Summary
Le modèle de transplantation rénale orthotopique chez le rat contribue à étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe rénale. Le modèle actuel augmente la survie des receveurs sans interférence avec l’apport sanguin et le reflux veineux du bas du corps en utilisant une anastomose de bout en bout de l’implantation rénale et une méthode « tunnel » de bout en bout de l’anastomose uretère-vessie.
Abstract
Le rejet de l’allogreffe rénale limite la survie à long terme des patients après une transplantation rénale. La transplantation rénale orthotopique chez le rat est un modèle essentiel pour étudier le mécanisme du rejet de l’allogreffe rénale dans les études précliniques et pourrait aider au développement de nouvelles approches pour améliorer la survie à long terme des allogreffes rénales. L’implantation de rein de donneur dans la transplantation rénale orthotopique chez le rat est généralement réalisée par anastomose de bout en bout de l’aorte et de la veine cave inférieure. Dans ce modèle, le rein du donneur a été implanté en utilisant l’anastomose de bout en bout à l’artère rénale et à la veine rénale des receveurs. L’uretère du donneur a été anastomisé à la vessie du receveur selon une méthode de « tunnel » de bout en bout. Ce modèle contribue à une meilleure guérison de l’anastomose uretère-vessie et augmente la survie des receveurs en évitant les interférences avec l’approvisionnement en sang et le reflux veineux du bas du corps. Ce modèle peut être utilisé pour étudier les mécanismes du rejet immunitaire et pathologique aigu et chronique des allogreffes rénales. Ici, l’étude décrit les protocoles détaillés de cette transplantation rénale orthotopique entre rats.
Introduction
La transplantation rénale est devenue l’approche thérapeutique la plus efficace pour les patients atteints d’insuffisance rénale terminale. Cependant, le rejet aigu médié par les lymphocytes T et le rejet immunitaire humoral médié par l’alloanticorps entraînent des lésions pathologiques des allogreffes rénales et limitent la survie à court et à long terme des patients après une transplantation rénale 1,2,3. Malheureusement, les produits pharmaceutiques efficaces qui empêchent le rejet des allogreffes rénales font encore défaut, car les mécanismes exacts du rejet immunitaire et pathologique des allogreffes rénales ne sont pas clairs. Par conséquent, les études précliniques qui élucident les mécanismes de rejet immunitaire et pathologique des allogreffes rénales contribuent à trouver de nouvelles cibles et à développer des produits pharmaceutiques efficaces pertinents pour prévenir le rejet des allogreffes rénales et éventuellement prolonger la survie des patients.
De nombreux mécanismes immunologiques et physiopathologiques potentiels du rejet de l’allogreffe rénale ont été proposés récemment dans des études sur des modèles de transplantation rénale orthotopique chez le rat 4,5,6,7,8. Ces résultats proposent plusieurs nouvelles cibles et approches interférentes pertinentes en tant que thérapies prometteuses pour supprimer le rejet de l’allogreffe rénale, telles que les facteurs de régulation du complément et les anticorps anti-CD596, l’immunoprotéasome et les inhibiteurs de l’époxycétone 7,8. Ainsi, la transplantation rénale orthotopique chez le rat est un modèle préclinique idéal pour étudier les mécanismes de rejet immunitaire et de lésion pathologique des allogreffes rénales après une transplantation rénale.
La transplantation rénale chez le rat est progressivement passée de l’implantation hétérotopique des reins du donneur9 à l’implantation rénale orthotopique en utilisant l’anastomose de bout en bout des vaisseaux ou en utilisant l’anastomose de bout en bout de l’uretère en utilisant une méthode de brassard 10,11,12. La présente étude décrit des protocoles détaillés de transplantation rénale orthotopique entre rats utilisant l’anastomose de bout en bout à l’artère rénale et à la veine rénale des receveurs, et une méthode « tunnel » de bout en bout de l’anastose de la vessie uretère, qui évite l’ischémie du bas du corps et la thrombose de la veine cave inférieure et réduit les fuites urinaires postopératoires et la torsion de l’uretère.
