Summary
O modelo de transplante renal ortotópico de rato contribui para investigar o mecanismo de rejeição de aoenxerto renal. O modelo atual aumenta a sobrevivência dos receptores sem interferência com o suprimento de sangue e refluxo venoso da parte inferior do corpo usando uma anastomose de ponta a ponta da implantação renal e um método de "túnel" de ponta a ponta de anastomose ureter-bexiga.
Abstract
A rejeição do aoenxerto renal limita a sobrevivência a longo prazo dos pacientes após o transplante renal. O transplante renal ortotópico de ratos é um modelo essencial para investigar o mecanismo de rejeição de aoenerxerto renal em estudos pré-clínicos e poderia ajudar no desenvolvimento de novas abordagens para melhorar a sobrevivência a longo prazo de aoenxertos renais. A implantação renal doadora no transplante renal ortotópico de rato é comumente realizada por anastomose de ponta a ponta à aorta dos receptores e veia cava inferior. Nesse modelo, o rim do doador foi implantado utilizando anastomose ponta a ponta na artéria renal e veia renal dos receptores. O ureter do doador foi anastomosado na bexiga do receptor em um método de "túnel" de ponta a ponta. Este modelo contribui para uma melhor cicatrização da anastomose ureter-bexiga e aumenta a sobrevivência dos receptores, evitando interferências no suprimento sanguíneo e no refluxo venoso da parte inferior do corpo. Este modelo pode ser usado para investigar os mecanismos de rejeição imunológica e patológica aguda e crônica de aoenerxertos renais. Aqui, o estudo descreve os protocolos detalhados deste transplante renal ortotópico entre ratos.
Introduction
O transplante renal tornou-se a abordagem terapêutica mais eficaz para pacientes com insuficiência renal em estágio terminal. No entanto, a rejeição aguda mediada por células T e a rejeição imunológica humorística mediada por aoanticorpos resultam na lesão patológica de aoenxertos renais e limitam a sobrevivência a curto e longo prazo dos pacientes após o transplante de rim 1,2,3. Infelizmente, os medicamentos eficazes que impedem a rejeição de andoenxertos renais ainda estão em falta, porque os mecanismos exatos de rejeição imunológica e patológica de aoenxertos renais não são claros. Consequentemente, os estudos pré-clínicos que elucidam os mecanismos de rejeição imunológica e patológica de atores renais contribuem para encontrar novos alvos e desenvolver medicamentos eficazes relevantes para evitar a rejeição de aeróx graxais renais e, eventualmente, prolongar a sobrevivência dos pacientes.
Muitos potenciais mecanismos imunológicos e fisioterápicos de rejeição de aloenxerto renal foram propostos recentemente em estudos modelo de ratos de transplante renal ortotópico 4,5,6,7,8. Esses achados propõem vários novos alvos e abordagens de interferência relevantes como terapêuticas promissoras para suprimir a rejeição do atorquixato renal, como fatores regulatórios complementares e anticorpos anti-CD596, imunoproteâmicos e inibidores de epóxice 7,8. Assim, o transplante renal ortotópico de rato é um modelo pré-clínico ideal para investigar os mecanismos de rejeição imunológica e lesão patológica de aoenxertos renais após o transplante renal.
O transplante renal de rato mudou gradualmente da implantação heterotópica dos rins do doador9 para a implantação renal ortotópica usando anastomose de ponta a ponta dos vasos ou usando anastomose de ponta a ponta do ureter usando um método de punho 10,11,12. O presente estudo descreve protocolos detalhados do transplante renal ortotópico entre ratos que utilizam anastomose de ponta a ponta para a artéria renal e veia renal dos receptores, e um método de "túnel" de ponta a ponta de anastomose ureter-bexiga, que evita a isquemia do corpo inferior e a trombose da veia vena inferior e reduz o vazamento de urina pós-operatória e a torção do ureter.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Os ratos F344 e Lewis de 8 a 10 semanas de idade (200 g a 250 g) foram obtidos comercialmente. O transplante de rim esquerdo aogenético foi realizado entre ratos F344 e Lewis. Ratos F344 foram usados como doadores e receptores síngênicos, e os ratos de Lewis serviram como receptores aogenéicos. Todos os procedimentos de manejo animal foram conduzidos em conformidade com as diretrizes para o Cuidado e Uso de Animais de Laboratório publicados pelo NIH, e todos os protocolos experimentais de animais foram aprovados pelo Comitê de Cuidados e Uso de Animais do Hospital de Câncer da Universidade de Chongqing. Todos os suprimentos utilizados durante a cirurgia, incluindo instrumentos cirúrgicos e soluções, são estéreis. Um esquema do protocolo é mostrado na Figura 1.
