Summary
Bu nöral hücre ayrışma protokolü, düşük miktarda başlangıç malzemesine sahip numuneler için tasarlanmıştır ve isteğe bağlı sabitleme ve boyama adımlarıyla aşağı akış analizi için oldukça uygun bir tek hücreli süspansiyon sağlar.
Abstract
Bu nöral ayrışma protokolü (ticari bir yetişkin beyin ayrışma kitine eşlik eden protokolün bir uyarlaması), akış sitometrisi veya tek hücreli dizileme gibi ayrıntılı aşağı akış analizine hazırlık olarak doku işlemeyi optimize eder. Nöral ayrışma, mekanik ayrışma (filtreler, doğrama teknikleri veya pipet tritürasyonu gibi), enzimatik sindirim veya bunların bir kombinasyonu yoluyla gerçekleştirilebilir. Nöronal hücrelerin hassas doğası, tek hücreli analiz için gerekli olan minimum hücresel enkaz ile son derece canlı, gerçek tek hücreli süspansiyonu elde etme çabalarını zorlaştırabilir. Veriler, otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik sindirimin bu kombinasyonunun, yukarıda belirtilen zorlukların üstesinden gelerek, sürekli olarak oldukça uygulanabilir (>% 90) tek hücreli bir süspansiyon sağladığını göstermektedir. Adımlardan birkaçı manuel el becerisi gerektirse de, bu adımlar numune kullanımını ve potansiyel hücre kaybını azaltır. Bu makale, aşağı akış analizine hazırlık olarak küçük miktarlarda sinir dokusunu başarılı bir şekilde ayrıştırmak için diğer laboratuvarları donatmak için sürecin her adımını detaylandırmaktadır.
Introduction
Hipokampus ilk olarak 1500'lüyıllarda bir Bolognese anatomisti olan Giulio Cesare Aranzio tarafından tanımlanmıştır. Bu yeni keşfedilen yapıyı adlandırırken, Aranzio muhtemelen Hipokampus1 cinsinin denizatına olan esrarengiz benzerliğinden ilham aldı. Hipokampus stres tepkilerinde rol oynar, ancak öğrenme ve hafızadaki rolü ile yaygın olarak bilinir. Daha spesifik olarak, hipokampus, bildirimsel ve uzamsal belleğin kodlanmasından ve alınmasından sorumludur1.
Hipokampus veya uygun hipokampus, CA1 (cornu ammonis), CA2 ve CA3 alt alanları1'e ayrılmıştır. Sinir sisteminin geri kalanıyla karşılaştırıldığında, hipokampus, plastisitesi ve devam eden nörogenezpotansiyeli de dahil olmak üzere birçok benzersiz tanımlayıcı özelliğe sahiptir 2. Nörogenez, nöral kök hücrelerin çoğalması ve farklılaşması sürecidir, bunu takiben önceden var olan nöronal ağa entegrasyonları izler. Nörogenez, dentat girusun subgranüler bölgesi ve lateral ventriküllerin (ve koku alma ampullerinin) subventriküler bölgesi ile sınırlıdır3. Nörogenez embriyogenezde bol miktarda bulunurken, yaşam boyu süren bir süreçtir 3,4. Bu nedenle, bu tartışma hipokampustaki yetişkin nörogenezine odaklanacaktır.
Subventriküler ve subgranüler bölgeler, ependimal ve vasküler hücrelerin yanı sıra nöral kök hücrelerin olgunlaşmamış ve olgun soylarını içeren nörojenik nişlerdir5. Mikroglia, nörogenezi düzenlemek için bağışıklık hücreleri olarak bu nişlere katkıda bulunur6. Nöral progenitör hücreler, nöral kök hücrelerin kök hücre dışı soylarıdır7. Subventriküler bölgede üç tip nöral progenitör bulunur: radyal glia benzeri tip B hücreleri, C tipi transitif yükseltici progenitörler ve tip A nöroblastları 3,8. Subventriküler bölgedeki yavaş bölünen tip B nöral progenitör hücreler, hızla bölünen tip C hücrelerine farklılaşabilir8. Daha sonra, C tipi hücreler A tipi hücrelere8 olarak farklılaşır. Bu nöroblastlar, internöronlara veya oligodendrositlere farklılaşmadan önce rostral göç akışından koku alma ampulüne göç eder9. Bu koku alma ampulü internöronları, koku alma kısa süreli hafızanın ve ilişkisel öğrenmenin anahtarıdır, oysa oligodendrositler korpus kallozum9'un miyelinli aksonlarını oluşturur. Erişkin nörogenezin çoğunluğu, radyal tip 1 ve radyal olmayan tip 2 nöral progenitörlerin bulunduğu dentat girusun subgranüler bölgesinde meydana gelir3. Çoğu nöral progenitör hücre, dentat granül nöronları ve astrositler haline gelmeye mahkumdur10. Boşluk kavşaklarıyla birbirine bağlanan astrositler, plastisiteyi, sinaptik aktiviteyi ve nöronal uyarılabilirliği modüle etmek için ağlar oluşturur5. Dentat girusun birincil uyarıcı nöronu olarak, granül hücreler entorinal korteksten CA3 bölgesi11'e girdi sağlar.
Nöral kök hücre popülasyonları immünomanyetik veya immünofloresan izolasyon stratejileri kullanılarak izole edilebilir12,13. Nöral dokunun ayrışması özellikle zordur; Bunu yapma çabaları genellikle zayıf hücre canlılığına sahip numunelerle sonuçlanır ve / veya aşağı akış analizi için gerekli tek hücreli süspansiyonu üretemez. Nöral ayrışma, mekanik ayrışma (filtreler, doğrama teknikleri veya pipet tritürasyonu gibi), enzimatik sindirim veya tekniklerin bir kombinasyonu yoluyla gerçekleştirilebilir14,15. Nöral ayrışma yöntemlerini değerlendiren bir çalışmada, pipet tritürasyonu ile manuel mekanik ayrışmanın canlılığı ve kalitesi ile pipet tritürasyonu ve sindiriminin çeşitli enzimlerle kombinasyonları karşılaştırılmıştır15. Kalite, hazırlanan süspansiyondaki hücre kümelerinin ve DNA veya hücre altı kalıntıların miktarına göre derecelendirildi15. Tek başına manuel mekanik ayrışmaya maruz kalan glial tümörlerin süspansiyonları, dispazlı tedavilerden veya DNaz, kollajenaz ve hyaluronidaz15'in bir kombinasyonundan önemli ölçüde daha düşük hücre canlılığına sahipti. Volovitz ve ark., farklı yöntemler arasındaki canlılık ve kalitedeki çeşitliliği kabul etmiş ve yetersiz ayrışmanın aşağı akış analizinin doğruluğunu azaltabileceğini vurgulamıştır15.