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Protocol
Des rats mâles consanguins âgés de 8 à 10 semaines F344 et Lewis (200 g à 250 g) ont été obtenus commercialement. Une transplantation allogénique du rein gauche a été réalisée entre des rats F344 mâles et des rats Lewis. Les rats F344 ont été utilisés comme donneurs et receveurs syngéniques, et les rats Lewis ont servi de receveurs allogéniques. Toutes les procédures de manipulation des animaux ont été menées conformément aux directives pour les soins et l’utilisation des animaux de laboratoire publiées par les NIH, et tous les protocoles expérimentaux sur les animaux ont été approuvés par le Comité de soins et d’utilisation des animaux de l’Hôpital universitaire du cancer de Chongqing. Toutes les fournitures utilisées pendant la chirurgie, y compris les instruments et solutions chirurgicaux, sont stériles. Un schéma du protocole est illustré à la figure 1.
1. Procédure du donneur
- Induire une anesthésie générale chez le rat par inhalation d’isoflurane à 5% à l’aide d’une chambre d’induction. Ensuite, injectez par voie sous-cutanée de la buprénorphine à 0,1 mg / kg pour effectuer une analgésie préventive concomitante.
- Placez le rat sur le dos et maintenez l’anesthésie avec une inhalation d’isoflurane à 2% à l’aide d’un masque facial sur le nez et la bouche. Appliquez du lubrifiant pour les yeux sur les yeux pour éviter le dessèchement de la cornée. La lenteur de la fréquence respiratoire et du rythme, la disparition du réflexe cornéen et l’absence de réponse au pincement des orteils indiquent l’efficacité de l’anesthésie.
- Rasez les poils abdominaux avec un rasoir électrique et stérilisez la peau en utilisant 0,5% d’iode et 70% d’alcool.
- Injecter par voie sous-cutanée 0,5% de lidocaïne le long de la ligne médiane de la symphyse pubienne au sous-xixipoïde pour les analgésiques locaux, puis inciser l’abdomen et ouvrir l’incision à l’aide d’un rétracteur.
- Retirez les intestins du côté droit de l’incision et enveloppez-les avec de la gaze humidifiée pour les empêcher de se dessécher. Ensuite, exposez le rein gauche.
- Séparer les tissus adipeux du rein gauche et de l’uretère à l’aide de cotons-tiges, puis dissocier l’artère et la veine rénales gauches à l’aide de la micro-pince sous un microscope opératoire avec un grossissement de 20x. Coaguler tout saignement par électrocoagulation, si nécessaire.
- Effectuer la ligature de l’aorte à environ 5 mm au-dessus de l’artère rénale gauche avec une suture monofilament en polyamide 4-0. Ensuite, transectez la veine rénale gauche distale à la conjonction de la veine génitale gauche et de la veine surrénale.
- Rincer le rein avec une solution UW glacée complétée par de l’héparine (100 U / mL) à l’aide d’une aiguille de cuir chevelu de 24 G de l’aorte sous l’artère rénale gauche jusqu’à ce que le sang s’estompe en couleur. Le temps d’ischémie chaude est de 5 min en moyenne.
- Après avoir transecté l’artère rénale gauche d’environ 2 mm à côté de l’aorte, dissocier le rein et l’uretère à l’aide de micro-forceps (préserver les tissus conjonctifs périphériques pour assurer l’apport sanguin à l’uretère). Ensuite, transectez l’uretère à côté de la vessie et préservez le rein gauche du donneur dans une solution UW glacée.
- Sacrifiez le rat donneur avec perte de sang en transectant l’aorte et en la plaçant ensuite dans une boîte de CO2 pour assurer la mort.
2. Procédure du destinataire
- Répétez la procédure décrite aux étapes 1.1 à 1.5 pour le rat receveur.
