yin, J., Anderson, P. K. Lung flute improves symptoms and health status in COPD with chronic bronchitis: A 26 week randomized controlled trial. Clinical and Translational Medicine. 3, 29 (2014).
  24. Su, J., et al. Analysis of lung flute-collected sputum for lung cancer diagnosis. Biomarker Insights. 10, 55-61 (2015).
  25. Naraparaju, S., Vaishali, K., Venkatesan, P., Acharya, V. A comparison of the Acapella and a threshold inspiratory muscle trainer for sputum clearance in bronchiectasis-A pilot study. Physiotherapy Theory and Practice. 26 (6), 353-357 (2010).
  26. Hinson, K. F., Kuper, S. W. The diagnosis of lung cancer by examination of sputum. Thorax. 18, 350-353 (1963).
  27. Johnston, W. W., Bossen, E. H. Ten years of respiratory cytopathology at Duke University Medical Center. I. The cytopathologic diagnosis of lung cancer during the years 1970 to 1974, noting the significance of specimen number and type. Acta Cytologica. 25 (2), 103-107 (1981).
  28. Ng, A. B., Horak, G. C. Factors significant in the diagnostic accuracy of lung cytology in bronchial washing and sputum samples. II. Sputum samples. Acta Cytologica. 27 (4), 397-402 (1983).
  29. . Smiths Medical Videos Available from: https://videos.smiths-medical.com/search?q=acapella&page=1 (2021)
  30. Pizzichini, E., et al. Indices of airway inflammation in induced sputum: reproducibility and validity of cell and fluid-phase measurements. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 154 (2), 308-317 (1996).
  31. Miller, H. R., Phipps, P. H., Rossier, E. Reduction of nonspecific fluorescence in respiratory specimens by pretreatment with N-acetylcysteine. Journal of Clinical Microbiology. 24 (3), 470-471 (1986).
  32. Baumgarth, N., Roederer, M. A practical approach to multicolor flow cytometry for immunophenotyping. Journal of Immunological Methods. 243 (1-2), 77-97 (2000).
  33. Maecker, H. T., Trotter, J. Flow cytometry controls, instrument setup, and the determination of positivity. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 69 (9), 1037-1042 (2006).
  34. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (second edition). European Journal of Immunology. 49 (10), 1457 (2019).
  35. Stewart, C. C., Stewart, S. J. Titering antibodies. Current Protocols in Cytometry. , (2001).
  36. Kasai, Y., et al. biopsy of human oral mucosal epithelial cells as a quality control of the cell source for fabrication of transplantable epithelial cell sheets for regenerative medicine. Regenerative Therapy. 4, 71-77 (2016).
  37. Kini, S. R. . Color Atlas of Pulmonary Cytopathology. , (2002).
  38. Papanicolaou Society of Cytopathology Task Force on Standards of Practice. Guidelines of the Papanicolaou Society of Cytopathology for the examination of cytologic specimens obtained from the respiratory tract. Diagnostic Cytopathology. 21 (1), 61-69 (1999).
  39. Holmes, K. L., et al. International Society for the Advancement of Cytometry cell sorter biosafety standards. Cytometry. Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 85 (5), 434-453 (2014).
  40. Datta, S., Shah, L., Gilman, R. H., Evans, C. A. Comparison of sputum collection methods for tuberculosis diagnosis: a systematic review and pairwise and network meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (8), 760-771 (2017).
  41. Armstrong-Hough, M., et al. “Something so hard”: a mixed-methods study of home sputum collection for tuberculosis contact investigation in Uganda. The International Journal of Tuberculosis and Lung Disease: The Official Journal of the International Union Against Tuberculosis and Lung Disease. 22 (10), 1152-1159 (2018).
  42. Freeman, C. M., et al. Design of a multi-center immunophenotyping analysis of peripheral blood, sputum and bronchoalveolar lavage fluid in the Subpopulations and Intermediate Outcome Measures in COPD Study (SPIROMICS). Journal of Translational Medicine. 13, 19 (2015).
  43. Petsky, H. L., Li, A., Chang, A. B. Tailored interventions based on sputum eosinophils versus clinical symptoms for asthma in children and adults. The Cochrane Database of Systematic Reviews. 8, 005603 (2017).
  44. Hisert, K. B., Liles, W. C., Manicone, A. M. A flow cytometric method for isolating cystic fibrosis airway macrophages from expectorated sputum. American Journal of Respiratory Cell and Molecular Biology. 61 (1), 42-50 (2019).
  45. Duncan, G. A., et al. Microstructural alterations of sputum in cystic fibrosis lung disease. Journal of Clinical Investigation Insight. 1 (18), 88198 (2016).
  46. Kemp, R. A., Reinders, D. M., Turic, B. Detection of lung cancer by automated sputum cytometry. Journal of Thoracic Oncology: Official Publication of the International Association for the Study of Lung Cancer. 2 (11), 993-1000 (2007).
  47. Blandin Knight, S., et al. Progress and prospects of early detection in lung cancer. Open Biology. 7 (9), (2017).
  48. Gomperts, B. N., Spira, A., Elashoff, D. E., Dubinett, S. M. Lung cancer biomarkers: FISHing in the sputum for risk assessment and early detection. Cancer Prevention Research. 3 (4), 420-423 (2010).
  49. Demoruelle, M. K., et al. Antibody responses to citrullinated and noncitrullinated antigens in the sputum of subjects with rheumatoid arthritis and subjects at risk for development of rheumatoid arthritis. Arthritis & Rheumatology. 70 (4), 516-527 (2018).
  50. Wang, K., et al. Differences of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 shedding duration in sputum and nasopharyngeal swab specimens among adult inpatients with coronavirus disease 2019. Chest. 158 (5), 1876-1884 (2020).
  51. Chattopadhyay, P. K., Hogerkorp, C. -. M., Roederer, M. A chromatic explosion: the development and future of multiparameter flow cytometry. Immunology. 125 (4), 441-449 (2008).
  52. Chattopadhyay, P. K., Gierahn, T. M., Roederer, M., Love, J. C. Single-cell technologies for monitoring immune systems. Nature Immunology. 15 (2), 128-135 (2014).
  53. Perfetto, S. P., et al. Amine-reactive dyes for dead cell discrimination in fixed samples. Current Protocols in Cytometry. , (2010).
  54. Chattopadhyay, P. K., et al. Quantum dot semiconductor nanocrystals for immunophenotyping by polychromatic flow cytometry. Nature Medicine. 12 (8), 972-977 (2006).
  55. Duetz, C., Bachas, C., Westers, T. M., Avan de Loosdrecht, A. A. Computational analysis of flow cytometry data in hematological malignancies: future clinical practice. Current Opinion in Oncology. 32 (2), 162-169 (2020).
  56. Saeys, Y., Van Gassen, S., Lambrecht, B. N. Computational flow cytometry: helping to make sense of high-dimensional immunology data. Nature Reviews. Immunology. 16 (7), 449-462 (2016).
check_url/62785?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Grayson, M., Lai, S., Bederka, L. H., Araujo, P., Sanchez, J., Reveles, X. T., Rebel, V. I., Rebeles, J. Quality-Controlled Sputum Analysis by Flow Cytometry. J. Vis. Exp. (174), e62785, doi:10.3791/62785 (2021).

View Video