Ayrı bir çalışmada, yazarlar kültürlü nöronal hücrelerin ayrışmasının 60'tan fazla farklı yöntemini ve kombinasyonunu karşılaştırdılar14. Bu yöntemler, pipet tritürasyonu ile manuel mekanik ayrışmanın sekiz farklı varyasyonunu, üç farklı aralıkta beş ayrı enzimle inkübasyonun karşılaştırılmasını ve enzimatik sindirim veya iki enzimin kombinasyonu ile çeşitli mekanik ayrışma kombinasyonlarını içeriyordu14. Mekanik yöntemlerin hiçbiri tek hücreli bir süspansiyon14 vermedi. Tek enzim tedavilerinden dördü, enzimatik tedavilerin on kombinasyonu ve enzimatik sindirim ile mekanik ayrışma kombinasyonlarının dördü tek hücreli bir süspansiyon14 verdi. TrypLE ile enzimatik sindirim ve ardından Tripsin-EDTA en etkili şekilde ayrışmış örnekler14. Bu arada, TrypLE ve / veya Trypsin-EDTA ile muamele edilen örnekler jelatinimsi kümeler oluşturma eğilimindeydi14. Bu çalışma kültürlenmiş hücreler üzerinde yapılırken, pipet tritürasyonu veya enzimatik sindirimin tek başına eksikliklerine değinmektedir.
Manuel ve otomatik mekanik ayrışmanın yan yana karşılaştırmaları eksiktir. Bununla birlikte, bir grup, ticari papain veya tripsin enzimatik ayrışma kitleri16 ile birlikte tüm fare beyinlerinin manuel ve yarı otomatik mekanik ayrışmasını karşılaştırmak için akış sitometrisini çalıştırdı. Ayrışıcı ile işleme daha tutarlı bir şekilde canlı hücreler verdi16. Ayrışmayı takiben, yazarlar ayrıca Prominin-1 hücrelerini, nöronal öncü hücreleri ve mikroglia16'yı izole ettiler. Üç izole hücre popülasyonundan ikisi için, izole hücrelerin saflığı, örnekler ayrışıcı ile işlendiğinde, manuel olarak16'ya kıyasla biraz daha yüksekti. Reiß ve ark., pipetleme tekniğinde kişiden kişiye değişkenliğin, doku ayrışmasında canlı hücre popülasyonu veriminin tekrarlanabilirliğini engellediğini belirtmiştir16. Yazarlar, otomatik mekanik ayrışmanın numune işlemeyi standartlaştırdığı sonucuna varmışlardır16.
Bu makalede özetlenen ayrışma yöntemi, ticari bir yetişkin beyin ayrışma kiti17'ye eşlik eden çözeltiler kullanılarak, tam otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik sindirimin bir kombinasyonudur. Standart protokollerden farklı olarak, bu optimize edilmiş protokol numune manipülasyonunu azaltır, son derece uygulanabilir tek hücreli bir süspansiyon sağlar ve minimum miktarda başlangıç dokusunun işlenmesi için tasarlanmıştır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Deneyler, UAMS'deki Kurumsal Hayvan Bakımı ve Kullanımı Komitesi tarafından onaylanan etik standartlara uygun olarak gerçekleştirilmiştir. 6 aylık dişi C57Bl6 / J vahşi tip fareler satın alındı ve sabit bir 12 saatlik aydınlık / karanlık döngüsü altında grup barındırıldı (kafes başına 4 fare).
1. Reaktiflerin hazırlanması
- Sabitlenebilir canlı/ölü leke suyu çözeltisi hazırlayın. Floresan boyasını 20 μL dimetil sülfoksit (DMSO) ile yeniden oluşturun.
- Şişeyi folyoya sarın, "Yeniden Yapılandırılmış" olarak etiketleyin ve altı aya kadar -20 ° C'de saklayın.
- Heparin ile% 0.9'luk bir salin çözeltisi hazırlayın. Bir şişe heparin sodyumun içeriğini (10 mL başına 10.000 USP birimi) 1 L çift damıtılmış suda (ddH2O) seyreltin.
- Hayvan başına yaklaşık 45 mL için yeterince hazırlayın ve bir haftaya kadar 4 ° C'de saklayın.
- % 1 paraformaldehit (PFA) yapın.
- Bir duman davlumbazında, bir sıcak plakayı 50 ° C'ye ısıtın. Bir mikrodalgada, bir cam kabın içinde 100 mL ddH2O'yu yaklaşık 60 ° C'ye ısıtın. Manyetik bir karıştırma çubuğu ekleyin ve sıcak plakaya aktarın.
- Davlumbazda, 1 g PFA tartın ve ddH2O'nun kabına ekleyin 0.1125 g NaOH kristalleri ekleyin ve çözülene kadar karıştırın (5-10 dakika).
- 0.4 g NaPO 4- monobazik ekleyin ve eriyene kadar karıştırın (2-5 dk). Çözeltiyi vakumla filtreleyin ve HCl ve NaOH ile pH'ı 7.4'e ayarlayın.
- Depolamadan önce buzda veya 4°C'de 30 dakika soğutun.
NOT: 1,5 mL'lik alipotlar bir yıl boyunca -20 °C'de saklanabilir. Donma-çözülme döngülerinden kaçının. Çözüldükten sonra, çözelti bulanıklaşırsa veya bir çökelti oluşursa, çözelti kullanılmamalıdır.
DİKKAT: Toksik, yanıcı. PFA ile her zaman uygun kişisel koruyucu ekipman giyen havalandırmalı bir başlık altında çalışın.
- Liyofilize Enzim A'yı 1 mL Tampon A ile yeniden askıya alın. Çözümü vortekse etmeyin.