1. Procedimento de doador
- Induzir anestesia geral no rato por 5% de inalação de isoflurane usando uma câmara de indução. Em seguida, injete subcutâneamente buprenorfina a 0,1 mg/kg para realizar analgesia preventiva simultânea.
- Coloque o rato de costas e mantenha a anestesia com 2% de inalação de isoflurane usando uma máscara facial sobre seu nariz e boca. Aplique lubrificante ocular nos olhos para evitar a secagem da córnea. A velocidade respiratória lenta e o ritmo, o desaparecimento do reflexo da córnea e a falta de resposta ao aperto do dedo do dedo indicam a eficácia da anestesia.
- Raspe o cabelo abdominal com uma navalha elétrica e esterilize a pele usando 0,5% de iodo e 70% de álcool.
- Subcutâneamente injete 0,5% de lidocaína ao longo da linha média da púbica da símofise para subxifóide para analgésicos locais, e então incisoar o abdômen e abrir a incisão usando um retrátil.
- Retire os intestinos do lado direito da incisão e enrole-os com gaze umedecido para evitar que eles sequem. Então, exponha o rim esquerdo.
- Segregar tecidos gordos do rim esquerdo e do ureter usando cotonetes de algodão, e então dissociar a artéria renal esquerda e a veia usando os micro-fórceps sob um microscópio operacional com ampliação de 20x. Coagular qualquer sangramento usando eletrocoagulação, se necessário.
- Realize a ligadura da aorta aproximadamente 5 mm acima da artéria renal esquerda com uma sutura de monofilamento de poliamida 4-0. Em seguida, transecte a veia renal esquerda distal para a conjunção da veia genital esquerda e veia adrenal.
- Lave o rim com solução UW gelada complementada com heparina (100 U/mL) usando uma agulha de couro cabeludo de 24 G da aorta abaixo da artéria renal esquerda até que o sangue desapareça na cor. O tempo de isquemia quente é de 5 minutos em média.
- Após a transcessão da artéria renal esquerda aproximadamente 2 mm ao lado da aorta, dissociar o rim e o ureter com a ajuda de micro-fórceps (preservar os tecidos conjuntivos periféricos para garantir o fornecimento de sangue ao ureter). Em seguida, transecte o ureter ao lado da bexiga e preserve o doador deixou o rim em solução gelada da UW.
- Sacrifique o rato doador com perda de sangue através da transecção da aorta e, posteriormente, coloque-o em uma caixade CO 2 para garantir a morte.
2. Procedimento do destinatário
- Repita o procedimento descrito nas etapas 1.1-1.5 para o rato receptor.
- Dissociar o rim esquerdo e o ureter, bem como a artéria renal esquerda e veia renal do rato receptor usando cotonetes de algodão e micro-fórceps sob um microscópio operacional com ampliação de 20x.
- Corte a artéria renal esquerda e a veia renal na raiz por grampos micro-vasculares não invasivos. Ligate o ureter esquerdo aproximadamente 2-3 cm abaixo do rim com um 8-0 sutura de monofilamento de poliamida e transectá-la na ligadura.
- Ressectar o rim esquerdo nativo do receptor transecionando a artéria renal esquerda a 2 mm do grampo micro-vascular, e transectando a veia renal proximal para a conjunção da veia genital esquerda e veia adrenal. Coagula a veia adrenal usando eletrocoagulação, se necessário.
- Implante o rim doador na fossa renal esquerda do rato receptor e coloque gelo ao redor do rim doador implantado. Anastomose a artéria renal e a veia renal do doador na artéria renal e veia renal do receptor em um padrão de ponta a ponta usando suturas de monofilamento de poliamida 10-0 sob um microscópio operacional com ampliação de 45x, como segue.
- Anastomose a artéria renal com suturas interrompidas.
- Coloque as suturas de permanência às 12 e 6 horas de anastomose, respectivamente. Suturada equitificada um lado da anastomose entre as duas permanecem suturas com 2-3 pontos usando uma sutura de monofilamento de poliamida 10-0.