- Dissocier le rein gauche et l’uretère ainsi que l’artère rénale gauche et la veine rénale du rat receveur à l’aide de cotons-tiges et de micro-pinces sous un microscope opératoire avec un grossissement de 20x.
- Coupez l’artère rénale gauche et la veine rénale à la racine à l’aide de pinces micro-vasculaires non invasives. Ligaturez l’uretère gauche à environ 2-3 cm sous le rein avec un 8-0 suture monofilament polyamide et transect à la ligature.
- Réséquez le rein gauche natif du receveur en transectant l’artère rénale gauche à 2 mm de la pince micro-vasculaire et en transectant la veine rénale proximale à la conjonction de la veine génitale gauche et de la veine surrénale. Coaguler la veine surrénale en utilisant l’électrocoagulation, si nécessaire.
- Implantez le rein du donneur dans la fosse rénale gauche du rat receveur et mettez de la glace autour du rein du donneur implanté. Anastomose l’artère rénale et la veine rénale du donneur à l’artère rénale et à la veine rénale du receveur selon un schéma de bout en bout à l’aide de sutures monofilaments en polyamide 10-0 sous un microscope opératoire avec grossissement 45x, comme suit.
- Anastomose l’artère rénale avec des sutures interrompues.
- Placez les sutures de séjour à 12 et 6 heures des positions d’anastomose, respectivement. Suturer équidistant un côté de l’anastomose entre les deux sutures de séjour avec 2-3 points de suture à l’aide d’une suture monofilament en polyamide 10-0.
- Retournez les sutures de hauban et suturez de la même manière l’autre côté de l’anastomose entre les deux sutures de séjour avec 2-3 points de suture.
- Anastomose la veine rénale avec des sutures continues.
- Placez les sutures de séjour à 6 et 12 heures des positions d’anastomose, respectivement. Suturez un côté de l’anastomose à partir de la position 12 heures avec 4-5 points de suture à l’aide des sutures de course, puis attachez la suture de course à la suture de séjour à la position de 6 heures avec une suture monofilament de polyamide 10-0.
- Retournez les sutures de hauban et suturez de la même manière l’autre côté de l’anastomose à partir de la position de 6 heures, et enfin attachez la suture de course à la suture de hauban à la position de 12 heures.
- Répercutez le rein du donneur en libérant d’abord la pince micro-vasculaire non invasive de la veine rénale; ensuite, identifiez les sites de saignement et faites des points de suture supplémentaires.
- Relâchez la pince micro-vasculaire non invasive de l’artère rénale, identifiez les sites de saignement et faites des points de suture supplémentaires. Le temps d’ischémie froide est de 45 min en moyenne.
- Coudre l’extrémité de l’uretère donneur avec une suture monofilament en polyamide 4-0 comme remorquage pour faire glisser l’extrémité à travers le « tunnel » de la vessie du receveur sous un microscope opératoire avec un grossissement 20x. Ensuite, transectez l’extrémité de l’uretère du donneur avec la suture à l’extérieur de la vessie du receveur. Laissez l’uretère du donneur rétrécir dans la vessie du receveur.
- Fixez l’uretère du donneur avec la vessie du receveur en cousant l’adventice de l’uretère du donneur avec la couche musculaire de la vessie du receveur à l’extérieur à quatre positions équidistantes à l’aide d’un 8-0 suture monofilament polyamide sous microscope opératoire avec grossissement 45x.
- Replacez les intestins dans la cavité abdominale et fermez l’incision abdominale avec des sutures continues dans la couche musculaire d’abord, puis la couche de peau avec une suture monofilament en polyamide 4-0.
- Placez le rat receveur sur un coussin chauffant à 37 °C dans une cage sèche et propre. Attendez que le rat se rétablisse de l’anesthésie.