NOT: Enzim A ve Tampon A'nın yanı sıra A, Y ve Z tamponları, ticari Yetişkin Beyin Ayrışma Kiti17'deki reaktiflerdir. - Enzim P'yi 50 μL'lik alikotlara bölün ve Enzim A'yı 10 μL alikotlara geri koyun. Kit talimatlarına göre, altı aya kadar -20 ° C'de saklayın. Donma-çözülme döngülerinden kaçının.
2. Deney günü
- Masa üstü santrifüjü 4 °C'ye soğutun.
- Kademeli olarak çözülmesi için PFA'nın aliquot'larını buzdolabına yerleştirin.
- Yeniden oluşturulmuş canlı/ölü lekeyi oda sıcaklığında çözülmesi için karanlıkta (örneğin bir çekmece) yerleştirin.
- Sığır serum albümini (BSA) tamponunu hazırlayın. Kalsiyum ve magnezyum (D-PBS), pH 7.2 içermeyen 1x Dulbecco'nun fosfat tamponlu çözeltisinin 100 mL'sine 0.5 g BSA ekleyin.
- Bir karıştırma çubuğu ekleyin ve 30 dakika boyunca bir karıştırma tabağında karıştırın. 50 mL konik tüplere aktarın ve 4 °C'de saklayın.
NOT: Her zaman taze hazırlanmış BSA tamponu kullanın. - Canlı / ölü leke çalışma seyreltmesi hazırlayın. Yeniden yapılandırılmış canlı/ölü leke suyu çözeltisinden 1 μL'yi 360 μL D-PBS'ye ekleyin ve oda sıcaklığında karanlıkta (örneğin bir çekmece veya kutu) saklayın. Numune başına 50 μL çalışma seyreltmesi hazırlayın.
3. Perfüzyon
- Tuzlu su çözeltisini heparin ile buz üzerine yerleştirin.
- Oksijeni açın, küçük hayvan anestezi buharlaştırıcı sistemindeki debimetre gösterge topunu 1 L / dak'ya ayarlayın. Yeterli oksijen basıncı ve izofluran olduğundan emin olun.
- Buharlaştırıcı kadranını %3,5'e ayarlayın (indüksiyon ve bakım için).
- Perfüzyon pompa hatlarını salin/heparin çözeltisi ile astarlayın. Hızı 6 mL/dk olarak ayarlayın.
- Fareyi indüksiyon odasına yerleştirin, havalandırmayı açın ve fare yanıt vermeyene kadar birkaç dakika bekleyin. Zararlı çimdiklemeye pedal çekilmesi olmadan yeterli anestezi derinliğini onaylayın.
- Fareyi sırt üstü diseksiyon tepsisine yerleştirin, burnu burun konisinde. Zararlı bir sıkışmaya pedal çekilmesinin olmaması yoluyla tam anestezinin ikincil bir onayını gerçekleştirin. Dört pençeyi de tepsiye sabitleyin.
- Hayvanın karnına% 20 etanol püskürtün.
- Forseps kullanarak, alt karnı sıkıştırın ve cildi kaldırın. Kürk ve cildi göğüs kafesinin dibine kesmek için makas kullanın.
- Göğüs kafesinin altından her omuza doğru iki çapraz kesi yapın.
- Diyaframı dikkatlice rezeke edin (akciğerlerden ve kalpten kaçının). Kalbi açığa çıkarmak için göğüs kafesini rezeke edin.
- Kalbin etrafındaki herhangi bir bağ dokusunu dikkatlice kesin.
NOT: 3.10-3.11 arasındaki adımlar kritiktir; yeterlilik ve el becerisi ile gerçekleştirmek. - Sağ atriyumu kırpmak için makası kullanın (kalbin sol üst köşesindeki koyu renkli lob). İzofluran akışını havalandırmaya kapatın.
- Forseps ile kalbi sabit tutun. Kelebek iğnesinin eğimi yukarı bakacak şekilde, iğne seviyesini ve hayvana paralel tutarken sol ventrikülü delin.
- İğneyi yerinde tutun, pompayı açın ve kalpten çıkan sıvı opak olana ve karaciğer ve akciğerler soluk olana kadar en az 30 mL salin / heparin çözeltisini perfüze edin.
NOT: 3.13-3.14 arasındaki adımlar kritiktir; yeterlilik ve el becerisi ile gerçekleştirmek. - Pompayı kapatın, iğneyi çıkarın ve fareyi diseksiyon alanına aktarın.
4. Diseksiyon
- Büyük cerrahi makas kullanarak, başın başını kesin.
- Kürkü başın arkasından gözlere kadar kesin. Kafatasını ortaya çıkarmak için cildi tekrar soyun.
- Kafatasını gözlerin arasına kesin. Kafatasının arkasında, saat 10 ve 2 pozisyonlarında iki kesim yapın, ardından kafatasının orta sagital çizgisi boyunca gözler arasındaki orijinal kesime kadar uzun bir kesim yapın (beyne zarar vermemek için uçları yukarı doğru tutun).
- Kafatasının iki yarısını yanlara doğru soymak için forseps kullanın. Beyni çıkarmak için bir spatula kullanın ve soğuk D-PBS ile dolu buz üzerinde 60 mm'lik bir cam Petri kabına yerleştirin (Şekil 1).
- Her yarım küreyi ayırmak için bir neşter veya tıraş bıçağı kullanın. Sonra koku ampullerini ve beyinciği çıkarın.
- Hipokampus açığa çıkana kadar orta beyni çıkarmak için forseps kullanın.
- Beyni forseps ile sabitleyin. İkinci bir forseps seti kullanarak, hipokampüsü her yarım küreden nazikçe kızdırın ve her iki hipokampusu da soğuk D-PBS içeren etiketli 1.5 mL'lik bir tüpe aktarın.
- Fareden iki hipokampiyi içeren örnek tüpü buzun üzerine yerleştirin.
5. Her numune için Enzim Karışımı 1 ve 2'yi hazırlayın
NOT: 2 mL'den büyük hacimler için 10 mL'lik serolojik pipet kullanın; hacimler için 200 μL-2 mL, 1000 μL pipet kullanın; hacimler için, 21-199 μL, 200 μL'lik bir pipet kullanın; hacimler için, 2-20 μL, 20 μL'lik bir pipet kullanın; 2 μL'nin altındaki hacimler için 0-2 μL'lik bir pipet kullanın.
- Her numune için, Enzim P ve Enzim A'nın her biri bir aliquot'u oda sıcaklığında çözün.