- Vire as suturas de permanência e sutura do outro lado da anastomose entre as duas permanecem suturas com 2-3 pontos.
- Anastomose a veia renal com suturas contínuas.
- Coloque as suturas de permanência às 6 e 12 horas de anastomose, respectivamente. Suture um lado da anastomose da posição das 12 horas com 4-5 pontos usando as suturas de corrida, e, em seguida, amarre a sutura de corrida à sutura de permanência na posição das 6 horas com uma sutura de monofilamento de poliamida 10-0.
- Vire as suturas de permanência e sutura do outro lado da anastomose a partir das 6 horas, e finalmente amarre a sutura de corrida à sutura de permanência na posição das 12 horas.
- Reprendo o rim doador liberando primeiro o grampo micro-vascular não invasivo da veia renal; em seguida, identifique os locais de sangramento e faça pontos adicionais.
- Solte o grampo micro vascular não invasivo da artéria renal, identifique os locais de sangramento e faça pontos adicionais. O tempo de isquemia fria é de 45 minutos em média.
- Costure a extremidade do ureter doador com uma sutura de monofilamento de poliamida 4-0 como reboque para arrastar o fim através do "túnel" da bexiga do receptor sob um microscópio operacional com ampliação de 20x. Depois, transecte a extremidade do ureter doador com a sutura fora da bexiga do receptor. Deixe o doador encolher de volta para a bexiga do receptor.
- Fixar o ureter doador com a bexiga do receptor costurando a adventitia do ureter doador com a camada muscular da bexiga do receptor fora em quatro posições equidistantes usando um 8-0 sutura de monofilamento de poliamida sob um microscópio operacional com ampliação de 45x.
- Coloque os intestinos de volta na cavidade abdominal e feche a incisão abdominal com suturas contínuas na camada muscular primeiro e depois a camada de pele com uma sutura de monofilamento de poliamida 4-0.
- Coloque o rato receptor em uma almofada de aquecimento de 37°C em uma gaiola seca e limpa. Espere até o rato se recuperar da anestesia.
- Injete subcutâneamente buprenorfina (0,05 mg/kg) no rato receptor a cada 6 h por 48 h para analgesia pós-operatória. Injete indevidamente penicilina (50.000 U/kg) no rato receptor uma vez por dia durante 3 dias para prevenção de infecção. O rato receptor é sacrificado colocando-o em uma caixade CO 2 para observar a rejeição crônica de aoenxerto renal após 10 semanas de transplante.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
Neste modelo de transplante renal ortotópico de rato, os ratos receptores se movem normalmente após a operação. Para observar a rejeição crônica do aoenxerto renal, os ratos receptores são criados por 10 semanas após o transplante, e a taxa total de sobrevivência dos ratos receptores neste momento é de aproximadamente 90%. As principais causas de morte são sangramento e vazamento de urina após a operação. As outras complicações principais incluem sangramento durante a operação, trombose em vasos renais e hidronefrose, cuja respectiva incidência é de aproximadamente 15%, 25% e 20%. A maior parte do sangramento durante a operação pode ser interrompida e não influencia a sobrevivência de ratos receptores. Enxertos renais com embolização de vasos e hidronefirose devem ser excluídos dos estudos subsequentes.
Neste modelo, os ratos F344 são do haplotype RT1(RT1) e os ratos de Lewis são do haplotype RT1l. Essas duas cepas diferem no lócus C/E/M13 da classe MHC, que não causa rejeição aguda mediada por células T, mas leva a uma rejeição crônica subsequentemediada por anticorpos 4,5. A nefropatia aloenxerto crônica é caracterizada por esclerose glomerular, fibrose intersticial, atrofia tubular e arteriosclerose interstitial14. Às 10 semanas após o transplante, a coloração de hematoxilina e eosina (HE) e a coloração periódica de Ácido-Schiff (PAS) revelam esclerose glomerular, fibrose intersticial e atrofia tubular (Figura 2A e 2B), e arteriosclerose intersticial (Figura 2C) em alografia renal em contraste com o rim isografado. Como outra característica da glomerulopatia crônica no aloenxerto renal, a coloração de prata mostra o espessamento da membrana glomerular do porão no rim aloenxerto quando comparado com o rim isoentor (Figura 2D), indicando o sucesso do atual modelo de transplante renal ortotópico do rato.
