Summary
Модель ортотопической трансплантации почек крыс способствует исследованию механизма отторжения почечного аллотрансплантата. Текущая модель повышает выживаемость реципиентов без вмешательства в кровоснабжение и венозный рефлюкс нижней части тела с помощью сквозного анастомоза имплантации почек и сквозного «туннельного» метода анастомоза мочеточника-мочевого пузыря.
Abstract
Отторжение почечного аллотрансплантата ограничивает долгосрочную выживаемость пациентов после трансплантации почки. Ортотопическая трансплантация почек крыс является важной моделью для исследования механизма отторжения почечного аллотрансплантата в доклинических исследованиях и может помочь в разработке новых подходов к улучшению долгосрочной выживаемости почечных аллотрансплантатов. Имплантация донорской почки при ортотопической трансплантации почек крыс обычно выполняется путем сквозного анастомоза аорты реципиентов и нижней полой вены. В этой модели почка донора была имплантирована с использованием сквозного анастомоза в почечную артерию и почечную вену реципиентов. Мочеточник донора был анастомозирован в мочевой пузырь реципиента сквозным «туннельным» методом. Эта модель способствует лучшему заживлению анастомоза мочеточника и мочевого пузыря и повышает выживаемость реципиентов, избегая вмешательства в кровоснабжение и венозный рефлюкс нижней части тела. Данная модель может быть использована для исследования механизмов острого и хронического иммунного и патологического отторжения почечных аллотрансплантатов. Здесь исследование описывает подробные протоколы этой ортотопической трансплантации почек между крысами.
Introduction
Трансплантация почки стала наиболее эффективным терапевтическим подходом для пациентов с терминальной стадией почечной функциональной недостаточности. Однако Т-клеточно-опосредованное острое отторжение и аллоантитела-опосредованное гуморальное иммунное отторжение приводят к патологическому повреждению почечных аллотрансплантатов и ограничивают краткосрочную и долгосрочную выживаемость пациентов после трансплантации почки 1,2,3. К сожалению, эффективных фармацевтических препаратов, препятствующих отторжению почечных аллотрансплантатов, до сих пор не хватает, поскольку точные механизмы иммунного и патологического отторжения почечных аллотрансплантатов не ясны. Следовательно, доклинические исследования, которые выясняют механизмы иммунного и патологического отторжения почечных аллотрансплантатов, способствуют поиску новых мишеней и разработке соответствующих эффективных фармацевтических препаратов для предотвращения отторжения почечных аллотрансплантатов и в конечном итоге продления выживаемости пациентов.
Многие потенциальные иммунологические и патофизиологические механизмы отторжения почечного аллотрансплантата были предложены недавно в исследованиях модели ортотопической трансплантации почкина крысах 4,5,6,7,8. Эти результаты предлагают несколько новых мишеней и соответствующих интерферирующих подходов в качестве перспективных терапевтических средств для подавления отторжения почечного аллотрансплантата, таких как регуляторные факторы комплемента и антитела против CD596, иммунопротеасомы и ингибиторы эпоксикетона 7,8. Таким образом, ортотопическая трансплантация почки крыс является идеальной доклинической моделью для исследования механизмов иммунного отторжения и патологического повреждения почечных аллотрансплантатов после трансплантации почки.
Трансплантация почки крыс постепенно перешла от гетеротопной имплантации почек донора9 к ортотопической почечной имплантации с использованием сквозного анастомоза сосудов или с использованием сквозного анастомоза мочеточника с использованием манжеты методом 10,11,12. В настоящем исследовании описаны подробные протоколы ортотопической трансплантации почек между крысами с использованием сквозного анастомоза к почечной артерии и почечной вене реципиентов, а также сквозной «туннельный» метод анастомоза мочеточника и мочевого пузыря, который позволяет избежать ишемии нижней части тела и тромбоза нижней полой вены и уменьшает послеоперационную утечку мочи и скручивание мочеточника.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Инбредные 8-10-недельные самцы F344 и крысы Льюиса (от 200 г до 250 г) были коммерчески получены. Аллогенная трансплантация левой почки была выполнена между самцами F344 и крысами Льюиса. Крысы F344 использовались в качестве доноров и сингенных реципиентов, а крысы Льюиса служили аллогенными реципиентами. Все процедуры обращения с животными проводились в соответствии с руководящими принципами по уходу и использованию лабораторных животных, опубликованными NIH, и все протоколы экспериментов на животных были одобрены Комитетом по уходу и использованию животных Онкологической больницы Чунцинского университета. Все расходные материалы, используемые во время операции, включая хирургические инструменты и растворы, являются стерильными. Схема протокола показана на рисунке 1.