- Enzim karışımı 1 için, 50 μL Enzim P ve 1900 μL Tampon Z'yi etiketli bir C Tüpünde (Malzeme Tablosu) birleştirin.
- Enzim karışımı 2 için, Enzim A'nın çözülmüş 10 μL alikotuna 20 μL Tampon Y ekleyin.
6. Yetişkin beyin ayrışma protokolü17
NOT: Numunelerle çalışırken, tüpler oda sıcaklığında bir tüp rafına yerleştirilmeli, BSA ve D-PBS ise aksi belirtilmedikçe buz üzerinde kalmalıdır.
- Ayrıştırıcıyı açın.
- Hipokampi doku parçalarını C Tüpüne aktarmak için forseps kullanın.
- 30 μL Enzim karışımı 2'yi C Tüpüne aktarın. Gerginlik hissedilene kadar kapağı bükün, ardından tıklayana kadar sıkın.
- C Tüpünü baş aşağı ayrıştırıcının bir konumuna yerleştirin; örneğe Seçilen durumu atanacaktır (Şekil 2). Isıtıcıyı C Tüpünün üzerine sabitleyin.
- Klasör simgesine basın, Sık Kullanılanlar klasörünü seçin, 37C_ABDK_02 programına gidin ve seçin. Programı seçilen tüm C tüplerine uygulamak için Tamam'a tıklayın, ardından Başlat'a dokunun (Şekil 2).
- Numune başına bir adet 50 mL konik tüp etiketleyin.
- Her 50 mL konik tüpe 70 μm'lik bir hücre süzgeci yerleştirin ve 2 mL BSA tamponu ile ıslatın.
- Programın tamamlanmasının ardından, ısıtıcıyı ve C tüpünü ayrıştırıcıdan çıkarın.
- Numuneye 4 mL BSA tamponu ekleyin ve karışımı 50 mL konik tüp üzerindeki hücre süzgecine uygulayın.
- C Tüpüne 10 mL D-PBS ekleyin, kapatın ve çözeltiyi yavaşça döndürün. 50 mL konik tüp üzerindeki hücre süzgecine uygulayın.
- Hücre süzgecini ve C Tüpünü atın. Süspansiyonu 300 x g'de 4 ° C'de 10 dakika boyunca santrifüj yapın. Ardından, süpernatantı aspire edin ve atın.
7. Enkaz kaldırma
- Peleti 1550 μL soğuk D-PBS ile yeniden askıya alın ve süspansiyonu etiketli 15 mL konik bir tüpe aktarın.
- 450 μL soğuk Enkaz Giderme Çözeltisi ve pipeti yukarı ve aşağı ekleyin (vorteks yapmayın).
NOT: Enkaz Kaldırma Çözümü, ticari Adult Brian Dissociation Kit17'deki bir reaktiftir. - Hücre süspansiyonunun üzerine yavaşça 1 mL soğuk D-PBS yerleştirin ve ucu konik tüpün duvarına karşı tutun. Toplam kaplama 2 mL olana kadar tekrarlayın.
NOT: Bu adım kritiktir; yeterlilik ve el becerisi ile gerçekleştirmek. - Tam hızlanma ve tam fren ile 4 °C'de 10 dakika boyunca 3000 x g'de santrifüj.
NOT: Aşamalar açıkça ayrılmamışsa, 7.2-7.3 arasındaki adımları yineleyin. 4 °C'de 10 dakika boyunca 1000 x g'de son kez santrifüj yapın. - Süspansiyon şimdi üç ayrı katmandan oluşmalıdır (Şekil 3). En üst tabakayı aspire edin. Beyaz orta tabakayı aspire etmek için pipet ucunu ileri geri süpürün. En alt katmanı rahatsız etmeden orta katmanın mümkün olduğunca çoğunu çıkarın.
NOT: Bu adım kritiktir; yeterlilik ve el becerisi ile gerçekleştirmek. - Karıştırmak için 2 mL soğuk D-PBS ve pipeti yukarı ve aşağı ekleyin.
- Tam hızlanma ve tam fren ile 4 °C'de 10 dakika boyunca 1000 x g'de santrifüj. Süper natantı aspire edin ve atın. Peleti 1 mL BSA tamponunda yeniden askıya alın.
NOT: Hücreler uygun tamponda yeniden askıya alınabilir, daha sonra manyetik olarak etiketlenebilir ve bu noktada tek hücreli dizilemeye hazırlık olarak izole edilebilir.
8. Hücre sayısı
- Üreticinin kullanılabilir hücre sayacı protokolüne göre hücre sayımı gerçekleştirin ( Malzeme Tablosunda bir seçenek belirtilmiştir)
9. Canlı / ölü leke
- Kalan 900 μL'yi (7,7'den itibaren) 1000 x g'de 4 °C'de 10 dakika boyunca tam hızlanma ve tam fren ile santrifüj edin.
- Numune dönerken, numune başına bir akış tüpü etiketleyin ve ışığa maruz kalmayı sınırlamak için folyoya sarın.
- Süper natantı aspire edin ve atın.
- Peleti 50 μL seyreltilmiş canlı/ölü leke (önceden hazırlanmış) içinde yeniden askıya alın.
NOT: Bu adım düşük ışıklı bir ortamda gerçekleştirilmelidir. Bunu başarmak için baş üstü oda ışıklarını kapatın. - Her numuneyi ilgili etiketli akış tüpüne aktarın ve karanlıkta 8-10 dakika boyunca oda sıcaklığında inkübe edin (örneğin, bir çekmece veya kutu).
- 500 μL BSA tamponu ekleyin ve tam hızlanma ve tam fren ile 4 °C'de 10 dakika boyunca 1000 x g'de santrifüj yapın.
- Süper natantı aspire edin ve atın.
NOT: Pelet görünmeyebilir; Peletin istemeden aspire edilmemesi için geride az miktarda tampon bırakın. Hücreler bu noktada uygun tamponda yeniden askıya alınabilir, bloke edilebilir ve hücreye özgü antikorlarla boyanabilir. Örnek protokol 18 için Ek Dosya 1'e bakın.
10. Fiksasyon (isteğe bağlı)
- Peleti 200 μL% 1 PFA'da (önceden hazırlanmış) yeniden askıya alın. 4 °C'de 15 dakika boyunca inkübe edin.