- Injecter par voie sous-cutanée de la buprénorphine (0,05 mg/kg) chez le rat receveur toutes les 6 h pendant 48 h pour une analgésie postopératoire. Injecter par voie intramusculaire de la pénicilline (50 000 U/kg) chez le rat receveur une fois par jour pendant 3 jours pour prévenir l’infection. Le rat receveur est sacrifié en le plaçant dans une boîte de CO2 pour observer le rejet chronique de l’allogreffe rénale après 10 semaines de transplantation.
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Representative Results
Dans ce modèle de transplantation rénale orthotopique chez le rat, les rats receveurs se déplacent normalement après l’opération. Pour observer le rejet chronique de l’allogreffe rénale, les rats receveurs sont élevés pendant 10 semaines après la transplantation, et le taux de survie total des rats receveurs à ce stade est d’environ 90%. Les principales causes de décès sont les saignements et les fuites d’urine après l’opération. Les autres complications majeures comprennent les saignements pendant l’opération, la thrombose dans les vaisseaux rénaux et l’hydronéphrose, dont l’incidence respective est d’environ 15%, 25% et 20%. La plupart des saignements pendant l’opération peuvent être arrêtés et n’influencent pas la survie des rats receveurs. Les greffes rénales avec embolisation des vaisseaux et hydronéphrose doivent être exclues des études ultérieures.
Dans ce modèle, les rats F344 sont de l’haplotype RT1lv1 du rat MHC (RT1) et les rats Lewis sont de l’haplotype RT1l. Ces deux souches diffèrent dans le locus C/E/M13 de classe Ib du CMH, qui ne provoque pas de rejet aigu médié par les lymphocytes T, mais conduit à un rejet ultérieur médié par des anticorpschroniques 4,5. La néphropathie chronique par allogreffe est caractérisée par une sclérose glomérulaire, une fibrose interstitielle, une atrophie tubulaire et une artériosclérose interstitielle14. 10 semaines après la transplantation, la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE) et la coloration périodique acide-Schiff (PAS) révèlent une sclérose glomérulaire, une fibrose interstitielle et une atrophie tubulaire (figure 2A et 2B) et une artériosclérose interstitielle (figure 2C) dans l’allogreffe rénale contrairement à l’isogreffe rénale. Autre caractéristique de la glomérulopathie chronique dans l’allogreffe rénale, la coloration à l’argent montre l’épaississement de la membrane basale glomérulaire dans le rein d’allogreffe par rapport à l’isogreffe rénale (Figure 2D), indiquant le succès du modèle actuel de transplantation rénale orthotopique chez le rat.
Figure 1: Schéma du modèle de transplantation rénale orthotopique du rat. (A) Résection du rein du donneur. Ligaturez l’aorte au-dessus de l’artère rénale gauche et transectez la veine rénale gauche distale à la conjonction de la veine génitale et de la veine surrénale. Après perfusion avec une solution UW glacée, le rein gauche du donneur est ensuite réséqué en transectant l’artère rénale gauche à environ 2 mm à côté de l’aorte et en transectant l’uretère à côté de la vessie. (B) Résection du rein du receveur. Après le serrage de l’artère rénale gauche et de la veine rénale à la racine, l’uretère est transecté après ligature. Le rein gauche du receveur est ensuite réséqué en transectant l’artère rénale gauche à 2 mm de la pince micro-vasculaire et en transectant la veine rénale proximale à la conjonction de la veine génitale gauche et de la veine surrénale. (C) Implantation du rein du donneur. L’artère rénale et la veine rénale du donneur sont anastomosées à l’artère rénale et à la veine rénale du receveur, respectivement, par suture interrompue et suture continue de bout en bout. L’uretère donneur est ensuite anastomisé dans la vessie du receveur à l’aide d’une méthode de « tunnel » de bout en bout. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Coloration pathologique des greffes rénales. Néphropathie chronique du greffon caractérisée par une sclérose glomérulaire, une fibrose interstitielle, une atrophie tubulaire et une artériosclérose interstitielle, comme le montrent les allogreffes rénales après 10 semaines de transplantation rénale de donneurs F344 à des receveurs de rats Lewis. (A,B) La sclérose glomérulaire, la fibrose interstitielle et l’atrophie tubulaire ainsi que l’artériosclérose interstitielle (C) dans l’allogreffe rénale sont montrées par une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine et une coloration périodique à l’acide-Schiff. Barre d’échelle: 50 μm. (D) L’épaississement des membranes basales glomérulaires (GBM) dans l’allogreffe rénale par rapport à l’isogreffe rénale est montré par coloration à l’argent. Les carrés pointillés dessinent l’image de grossissement plus élevé de GBM. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour afficher une version agrandie de cette figure.