1. Донорская процедура
- Индуцируют общую анестезию у крыс путем 5% вдыхания изофлурана с использованием индукционной камеры. Затем подкожно вводят бупренорфин в дозе 0,1 мг/кг для одновременного выполнения упреждающей анальгезии.
- Поместите крысу на спину и поддерживайте анестезию с 2% ингаляцией изофлурана, используя маску для лица над носом и ртом. Нанесите смазку для глаз на глаза, чтобы избежать высыхания роговицы. Замедленная частота дыхания и ритм, исчезновение рефлекса роговицы, отсутствие реакции на защемление пальца ноги свидетельствуют об эффективности анестезии.
- Сбрить волосы в животе электрической бритвой и стерилизовать кожу, используя 0,5% йода и 70% спирта.
- Подкожно вводят 0,5% лидокаина вдоль средней линии от симфиза лобка до субксифоида для местных анальгетиков, а затем разрезают брюшную полость и вскрывают разрез с помощью втягивающего устройства.
- Выньте кишечник с правой стороны разреза и оберните их смоченной марлей, чтобы они не высохли. Затем обнажите левую почку.
- Отделите жировые ткани от левой почки и мочеточника с помощью ватных тампонов, а затем диссоциируют левую почечную артерию и вену с помощью микрощипцов под операционным микроскопом с 20-кратным увеличением. Коагулируйте любое кровотечение с помощью электрокоагуляции, если это необходимо.
- Выполняют перевязку аорты примерно на 5 мм выше левой почечной артерии с помощью 4-0 полиамидного монофиламентного шва. Затем трансецируют левую почечную вену дистально к соединению левой генитальной вены и надпочечниковой вены.
- Промывайте почки ледяным раствором UW, дополненным гепарином (100 Ед / мл), используя иглу для кожи головы 24 г из аорты ниже левой почечной артерии, пока кровь не исчезнет в цвете. Время теплой ишемии составляет в среднем 5 мин.
- После перерезания левой почечной артерии примерно на 2 мм рядом с аортой диссоциируют почку и мочеточник с помощью микрощипцов (сохраняют периферические соединительные ткани для обеспечения кровоснабжения мочеточника). Затем переретезируйте мочеточник рядом с мочевым пузырем и сохраните донорскую левую почку в ледяном растворе UW.
- Принесите в жертву крысу-донора с потерей крови, перерезав аорту и впоследствии поместив ее в коробку сСО2 , чтобы обеспечить смерть.
2. Процедура получения
- Повторите процедуру, описанную в шагах 1.1-1.5 для крысы-реципиента.
- Диссоциируют левую почку и мочеточник, а также левую почечную артерию и почечную вену крысы-реципиента с помощью ватных тампонов и микрощипцов под операционным микроскопом с 20-кратным увеличением.
- Обрежьте левую почечную артерию и почечную вену у корня неинвазивными микрососудистыми зажимами. Лигат левого мочеточника примерно на 2-3 см ниже почки с 8-0 полиамидный монофиламентный шов и транссектировать его при перевязке.
- Резецировать нативную левую почку реципиента путем трансекции левой почечной артерии на расстоянии 2 мм от микрососудистого зажима и трансекции почечной вены проксимально к соединению левой генитальной вены и надпочечниковой вены. Коагулируйте надпочечниковую вену с помощью электрокоагуляции, если это необходимо.
- Имплантировать донорскую почку в левую почечную ямку крысы-реципиента и положить лед вокруг имплантированной донорской почки. Анастомозировать почечную артерию донора и почечную вену к почечной артерии и почечной вене реципиента по сквозной схеме с использованием 10-0 полиамидных монофиламентных швов под операционным микроскопом с 45-кратным увеличением, как показано ниже.
- Анастомоз почечной артерии с прерванными швами.
- Накладывайте на стойкие швы в 12 и 6-часовом положениях анастомоза соответственно. Равноудаленно зашивают одну сторону анастомоза между двумя остающимися швами с 2-3 швами с использованием 10-0 полиамидного монофиламентного шва.
- Переверните оставшиеся швы и аналогично зашить другую сторону анастомоза между двумя оставшимися швами с помощью 2-3 швов.