- 500 μL D-PBS ekleyerek yıkayın ve 4 °C'de 10 dakika boyunca 300 x g'de santrifüj yapın.
- Süper natantı aspire edin.
NOT: Pelet görünmeyebilir; Peletin istemeden aspire edilmemesi için geride az miktarda tampon bırakın. - Peleti 200 μL D-PBS içinde yeniden askıya alın ve 3 güne kadar 4 ° C'de saklayın.
11. Akış sitometrisi
- Yeni tüplerdeki filtre kapaklarını etiketleyin.
- 1 mL'lik bir pipet kullanarak, her numuneyi filtre kapağına pipetleyin.
- 4 ° C'de 200 x g'de kısa bir süre santrifüj, sadece santrifüjün çalışmayı durdurmadan önce 200 x g'ye ulaşmasına izin verir.
- Aşağı akış analizi için akış sitometri çekirdeğine geçin.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Numuneler çekirdek bir tesiste bir akış sitometresi ile işlendi ve elde edilen veriler akış analizi için bir yazılım paketi ile değerlendirildi. Daha önce, kompanzasyon kontrolleri analiz edildi - canlı / ölü leke ve negatif kontrol. Birden fazla florokrom kullanılıyorsa, her antikor için floresan eksi bir (FMO) kontrolleri ve tek lekeli kontroller hazırlanmalıdır. Deneysel örnekler için spektral örtüşme tazminatı, analiz edilen kontrollere dayanarak hesaplanmıştır. Hücre popülasyonu tanımlaması için hiyerarşik bir geçit stratejisi kullanılmıştır. Birincil kapı, ileri saçılma (hücre boyutu) ve yan saçılma (ayrıntılılık) grafiği 19,20'deki kalıntıları dışladı. Daha sonra, ölü hücreler hariç tutuldu (Şekil 4, Şekil 5, Şekil 6, Ek Şekil 1, Ek Şekil 2, Ek Şekil 3 ve Ek Şekil 4). Aşağıdaki kapı, Miyelin Temel Proteini için pozitif hücreleri dışladı (Ek Şekil 4). Kalan hücrelerden, her florokrom için pozitif hücrelerin yoğunluk grafikleri oluşturulmuştur (Ek Şekil 4). Her nöronal hücre popülasyonunun sıklığı üçüncü kapıdan hesaplandı (Ek Şekil 4). Manuel mekanik ayrışma 21 ve enzimatik sindirim ile işlenen örnekler, ilgilenilen hücrelerin önemli ölçüde daha düşük bir popülasyonunu vermiştir (Ek Dosya 221, Şekil 4 ve Ek Şekil 1). Tersine, otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik sindirim yoluyla hazırlanan hem sabit hem de taze örnekler, ilgilenilen hücrelerin popülasyonunu birkaç kat daha büyük hale getirdi (Şekil 5, Şekil 6, Ek Şekil 2 ve Ek Şekil 3).
Şekil 1: Fare beyni . (A) Düzgün perfüzyon. (B) Perfüze edilmemiş. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 2: Adım 6.4'te seçilen durum. Bu şeklin daha büyük bir sürümünü görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 3: Adım 7.5'te üç katmanlı süspansiyon: Tampon (üst katman), hücre kalıntıları, enkaz kaldırma çözeltisi ve hücreler (alt katman). Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 4: Pasteur pipet tritürasyonu ve enzimatik çürütme ile manuel ayrışma kombinasyonu kullanılarak işlenen sabit numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ilki. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 5: Otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik sindirimin bir kombinasyonu kullanılarak işlenen taze numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ilki. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Şekil 6: Otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik çürütme kombinasyonu kullanılarak işlenen sabit numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ilki. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görüntülemek için lütfen buraya tıklayın.
Ek Şekil 1: Manuel Pasteur pipet tritürasyon ayrışması ve enzimatik çürütme kombinasyonu kullanılarak işlenen sabit numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ikincisi. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Ek Şekil 2: Otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik çürütme kombinasyonu kullanılarak işlenen taze numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ikincisi. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Ek Şekil 3: Otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik çürütme kombinasyonu kullanılarak işlenen sabit numunelerin temsili analizi. Aynı anda işlenen iki numuneden ikincisi. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Ek Şekil 4: Otomatik mekanik ayrışma ve enzimatik çürütme kombinasyonu kullanılarak işlenen lekeli ve sabit numunelerin temsili analizi. (A) İlgilenilen hücresel popülasyon olan hücrelerin yüzdesi. (B) Canlı hücreler olan ilgili nüfusun yüzdesi. (C). MBP- Hücreler. (D). PSA-NCAM + hücreleri (Nöronal Öncü Hücreler). (E). ACSA2+ hücreleri (Astrositler). (F). CD31+ hücreleri (Endotelyal). (G). CD11b+ hücreleri (Microglia). Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Ek Dosya 1: Boyama protokolü. Hücre yüzey belirteçlerinin immünoboyaması için örnek bir boyama protokolü. Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Ek Dosya 2: Uyarlanmış manuel mekanik ve enzimatik ayrışma protokolü. Bu yöntem daha önce yayınlanmış bir protokol21'den uyarlanmıştır. Bu Dosyayı indirmek için lütfen tıklayınız.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Bu nöral ayrışma protokolündeki birkaç adım, yeterli teknik ve el becerisi gerektirir – perfüzyon, süpernatant aspirasyon ve miyelin çıkarılması. Perfüzyon süreci boyunca, iç organlar sağlam kalmalıdır (diyaframı çıkarmak ve kalbi kırpmak dışında); bu, kelebek iğnesi ile kalbin üst odalarından kaçınmayı içerir. İhtiyaç duyulan heparin ile salin miktarı değişirken, kalpten akan şeffaf sıvı işlemin tamamlandığını gösterir. Beyin tamamen ve uygun şekilde perfüze edilmelidir, bu noktada kirli beyaz görünecektir (Şekil 1). Perfüzyon ile, kırmızı kan hücresi çıkarma adımı yabancı hale gelir ve hücre kaybına neden olabilecek örneklerin aşırı manipülasyonunu ortadan kaldırır. Daha sonra, enkaz kaldırma adımı sabit bir el gerektirir. Santrifüjlemenin D-PBS bindirmesini takiben açıkça tanımlanmış katmanlarla sonuçlanması için (Şekil 3), katmanların taşıma sırasında veya pipetleme sırasında rahatsız edilmemesi gerekir. Ek olarak, üst iki katmanı aspire ederken, geride yeterince büyük bir örnek bırakırken aşırı hücre kalıntılarını ortadan kaldırmak için yeterli süspansiyon çıkarılmalıdır. Bu, ölü hücrelerin spesifik olmayan bir şekilde bağlanma ve otofloresan22,23 olma olasılığı daha yüksek olduğu için önemli bir adımdır ve sürekli olarak yüksek hücre canlılığı ile sonuçlanan bir yöntem seçmenin önemini daha da vurgulamaktadır. Son olarak, süpernatanı aspire ederken, pelet her zaman görünür olmayabilir. Numunenin yanlışlıkla atılmamasını sağlamak için az miktarda artık süpernatant bırakılmalıdır.