Figura 1: Esquema do modelo de transplante renal ortotópico de rato. (A) Ressecção do rim do doador. Ligate a aorta acima da artéria renal esquerda e transecte a veia renal esquerda distal à conjunção da veia genital e veia adrenal. Após a perfusão com solução de UW gelada, o rim esquerdo do doador é então ressecado pela transecção da artéria renal esquerda aproximadamente 2 mm ao lado da aorta e transecção do ureter ao lado da bexiga. (B) Ressecção do rim do receptor. Após a fixação da artéria renal esquerda e veia renal na raiz, o ureter é transectado após a ligadura. O rim esquerdo do receptor é então ressecado pela transecção da artéria renal esquerda 2 mm do grampo micro-vascular e transctar a veia renal proximal para a conjunção da veia genital esquerda e veia adrenal. (C) Implantação do rim do doador. A artéria renal e a veia renal do doador são anastomosas na artéria renal e veia renal do receptor, respectivamente, por sutura interrompida e sutura contínua em um padrão de ponta a ponta. O ureter doador é então anastomosado para a bexiga do receptor usando um método de "túnel" de ponta a ponta. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Coloração patológica de enxertos renais. Nefropatia crônica do enxerto caracterizada por esclerose glomerular, fibrose intersticial, atrofia tubular e arteriosclerose intersticial, como mostrado em aloenxertos renais após 10 semanas de transplante renal de doadores de F344 para receptores de ratos de Lewis. (A,B) A esclerose glomerular, a fibrose intersticial e a atrofia tubular, bem como a arteriosclerose interstitial (C) no aloenxerto renal são mostrados pela coloração de hematoxilina e eosina e coloração periódica ácido-Schiff. Barra de escala: 50 μm. (D) Espessamento de membranas glomerulares do porão (GBM) em aoenxerto renal em comparação com isoenxerto renal é mostrado pela coloração de prata. Os quadrados tracejados delineiam a imagem de ampliação mais alta do GBM. Barra de escala: 50 μm. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
O transplante renal no rato é um trabalho desafiador que requer um alto nível de técnicas de microcirurgia e as técnicas de operação foram otimizadas várias vezes. Desde o início, Gonzalez et al. implantaram o rim doador no pescoço do receptor e anastomosed o doador ureter para a pele9. No entanto, devido à alta incidência de infecção urinária e estenose do doador, a operação foi abandonada em pouco tempo. Posteriormente, o implante do rim direito do doador foi melhorado por anastomose da artéria renal doadora e veia renal para a aorta receptora e veia inferior cava15, ou por anastomose da artéria renal e veia renal do doador para a artéria renal receptora e veia vena inferior11. No entanto, a artéria renal direita e a veia renal são finas e curtas, aumentando as dificuldades e a taxa de falha da operação. Além disso, esta operação precisou de bloqueio da aorta e da veia cava inferior do destinatário. Portanto, a isquemia da parte inferior do corpo e a trombose da veia cava inferior resultaram em altas incidências de desabilitação e morte de ratos receptores. As outras operações aprimoradas de implante incluem anastomose de aorta doadora e veia renal na artéria renal receptora e veia renal usando um método de manguito16. Outros ainda anastomose o ureter usando o método de manguito12. No entanto, a magreza da artéria renal e do ureter aumenta a dificuldade em produzir a braçadeira e a anastomose, limitando assim a aplicação dessas operações de implante.
Atualmente, o modelo de transplante renal ortotópico de rato comumente utilizado é realizado no rim esquerdo por anastomose da artéria renal e veia renal do doador esquerdo para a aorta receptora e veia inferior, e anastomose do adesivo de bexiga do doador para a bexigareceptora 10. A artéria renal esquerda e a veia renal são longas o suficiente para facilitar a anastomose. No entanto, a anastomose à aorta receptora e à veia cava inferior ainda não podem evitar a isquemia da parte inferior do corpo e a trombose da veia cava inferior, exigindo assim um alto nível de experiência de microcirurgia para encurtar o tempo de operação. O modelo atual de transplante renal ortotópico de rato é modificado a partir de Reuter S. et al.17 via anastomose de ponta a ponta da artéria renal e veia renal do doador esquerdo para a artéria renal receptora e veia renal, e anastomose do ureter doador para a bexiga do receptor usando um método de "túnel". Neste modelo, não há necessidade de fixar a aorta receptora e a veia cava inferior para que a circulação sistêmica fisiológica do rato receptor não seja interrompida, e a taxa de sobrevivência seja melhorada sem incapacitante (mais de 90%). Além disso, o método "túnel" de anastomose do doador para a bexiga do receptor é fácil de operar e reduz a incidência de vazamento de urina após a operação costurando o adesivo de bexiga do doador.