- Анастомоз почечной вены сплошными швами.
- Накладывайте на стойкие швы в 6 и 12 часов в положениях анастомоза соответственно. Зашить одну сторону анастомоза из положения «12 часов» с помощью 4-5 швов с помощью бегущих швов, а затем привязать бегущий шов к удерживаемому шву в положении «6 часов» полиамидным монофиламентным швом 10-0.
- Переверните стоп-швы и аналогичным образом зашить другую сторону анастомоза из положения «6 часов» и, наконец, привяжите бегущий шов к стоп-шову в положении «12 часов».
- Повторно перфузировать донорскую почку, сначала высвобождая неинвазивный микрососудистый зажим почечной вены; затем выявляют места кровотечения и делают дополнительные швы.
- Отпустите неинвазивный микрососудистый зажим почечной артерии, определите места кровотечения и сделайте дополнительные швы. Время холодной ишемии составляет в среднем 45 мин.
- Сшить конец донорского мочеточника полиамидным монофиламентным швом 4-0 в качестве буксира, чтобы протащить конец через «туннель» мочевого пузыря реципиента под операционным микроскопом с 20-кратным увеличением. После этого переведите конец донорского мочеточника швом за пределы мочевого пузыря реципиента. Позвольте донорскому мочеточнику сжаться обратно в мочевой пузырь реципиента.
- Зафиксируйте донорский мочеточник с мочевым пузырем реципиента путем сшивания адвентиции донорского мочеточника мышечным слоем мочевого пузыря реципиента снаружи в четырех равноудаленных положениях с использованием 8-0 полиамидный монофиламентный шов под операционным микроскопом с 45-кратным увеличением.
- Поместите кишечник обратно в брюшную полость и закройте брюшной разрез непрерывными швами в мышечном слое, а затем слой кожи швом 4-0 полиамидной мононити.
- Поместите крысу-реципиента на грелку с температурой 37°C в сухую и чистую клетку. Подождите, пока крыса оправится от анестезии.
- Подкожно вводят бупренорфин (0,05 мг/кг) крысе-реципиенту каждые 6 ч в течение 48 ч для послеоперационного обезболивания. Внутримышечно вводят пенициллин (50 000 Ед/кг) крысе-реципиенту один раз в день в течение 3 дней для профилактики инфекции. Крысу-реципиент приносят в жертву, помещая ее в коробкуСО2 для наблюдения за хроническим отторжением почечного аллотрансплантата после 10 недель трансплантации.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
В этой модели ортотопической трансплантации почки крыс крысы-реципиенты нормально двигаются после операции. Для наблюдения хронического отторжения почечного аллотрансплантата крыс-реципиентов выращивают в течение 10 недель после трансплантации, а общая выживаемость крыс-реципиентов в этот момент времени составляет примерно 90%. Основными причинами смерти являются кровотечение и утечка мочи после операции. Другие основные осложнения включают кровотечение во время операции, тромбоз в почечных сосудах и гидронефроз, частота которого составляет примерно 15%, 25% и 20%. Большая часть кровотечений во время операции может быть остановлена и не влияет на выживаемость крыс-реципиентов. Почечные трансплантаты с эмболизацией сосудов и гидронефрозом следует исключить из последующих исследований.
В этой модели крысы F344 принадлежат к крысиному гаплотипу MHC (RT1) RT1lv1, а крысы Льюиса - к гаплотипу RT1l. Эти два штамма отличаются локусом Ib класса MHC C/E/M13, который не вызывает острого Т-клеточного отторжения, но приводит к последующему хроническому отторжению, опосредованному антителами 4,5. Хроническая аллотрансплантатная нефропатия характеризуется клубочковым склерозом, интерстициальным фиброзом, трубчатой атрофией и интерстициальным атеросклерозом14. Через 10 недель после трансплантации окрашивание гематоксилином и эозином (HE) и периодическое окрашивание кислотой Шиффа (PAS) выявляют клубочковый склероз, интерстициальный фиброз и канальцевую атрофию (рисунок 2A и 2B), а также интерстициальный атеросклероз (рисунок 2C) в почечном аллотрансплантате в отличие от изотрансплантата почки. Как еще одна характеристика хронической гломерулопатии в почечном аллотрансплантате, серебряное окрашивание показывает утолщение клубочковой базальной мембраны в почке аллотрансплантата по сравнению с изотрансплантатной почкой (рисунок 2D), что указывает на успех настоящей модели ортотопической трансплантации почки крыс.