Numuneleri sabitlemenin avantajları ve dezavantajları vardır. Tüm antikor belirteçleri fiksasyonla uyumlu değildir, bu da ilgilenilen hücre popülasyonlarına bağlı olarak aşağı akış analizini sınırlar. Ayrıca, aşırı konsantre PFA kullanmak veya hücreleri uzun süre fiksatif içinde bırakmak, otofloresan ve yanlış pozitif okumalara neden olabilir, böylece sonuçları24,25 karıştırabilir. % 1'lik bir PFA çözeltisi kullanarak ve hücrelerin maruz kalmasını en aza indirerek, yanlış pozitif okumaların olasılığı büyük ölçüde azalır. Bu prosedür ayrıntılı olduğundan ve birçok zamanlama değişkenine sahip olduğundan, taze hücrelerin kullanılması, hücrelerin canlı kalmasını sağlamak için laboratuvarları katı zaman kısıtlamaları altına sokar. Fiksasyon, ertesi gün analiz için hücre yapısını korur.
Tek hücreli analiz, tedavi etkinliği, hücre fonksiyonu ve hastalık veya tedavi etki mekanizmaları hakkında önemli bilgiler sağlayabilir. Örnek yöntemler arasında tek hücreli DNA ve RNA dizilimi 26,27, uçuş zamanına göre sitometri22,28, akış sitometrisi ve immünohistokimya sayılabilir. Tek hücreli mRNA dizilimi ile, numune toplama sırasındaki gen ekspresyonu, hücre tipine özgü içgörüler sağlayabilir26. Örneğin, bir araştırma grubu, dorsomedial striatum27'den orta dikenli nöron alt tiplerini eksprese eden D1 ve D2 dopamin reseptörleri üzerinde tek hücreli RNA dizilimi gerçekleştirdi. Grup, yeni alt tipe özgü belirteç genlerini tespit ederek ve daha önce ve yanlış bir şekilde tek hücreli çözünürlük eksikliği nedeniyle farklı şekilde eksprese edildiği bildirilen genleri tanımlayarak orta dikenli nöronların transkriptomunu yeniden tanımladı27. Ho ve ark., hücre tipine özgü ilaç hedeflerini keşfetmede tek hücreli RNA diziliminin potansiyelini vurguladı27. Tek hücreli DNA dizilimi ile, gen ekspresyonundaki değişiklikler, DNA ve histon modifikasyonları, kromatin erişilebilirliği ve kromatin konformasyonu26 ölçülerek tanımlanabilir. Tek çekirdekli DNA metilasyonunu ölçerken, Liu ve ark. 45 fare beyin bölgesinden oluşan tek hücreli bir DNA metilom atlası inşa ettiler ve 161 nöronal hücre tipi29 tanımladılar. Tek hücreli dizileme için numune hazırlama, özellikle tek hücrelerin izolasyonu ve kalıntıların giderilmesi daha karmaşıktır. Mattei ve ark., enzimatik ve mekanik ayrışmanın transkriptomik ve proteotip profilleme üzerindeki etkisini inceleyerek, nöral ayrışma yöntemlerinin doğal olarak bir önyargı seviyesigetirdiğini belirtmişlerdir 30. Birkaç grup, verimli çalışmanın, buz üzerinde diseksiyon yapmanın ve transkripsiyonel inhibitörleri kullanmanın önemini belirtmiştir 26,30,31. Mattei ve ark. ayrıca analizi bilgilendirmek için etkilenen genleri ve proteinleri tanımladılar30. Bununla birlikte, bu teknikler hala toplu doku transkriptomikleri26,27 tarafından eşsiz olan hücresel yapı taşları hakkında ayrıntılı bilgiler sunmaktadır.
Akış sitometrisi, floresan probları kullanarak tek hücreli popülasyonların parametrelerini aynı anda tanımlayabilen ve ölçebilen güçlü bir analitik araçtır. Akış sitometrelerinin bazı uygulamaları arasında hücre döngüsü analizi, hücre sıralama, canlılık, fenotipleme, hücre proliferasyonu ve fonksiyonel analizlerbulunur 32,33. Bu uygulamaların çoğu, hücre yüzey proteinlerinin erişilebilirliği nedeniyle yüzey boyamasını kullanır. Bu proteinler, soy, gelişim aşaması ve fonksiyon19,32,33'e göre spesifik hücre popülasyonlarını tanımlamak için boyanabilir. Örneğin, astrositlerin, endotel hücrelerinin, nöronal öncü hücrelerin ve mikroglia34'ün popülasyonlarını tanımlamak için örnekler yüzey boyanabilir. Canlı hücrelerin yüzey proteinlerini boyarken birincil avantaj, daha fazla aşağı akış analizi yapma seçeneğini korurken hücreleri sıralayabilmektir34. Yüzey boyama teknikleri oldukça standart olsa da, hücre içi boyama daha hassas bir işlemdir. Hücre içi akış sitometrisi ile, antikorun hücre zarını geçmesine izin vermek için boyama işleminden önce hücreler sabitlenmeli ve geçirgenleştirilmelidir 20,32,33,34. İdeal olarak, hücre morfolojisi bozulmadan kalacaktır; Bununla birlikte, geçirgenlik, antikor tespitini olumsuz yönde etkileyecek protein denatürasyonu riski taşır22,34. Daha fazla aşağı akış analizinin bazı yöntemleri, hücreler sabitlendikten sonra artık bir seçenek değildir20. Hücre içi boyamanın dezavantajları yüzey boyamasından daha belirgin olsa da, birincisi, aksi takdirde makul olmayacak hücre içi moleküllerin tespitine ve analizine izin verir. Ek olarak, hücre yüzeyi ve hücre içi boyama prosedürleri, belirli hücre tiplerini kesin olarak tanımlamak veya aynı anda ek parametreleri değerlendirmek için birleştirilebilir20,28,34.