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Discussion
La transplantation rénale chez le rat est un travail difficile nécessitant un haut niveau de techniques de micro-chirurgie et les techniques opératoires ont été optimisées à plusieurs reprises. Dès le début, Gonzalez et al. ont implanté le rein du donneur dans le cou du receveur et ont anastomisé l’uretère du donneur sur la peau9. Cependant, en raison de l’incidence élevée d’infection urinaire et de sténose de l’uretère du donneur, l’opération a été abandonnée en peu de temps. Par la suite, l’opération de l’implant du rein droit du donneur a été améliorée par l’anastomose de l’artère rénale et de la veine rénale du donneur à l’aorte receveuse et à la veine caveinférieure 15, ou par l’anastomose de l’artère rénale et de la veine rénale du donneur à l’artère rénale receveuse et à la veine cave inférieure11. Néanmoins, l’artère rénale droite et la veine rénale sont minces et courtes, ce qui augmente les difficultés et le taux d’échec de l’opération. De plus, cette opération nécessitait le blocage de l’aorte et de la veine cave inférieure du receveur. Par conséquent, l’ischémie du bas du corps et la thrombose de la veine cave inférieure ont entraîné une incidence élevée de désactivation et de décès de rats receveurs. Les autres opérations d’implant améliorées comprennent l’anastomose de l’aorte du donneur et de la veine rénale à l’artère rénale et à la veine rénale du receveur en utilisant une méthode debrassard 16. D’autres encore anastomosent l’uretère en utilisant la méthode dubrassard 12. Cependant, la minceur de l’artère rénale et de l’uretère augmente la difficulté à produire le brassard et l’anastomose limitant ainsi l’application de ces opérations implantaires.
Actuellement, le modèle de transplantation rénale orthotopique de rat couramment utilisé est effectué dans le rein gauche par anastomose de l’artère rénale du donneur gauche et de la veine rénale à l’aorte receveuse et à la veine cave inférieure, et anastomose du patch de la vessie du donneur à la vessie receveuse10. L’artère rénale gauche et la veine rénale sont assez longues pour faciliter l’anastomose. Néanmoins, l’anastomose de l’aorte receveuse et de la veine cave inférieure ne peut toujours pas éviter l’ischémie du bas du corps et la thrombose de la veine cave inférieure, nécessitant ainsi un haut niveau d’expérience en microchirurgie pour raccourcir le temps d’opération. Le modèle actuel de transplantation rénale orthotopique chez le rat est modifié à partir de Reuter S. et al.17 par l’anastomose de bout en bout de l’artère rénale gauche du donneur et de la veine rénale à l’artère rénale et à la veine rénale receveuse, et l’anastomose de l’uretère du donneur à la vessie du receveur en utilisant une méthode « tunnel ». Dans ce modèle, il n’est pas nécessaire de couper l’aorte receveuse et la veine cave inférieure afin que la circulation systémique physiologique du rat receveur ne soit pas interrompue et que le taux de survie soit amélioré sans paralysement (plus de 90%). De plus, la méthode « tunnel » d’anastomose de l’uretère du donneur à la vessie du receveur est facile à utiliser et réduit l’incidence des fuites d’urine après l’opération en cousant le patch de la vessie du donneur.