Рисунок 1: Схема ортотопической модели трансплантации почки крысы. (А) Резекция почки донора. Лигировать аорту над левой почечной артерией и трансецировать левую почечную вену дистально к соединению генитальной вены и надпочечниковой вены. После перфузии ледяным раствором UW левая почка донора затем резецируется путем перерезания левой почечной артерии примерно на 2 мм рядом с аортой и трансекции мочеточника рядом с мочевым пузырем. (B) Резекция почки реципиента. После пережатия левой почечной артерии и почечной вены у корня мочеточник транссектируется после перевязки. Левая почка реципиента затем резецируется путем перерезания левой почечной артерии на 2 мм от микрососудистого зажима и транссекции почечной вены проксимально к соединению левой генитальной вены и надпочечниковой вены. (C) Имплантация почки донора. Донорская почечная артерия и почечная вена анастомозируются к почечной артерии и почечной вене реципиента, соответственно, путем прерывания шва и непрерывного шва в сквозной схеме. Затем донорский мочеточник анастомозируется к мочевому пузырю реципиента с использованием сквозного «туннельного» метода. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Рисунок 2: Патологическое окрашивание почечных трансплантатов. Хроническая трансплантатная нефропатия, характеризующаяся клубочковым склерозом, интерстициальным фиброзом, трубчатой атрофией и интерстициальным атеросклерозом, как показано в почечных аллотрансплантатах после 10 недель трансплантации почки от доноров F344 к реципиентам крыс Льюиса. (А,Б) Клубочковый склероз, интерстициальный фиброз и канальцевая атрофия, а также (С) интерстициальный атеросклероз в почечном аллотрансплантате проявляются окрашиванием гематоксилином и эозином и периодическим кислотно-шиффовым окрашиванием. Шкала бара: 50 мкм. (D) Утолщение клубочковых базальных мембран (GBM) в почечном аллотрансплантате по сравнению с почечным изотрансплантатом показано окрашиванием серебром. Пунктирные квадраты обрисовывают изображение GBM с более высоким увеличением. Шкала: 50 мкм. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Трансплантация почек у крыс является сложной работой, требующей высокого уровня микрохирургических методов, и методы операции были оптимизированы несколько раз. С самого начала Gonzalez et al. имплантировали донорскую почку в шею реципиента и анастомозировали донорский мочеточник к коже9. Однако из-за высокой заболеваемости мочевой инфекцией и стенозом донорского мочеточника операция была прекращена в короткие сроки. Впоследствии имплантационная операция правой почки донора была улучшена анастомозом донорской почечной артерии и почечной вены реципиента аорты и нижней полой вены15 или анастомозом донорской почечной артерии и почечной вены реципиента почечной артерии и нижней полой вены11. Тем не менее, правая почечная артерия и почечная вена тонкие и короткие, что увеличивает трудности и частоту неудач операции. Кроме того, эта операция нуждалась в блокировании аорты и нижней полой вены реципиента. Поэтому ишемия нижней части тела и тромбоз нижней полой вены приводили к высоким случаям инвалидизации и гибели крыс-реципиентов. Другие улучшенные операции по имплантации включают анастомоз донорской аорты и почечной вены реципиента почечной артерии и почечной вены с использованием манжеты метода16. Третьи анастомируют мочеточник с помощью манжетыметодом 12. Однако тонкость почечной артерии и мочеточника увеличивает трудности в производстве манжеты и анастомоза, тем самым ограничивая применение этих операций по имплантации.
В настоящее время широко используемая крысиная ортотопическая модель трансплантации почек выполняется в левой почке путем анастомоза левой донорской почечной артерии и почечной вены к реципиентной аорте и нижней полой вене, а также анастомоза донорского пластыря мочевого пузыря к мочевому пузырю реципиента10. Левая почечная артерия и почечная вена достаточно длинные, чтобы облегчить анастомоз. Тем не менее, анастомоз аорты реципиента и нижней полой вены все еще не может избежать ишемии нижней части тела и тромбоза нижней полой вены, что требует высокого уровня опыта микрохирургии для сокращения времени операции. Современная модель ортотопической трансплантации почки крыс модифицирована из Reuter S. et al.17 путем сквозного анастомоза левой донорской почечной артерии и почечной вены к почечной артерии реципиента и почечной вене и анастомоза донорского мочеточника к мочевому пузырю реципиента с использованием «туннельного» метода. В этой модели нет необходимости обрезать аорту реципиента и нижнюю полую вену, чтобы физиологическое системное кровообращение крысы-реципиента не прерывалось, а выживаемость улучшалась без калечащих повреждений (более 90%). Кроме того, «туннельный» метод анастомоза донорского мочеточника к мочевому пузырю реципиента прост в эксплуатации и снижает частоту утечки мочи после операции путем сшивания пластыря донорского мочевого пузыря.