Hücresel analiz için gerekli olan tek hücreli süspansiyonu hazırlamak için kullanılabilecek çeşitli nöral ayrışma yöntemleri vardır, ancak bunlar eşit derecede etkili değildir. Standartlaştırılmış kitler ve yukarıda belirtilen tekniklerle karşılaştırıldığında, bu özel nöral ayrışma yöntemi, az miktarda dokuyu işlemek için tasarlanmıştır, oldukça uygulanabilir bir tek hücreli süspansiyon (% >90) verir ve deneyi kolaylaştırır. Bu protokolle, diğer laboratuvarlar nöral ayrışmayı güvenilir ve tekrarlanabilir bir şekilde gerçekleştirmek için donatılmıştır.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Yazarların açıklayacak hiçbir şeyleri yoktur.
Acknowledgments
Aimee Rogers'a uygulamalı eğitim ve sürekli ürün desteği sağladığı için teşekkür ederiz. Dr. Amanda Burke'e devam eden sorun giderme ve açıklayıcı tartışmalar için teşekkür ederiz. Meredith Joheim ve UAMS Bilim İletişim Grubu'na bu makalenin gramer düzenlemesi ve biçimlendirmesi için teşekkür ederiz. Bu çalışma NIH R25GM083247 ve NIH 1R01CA258673 (A.R.A.) tarafından desteklenmiştir.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 1.5 mL Microcentrifuge Tubes | Fisher Scientific | 02-682-003 | Basix, assorted color |
| 15 mL Falcon Tubes | Becton Dickinson Labware Europe | 352009 | Polystyrene |
| 25 mL Serological Pipets | Fisher Scientific | 14-955-235 | |
| 5 mL Round Bottom Polystyrene Test Tube | Falcon | 352052 | |
| 500 mL Vacuum Filter/ Storage Bottle System | Corning | 431097 | |
| 70 μm cell strainer | Fisher Scientific | 08-771-2 | |
| Adult Brain Dissociation Kit | Miltenyi Biotec | 130-107-677 | Contains Enzyme P, Buffer Z, Buffer Y, Enzyme A, Buffer A, Debris Removal Solution |
| Aluminum Foil | Fisher Scientific | 01-213-105 | |
| Anti-ACSA-2-PE-Vio770, mouse, clone REA969 | Miltenyi Biotec | 130-116-246 | |
| Anti-Myelin Basic Protein | Sigma-Aldrich | M3821-100UG | |
| Anti-PSA-NCAM-PE, human, mouse and rat, Clone 2-2B | Miltenyi Biotec | 130-117-394 | |
| BD LSRFortessa | BD | ||
| BSA | Sigma-Aldrich | A7906-50G | |
| CD11b-VioBlue, mouse, Clone REA592 | Miltenyi Biotec | 130-113-810 | |
| CD31 Antibody | Miltenyi Biotec | 130-111-541 | |
| Ceramic Hot Plate Stirrer | Fisher Scientific | 11-100-100SH | |
| Dimethyl Sulfoxide | Fisher Scientific | BP231-100 | |
| Ethanol | Pharmco by Greenfield Global | 111000200 | |
| Falcon 50 mL Conical Centrifuge Tubes | Fisher Scientific | 14-432-22 | |
| Fine Scissors - Sharp | Fine Science Tools | 14060-09 | Perfusion |
| FlowJo | BD | (v10.7.0) | |
| gentleMACS C Tubes | Miltenyi Biotec | 130-093-237 | |
| gentleMACS Octo Dissociator with Heaters | Miltenyi Biotec | 130-096-427 | |
| Gibco DPBS (1X) | ThermoFisher Scientific | 14190144 | |
| Glass Beaker | Fisher Scientific | 02-555-25A | |
| Heparin sodium | Fresenius Kabi | 504011 | |
| LIVE/DEAD Fixable Aqua Dead Cell Stain Kit | ThermoFisher | L34965 | |
| Magnetic Stir Bar | Fisher Scientific | 14-513-51 | |
| Noyes Spring Scissors | Fine Science Tools | 15012-12 | Dissection |
| Paraformaldehyde | Sigma-Aldrich | 441244-3KG | Prilled, 95% |
| Pipette tips GP LTS 20 µL 960A/10 | Rainin | 30389270 | |
| Pipette Tips GP LTS 250 µL 960A/10 | Rainin | 30389277 | |
| Pipette tips RT LTS 1000 µL FL 768A/8 | Rainin | 30389213 | |
| Rainin Pipet-Lite XLS (2, 20, 200, 1000 μL) | Rainin | 30386597 | |
| RBXMO FITC XADS | Fisher Scientific | A16167 | |
| Round Ice Bucket with Lid | Fisher Scientific | 07-210-129 | |
| Round-Bottom Tubes with Cell Strainer Cap | Falcon | 100-0087 | |
| S1 Pipet Fillers | ThermoFisher Scientific | 9541 | |
| Spatula & Probe | Fine Science Tools | 10090-13 | Dissection & Perfusion |
| Surflo Winged Infusion Set 23 G x 3/4" | Termuno | SV-23BLK | Butterfly needle |
| Test Tube Rack | Fisher Scientific | 14-809-37 | |
| Thermo Scientific Legend XTR Centrifuge | ThermoFisher | discontinued | Or other standard table top centrifuge |
| Variable-Flow Peristaltic Pump | Fisher Scientific | 13-876-2 | Low-flow model |
| VetFlo Starter Kit for Mice | Kent Scientific | VetFlo-MSEKIT | Anesthesia mask, tubing, induction chamber, charcoal canisters |
| VetFlo Vaporizer Single Channel Anesthesia System | Kent Scientific | VetFlo-1210S | 0.2–4 LPM |
| Vi-CELL XR Cell Viability Analyzer | Beckman Coulter Life Sciences | 731196 | Cell Counting |
| Vi-CELL XR 4 Bags of Sample Vials | Beckman Coulter Life Sciences | 383721 | Cell Counting |
References
- Andersen, P., Morris, R., Amaral, D., Bliss, T., O'Keefe, J. The Hippocampus Book. , Oxford University Press, Inc. (2007).