Cependant, certains détails de ce modèle doivent encore être remarqués. Tout d’abord, les intestins doivent être maintenus humides à l’extérieur en les recouvrant de gaze humidifiée. Sinon, le receveur mourrait d’une nécrose intestinale après l’opération. Deuxièmement, les tissus conjonctifs de l’uretère du donneur ne doivent pas être complètement enlevés pour assurer l’apport sanguin. Troisièmement, des poids similaires pour les rats donneurs et receveurs devraient être accordés pour s’assurer que les récipients donneurs et receveurs sont du même calibre. Un calibre significativement différent des vaisseaux donneurs et receveurs augmenterait le saignement ou la thrombose après l’anastomose. Quatrièmement, une longueur appropriée des vaisseaux anastomisés doit être conservée, en particulier pour les veines en transectant la veine rénale distale du donneur de la conjonction de la veine génitale et de la veine surrénale et en transectant la veine rénale receveuse proximale à la conjonction de la veine génitale et de la veine surrénale. Les vaisseaux anastomisés qui sont trop longs ou trop courts peuvent entraîner une torsion des vaisseaux, une mauvaise circulation sanguine et des fuites de sang. Cinquièmement, le processus d’anastomose doit être effectué sous un champ de grossissement élevé, tel que x45 pli, en raison des parois minces de l’artère rénale et de la veine rénale. Un champ mal résolu provoquerait de mauvaises sutures des parois des vaisseaux. Sixièmement, pour réduire la thrombose après l’opération, une solution d’héparine (100 U / mL) doit être déposée sur les vaisseaux anastomosés pendant le processus d’anastomose. Septièmement, toute la couche de l’uretère donneur ne doit pas être cousue lors de sa fixation à la vessie du receveur, car la sténose de l’uretère et l’hydronéphrose augmenteraient.
Les limites de ce modèle sont une exigence élevée de compétences en microchirurgie et une certaine probabilité de complications, y compris des saignements, des fuites d’urine, des thromboses et des hydronéphroses. Les principales complications postopératoires sont similaires parmi les différentes techniques de transplantation rénale orthotopique chez le rat, notamment les saignements, les fuites urinaires, la thrombose et l’hydronéphrose résultant d’une sténose d’anastomose uretère. Cependant, contrairement à l’anastomose de l’artère rénale et de la veine rénale du donneur à l’artère rénale receveuse et à la veine caveinférieure 11, la technique actuelle augmente légèrement la thrombose dans les vaisseaux rénaux en raison de la minceur de l’anastomose, mais évite l’interférence avec la circulation des membres inférieurs. Contrairement à l’anastomose de l’artère rénale et de la veine rénale à l’aide d’une méthode de brassard16, la technique actuelle diminue la torsion des vaisseaux. Par rapport à l’anastomose de bout en bout de l’uretère utilisant la méthode du brassard12, la technique actuelle augmente légèrement la sténose de l’anastomose uretère mais réduit la difficulté d’opération. L’amélioration des techniques de microchirurgie par la pratique continue peut réduire les complications, augmenter le taux de survie des rats receveurs et augmenter le taux d’utilisation des modèles dans les expériences ultérieures. Le modèle actuel fournit une référence aux scientifiques qui étudient la transplantation rénale.
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Disclosures
Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.
Acknowledgments
Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (81870304) à Jun Li et par la Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Nr. 2017_A28) à Marcus Groettrup.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 4-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C1048451 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Electrocoagulator | ZJ1099 | |
| F344 and Lewis rats | Center of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China) | NA | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Injection syringe (1 ml and 10 ml) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Penicillin G Sodium | Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd | 69-57-8 | |
| Scalp needle (24 G) | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science | R500 | |
| Small Animal Surgery Kit | Beyotime | FS500 | |
| Sodium chloride injection | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Tape | Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD | 1911N68 | |
| UW solution | Bristol-Myers Squibb Company | 17HB0002 |
References
- Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
- Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
- Colvin, R. B., Smith, R. N.
- Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
- Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
- Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
- Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P.
- Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
- Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
- Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
- Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
- Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
- Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).