Однако некоторые детали в этой модели все же нужно заметить. Во-первых, кишечник следует держать влажным снаружи, покрыв его смоченной марлей. В противном случае реципиент умрет от некроза кишечника после операции. Во-вторых, соединительные ткани донорского мочеточника не должны быть полностью удалены для обеспечения кровоснабжения его. В-третьих, следует предоставить одинаковые веса крыс-доноров и крыс-реципиентов, чтобы гарантировать, что донорские и реципиентные сосуды имеют одинаковый калибр. Значительно отличающийся калибр донорских и реципиентных сосудов увеличит кровотечение или тромбоз после анастомоза. В-четвертых, следует поддерживать подходящую длину анастомозированных сосудов, особенно для вен, путем трансекции донорской почечной вены дистально из соединения генитальной вены и надпочечниковой вены и транссекции почечной вены реципиента проксимально к соединению генитальной вены и надпочечниковой вены. Анастомозированные сосуды, которые являются слишком длинными или слишком короткими, могут привести к скручиванию сосудов, плохому кровотоку и утечке крови. В-пятых, процесс анастомоза должен выполняться под большим увеличительным полем, таким как х45-кратный, из-за тонких стенок почечной артерии и почечной вены. Плохо решенное поле приведет к неправильным швам стенок сосудов. В-шестых, для уменьшения тромбоза после операции раствор гепарина (100 ЕД/мл) необходимо опустить на анастомозированные сосуды в процессе анастомоза. В-седьмых, весь слой донорского мочеточника не должен быть сшит при фиксации его к мочевому пузырю реципиента, потому что стеноз мочеточника и гидронефроз будут увеличиваться.
Ограничениями этой модели являются высокая потребность в навыках микрохирургии и определенная вероятность осложнений, включая кровотечение, утечку мочи, тромбоз и гидронефроз. Основные послеоперационные осложнения сходны среди различных ортотопических методов трансплантации почек у крыс, которые включают кровотечение, утечку мочи, тромбоз и гидронефроз в результате стеноза анастомоза мочеточника. Однако, в отличие от анастомоза донорской почечной артерии и почечной вены реципиента почечной артерии и нижней полой вены11, современная методика умеренно увеличивает тромбоз в почечных сосудах из-за тонкости анастомоза, но позволяет избежать вмешательства в кровообращение нижних конечностей. В отличие от анастомоза почечной артерии и почечной вены с использованием манжеты методом16, современная методика уменьшает скручивание сосудов. По сравнению со сквозным анастомозом мочеточника методомманжеты 12, современная методика умеренно увеличивает стеноз анастомоза мочеточника, но уменьшает сложность операции. Совершенствование методов микрохирургии путем непрерывной практики может уменьшить осложнения, увеличить выживаемость крыс-реципиентов и увеличить коэффициент использования моделей в последующих экспериментах. Текущая модель предоставляет ссылку на ученых, которые изучают трансплантацию почек.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
У авторов нет конфликта интересов для раскрытия.
Acknowledgments
Эта работа была поддержана Национальным фондом естественных наук Китая (81870304) Цзюнь Ли и Фондом Эльзы Крёнер-Фрезениус(Nr. 2017_A28) Маркусу Гроттрупу.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 4-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C1048451 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Electrocoagulator | ZJ1099 | |
| F344 and Lewis rats | Center of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China) | NA | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Injection syringe (1 ml and 10 ml) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Penicillin G Sodium | Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd | 69-57-8 | |
| Scalp needle (24 G) | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science | R500 | |
| Small Animal Surgery Kit | Beyotime | FS500 | |
| Sodium chloride injection | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Tape | Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD | 1911N68 | |
| UW solution | Bristol-Myers Squibb Company | 17HB0002 |
References
- Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
- Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
- Colvin, R. B., Smith, R. N.
- Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
- Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
- Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
- Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P.
- Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
- Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
- Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
- Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
- Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
- Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).