- Kempermann, G., Kuhn, H. G., Gage, F. H. Genetic influence on neurogenesis in the dentate gyrus of adult mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 94, 10409-10414 (1997).
- Zhao, C., Deng, W., Gage, F. H. Mechanisms and Functional Implications of Adult Neurogenesis. Cell. 132, 645-660 (2008).
- Kempermann, G., Song, H., Gage, F. H. Neurogenesis in the adult hippocampus. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 7, 018812 (2015).
- Bond, A. M., Ming, G. L., Song, H. Adult mammalian neural stem cells and neurogenesis: Five decades later. Cell Stem Cell. 17, 385-395 (2015).
- Sato, K. Effects of microglia on neurogenesis. Glia. 63, 1394-1405 (2015).
- Lee, V. M., Scientist, S., Louis, S. A., Reynolds, B. A. Neural stem cells. , Available from: http://www.stemcell.com/media/files/minireview/MR29019-Neural_Stem_Cells.pdf (2015).
- Mu, Y., Lee, S. W., Gage, F. H. Signaling in adult neurogenesis. Current Opinion in Neurobiology. 20, 416-423 (2010).
- Fares, J., Diab, Z. B., Nabha, S., Fares, Y. Neurogenesis in the adult hippocampus: history, regulation, and prospective roles. International Journal of Neuroscience. 129, 598-611 (2018).
- Tosun, M., Semerci, F., Maletic-Savatic, M. Heterogeneity of stem cells in the hippocampus. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1169, 31-53 (2019).
- Abbott, L. C., Nigussie, F. Adult neurogenesis in the mammalian dentate gyrus. Journal of Veterinary Medicine Series C: Anatomia Histologia Embryologia. 49, 3-16 (2020).
- Rodrigues, G. M., Fernandes, T. G., Rodrigues, C. A., Cabral, J. M., Diogo, M. M. Purification of human induced pluripotent stem cell-derived neural precursors using magnetic activated cell sorting. Methods in Molecular Biology. 1283, Clifton, N.J. 137-145 (2015).
- Ko, I. K., Kato, K., Iwata, H. Parallel analysis of multiple surface markers expressed on rat neural stem cells using antibody microarrays. Biomaterials. 26, 4882-4891 (2005).
- Jager, L. D., et al. Effect of enzymatic and mechanical methods of dissociation on neural progenitor cells derived from induced pluripotent stem cells. Advances in Medical Sciences. 61 (1), 78-84 (2017).
- Volovitz, I., et al. A non-aggressive, highly efficient, enzymatic method for dissociation of human brain-tumors and brain-tissues to viable single-cells. BMC Neuroscience. 17, 1-10 (2016).
- Reiß, S., Herzig, I., Schmitz, J., Bosio, A., Pennartz, S. Semi-automated tissue dissociation and preserved epitope integrity optimize immunomagnetic sorting of neural cells. , Available from: www.miltenyibiotec.com (2021).
- Adult brain dissociation kit: mouse and rat. Miltenyi Biotec. , Available from: https://www.miltenyibiotec.com/upload/assets/IM0011920.pdf (2020).
- Cell surface flow cytometry staining protocol. Miltenyi Biotec. , Available from: https://www.miltenyibiotec.com/US-en/applications/all-protocols/cell-surface-flow-cytometry-straining-protocol-pbs-bsa-1-50.html (2021).
- Finak, G., Jiang, W., Gottardo, R. CytoML for cross-platform cytometry data sharing. Cytometry Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 93, 1189-1196 (2018).
- Turaç, G., et al. Combined flow cytometric analysis of surface and intracellular antigens reveals surface molecule markers of human neuropoiesis. PLoS One. 8, 1-14 (2013).
- Schwarz, J. M. Using fluorescence activated cell sorting to examine cell-type-specific gene expression in rat brain tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (99), e52537 (2015).
- Brummelman, J. application and computational analysis of high-dimensional fluorescent antibody panels for single-cell flow cytometry. Nature Protocols. 14, 1946-1969 (2019).
- Recommended controls for flow cytometry. Abcam. , Available from: https://www.abam.com/protocols/recommended-conntrols-for-flow-cytometry (2021).
- Fixing cells with paraformaldehyde (PFA) for flow cytometry. , Available from: https://flowcytometry.utoronto.ca/wp-content/uploads/2016/02/FixingCells_PFA.pdf (2021).
- Stewart, J. C., Villasmil, M. L., Frampton, M. W. Changes in fluorescence intensity of selected leukocyte surface markers following fixation. Cytometry Part A: The Journal of the International Society for Analytical Cytology. 71, 379-385 (2007).
- Armand, E. J., Li, J., Xie, F., Luo, C., Mukamel, E. A. Single-cell sequencing of brain cell transcriptomes and epigenomes. Neuron. 109, 11-26 (2021).
- Ho, H., et al. A guide to single-cell transcriptomics in adult rodent brain: The medium spiny neuron transcriptome revisited. Frontiers in Cellular Neuroscience. 12, 1-16 (2018).
- Li, L., et al. Novel technologies in studying brain immune response. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 6694566 (2021).
- Liu, H., et al. DNA methylation atlas of the mouse brain at single-cell resolution. bioRxiv. , (2020).
- Mattei, D., et al. Enzymatic dissociation induces transcriptional and proteotype bias in brain cell populations. International Journal of Molecular Sciences. 21, 1-20 (2020).
- Liu, L., et al. Dissociation of microdissected mouse brain tissue for artifact free single-cell RNA sequencing. STAR Protocols. 2 (2), 100590 (2021).
- Delmonte, O. M., Fleisher, T. A. Flow cytometry: Surface markers and beyond. The Journal of Allergy and Clinical Immunology. 143, 528-537 (2019).
- O'Connor, J. E., et al. The relevance of flow cytometry for biochemical analysis. IUBMB Life. 51, 231-239 (2001).
- Menon, V., Thomas, R., Ghale, A. R., Reinhard, C., Pruszak, J. Flow cytometry protocols for surface and intracellular antigen analyses of neural cell types. Journal of Visualized. Experiments. (94), e52241 (2014).