No entanto, alguns detalhes neste modelo ainda precisam ser notados. Primeiro, os intestinos devem ser mantidos úmidos lá fora, cobrindo-os com gaze umedecida. Caso contrário, o receptor morreria de necrose intestinal após a operação. Em segundo lugar, os tecidos conjuntivos do ureter doador não devem ser completamente removidos para garantir o suprimento de sangue para ele. Em terceiro lugar, pesos semelhantes de doadores e ratos receptores devem ser concedidos para garantir que os vasos doadores e receptores sejam do mesmo calibre. Um calibre significativamente diferente de vasos doadores e receptores aumentaria o sangramento ou trombose após a anastomose. Em quarto lugar, deve-se manter um comprimento adequado dos vasos anastomosos, especialmente para as veias, transectando a veia renal do doador distal da conjunção da veia genital e da veia adrenal e transetar a veia renal proximal à conjunção da veia genital e da veia adrenal. Vasos anastomosados que são longos ou muito curtos podem resultar em torção de vasos, fluxo sanguíneo ruim e vazamento de sangue. Em quinto lugar, o processo de anastomose deve ser realizado sob um campo de alta ampliação, como a dobra x45, devido a paredes finas da artéria renal e veia renal. Um campo mal resolvido causaria suturas erradas das paredes dos vasos. Em sexto lugar, para reduzir a trombose após a operação, a solução de heparina (100 U/mL) deve ser descartada sobre os vasos anastomosados durante o processo de anastomose. Em sétimo lugar, toda a camada do ureter doador não deve ser costurada ao corrigi-lo na bexiga do receptor porque a estenose do ureter e da hidronefirose aumentaria.
As limitações deste modelo são uma alta exigência de habilidades de microcirurgia e uma certa probabilidade de complicações, incluindo sangramento, vazamento de urina, trombose e hidronefrose. As principais complicações pós-operatórias são semelhantes entre diferentes técnicas de transplante renal ortotópico em ratos, que incluem sangramento, vazamento de urina, trombose e hidronefrose resultantes da estenose da anstomose ureter. No entanto, em contraste com a anastomose da artéria renal doadora e veia renal à artéria renal receptora e vena cava11 inferior, a técnica atual aumenta levemente a trombose em vasos renais devido à magreza da anastomose, mas evita a interferência na circulação dos membros inferiores. Em contraste com a anastomose da artéria renal e veia renal utilizando um método de manguito16, a técnica atual diminui a torção dos vasos. Em comparação com a anastomose de ponta a ponta do ureter utilizando o método do manguito12, a técnica atual aumenta levemente a estenose da anastomose ureter, mas reduz a dificuldade de operação. A melhoria das técnicas de microcirurgia pela prática contínua pode reduzir as complicações, aumentar a taxa de sobrevivência dos ratos receptores e aumentar a taxa de utilização dos modelos nos experimentos subsequentes. O modelo atual fornece uma referência a cientistas que estudam transplante renal.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Os autores não têm conflitos de interesse para divulgar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciência Natural da China (81870304) a Jun Li e pelo Else Kröner-Fresenius-Stiftung (Nr. 2017_A28) a Marcus Groettrup.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 4-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C1048451 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Electrocoagulator | ZJ1099 | |
| F344 and Lewis rats | Center of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China) | NA | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Injection syringe (1 ml and 10 ml) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Penicillin G Sodium | Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd | 69-57-8 | |
| Scalp needle (24 G) | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science | R500 | |
| Small Animal Surgery Kit | Beyotime | FS500 | |
| Sodium chloride injection | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Tape | Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD | 1911N68 | |
| UW solution | Bristol-Myers Squibb Company | 17HB0002 |
References
- Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
- Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
- Colvin, R. B., Smith, R. N.
- Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
- Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
- Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
- Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P.
- Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
- Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
- Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
- Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
- Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
- Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).
