Summary
Den ortotopiska njurtransplantationsmodellen för råtta bidrar till att undersöka mekanismen för renal allograftavstötning. Den nuvarande modellen ökar mottagarnas överlevnad utan störningar i blodtillförseln och venös återflöde av underkroppen med hjälp av en end-to-end anastomos av njurimplantation och en end-to-side "tunnel" -metod för urinblåsanastomos.
Abstract
Renal allograftavstötning begränsar patienternas långsiktiga överlevnad efter njurtransplantation. Råtta ortotopisk njurtransplantation är en viktig modell för att undersöka mekanismen för renal allograftavstötning i prekliniska studier och kan hjälpa till att utveckla nya metoder för att förbättra den långsiktiga överlevnaden av renala allografter. Donatornjurimplantation vid ortotopisk njurtransplantation hos råtta utförs vanligen genom end-to-side anastomos till mottagarnas aorta och sämre vena cava. I denna modell implanterades donatorns njure med användning av end-to-end anastomos till mottagarnas njurartär och njurven. Donatorns urinledare anastomoserades till mottagarens urinblåsa i en end-to-side "tunnel" -metod. Denna modell bidrar till bättre läkning av urinblåsana anastomos och ökar mottagarnas överlevnad genom att undvika störningar i blodtillförseln och venös återflöde av underkroppen. Denna modell kan användas för att undersöka mekanismerna för akut och kronisk immun och patologisk avstötning av renala allografter. Här beskriver studien de detaljerade protokollen för denna ortotopiska njurtransplantation mellan råttor.
Introduction
Njurtransplantation har blivit det mest effektiva terapeutiska tillvägagångssättet för patienter med njurfunktionssvikt i slutstadiet. T-cellmedierad akut avstötning och alloantikroppsmedierad humoral immunavstötning resulterar emellertid i patologisk skada av renala allografter och begränsar patienternas kortsiktiga och långsiktiga överlevnad efter njurtransplantation 1,2,3. Tyvärr saknas fortfarande de effektiva läkemedier som förhindrar avstötning av renala allografter, eftersom de exakta mekanismerna för immun och patologisk avstötning av renala allografter inte är tydliga. Följaktligen bidrar de prekliniska studierna som belyser mekanismerna för immun och patologisk avstötning av renala allografter till att hitta nya mål och utveckla relevanta effektiva läkemedel för att förhindra avstötning av renala allografter och så småningom förlänga patienternas överlevnad.
Många potentiella immunologiska och patofysiologiska mekanismer för renal allograftavstötning har nyligen föreslagits i råttmodellstudier av ortotopisk njurtransplantation 4,5,6,7,8. Dessa fynd föreslår flera nya mål och relevanta störande metoder som lovande terapier för att undertrycka renal allograftavstötning, såsom komplementreglerande faktorer och anti-CD59-antikroppar6, immunoproteasom och epoxiketonhämmare 7,8. Således är råtta ortotopisk njurtransplantation en idealisk preklinisk modell för att undersöka mekanismerna för immunavstötning och patologisk skada av njural allograft efter njurtransplantation.
Njurtransplantation av råtta har gradvis skiftat från heterotopisk implantation av donatorns njurar9 till ortotopisk njurimplantation med end-to-side anastomos av kärl eller användning av end-to-end anastomos av urinledaren med hjälp av en manschettmetod 10,11,12. Den föreliggande studien beskriver detaljerade protokoll för den ortotopiska njurtransplantationen mellan råttor som använder end-to-end anastomos till mottagarnas njurartär och njurven, och en end-to-side "tunnel" -metod för ureter-blåsans anastomos, som undviker ischemi i underkroppen och trombosen hos underlägsen vena cava och minskar postoperativt urinläckage och vridningen av urinledaren.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
Inavlade 8-10 veckor gamla manliga F344- och Lewis-råttor (200 g till 250 g) erhölls kommersiellt. Allogen vänster njurtransplantation utfördes mellan manliga F344- och Lewis-råttor. F344-råttor användes som donatorer och syngena mottagare, och Lewis-råttor fungerade som allogena mottagare. Alla djurhanteringsförfaranden genomfördes i enlighet med riktlinjer för vård och användning av laboratoriedjur publicerade av NIH, och alla djurförsöksprotokoll godkändes av Animal Care and Use Committee of Chongqing University Cancer Hospital. Alla förnödenheter som används under operationen, inklusive kirurgiska instrument och lösningar, är sterila. Ett schema över protokollet visas i figur 1.
1. Förfarande för givare
- Inducera generell anestesi hos råtta genom 5% isofluraninandning med användning av en induktionskammare. Injicera sedan subkutant buprenorfin vid 0,1 mg / kg för att utföra samtidig förebyggande analgesi.
- Placera råttan på ryggen och behåll anestesi med 2% isofluraninandning med en ansiktsmask över näsan och munnen. Applicera ögonsmörjmedel på ögonen för att undvika torkning av hornhinnan. Långsam andningsfrekvens och rytm, försvinnandet av hornhinnreflex och brist på svar på tåklämman indikerar effektiviteten av anestesi.
- Raka bukhåret med en elektrisk rakhyvel och sterilisera huden med 0,5% jod och 70% alkohol.
- Injicera subkutant 0,5% lidokain längs mittlinjen från symphysis pubis till subxiphoid för lokala smärtstillande medel, och skär sedan buken och dra upp snittet med hjälp av en retraktor.
- Ta ut tarmarna från höger sida av snittet och linda in dem med fuktad gasbindning för att förhindra att de torkar ut. Utsätt sedan vänster njure.
- Separera fettvävnader från vänster njure och urinledare med bomullspinne och dissociera sedan vänster njurartär och ven med hjälp av mikropincetten under ett operationsmikroskop med 20x förstoring. Koagulera eventuell blödning med elektrokoagulering, om det behövs.
- Utför ligering av aortan ca 5 mm ovanför vänster njurartär med en 4-0 polyamidmonofilamentsutur. Transektera sedan den vänstra njurvenen distal till konjunktionen av vänster könsven och binjureven.
- Spola njuren med iskall UW-lösning kompletterad med heparin (100 U / ml) med en 24 G hårbottennål från aortan under vänster njurartär tills blodet bleknar i färg. Varm ischemitid är i genomsnitt 5 minuter.
- Efter transektering av vänster njurartär ca 2 mm bredvid aortan, dissociera njuren och urinledaren med hjälp av mikrotång (bevara de perifera bindväven för att säkerställa blodtillförseln till urinledaren). Transektera sedan urinledaren bredvid urinblåsan och bevara givarens vänstra njure i iskall UW-lösning.
- Offra givarråttan med blodförlust genom att transektera aortan och därefter placera den i enCO2-låda för att säkerställa döden.
2. Mottagande förfarande
- Upprepa proceduren som beskrivs i steg 1.1–1.5 för den mottagande råttan.
- Dissociera vänster njure och urinledare samt vänster njurartär och njurven hos den mottagande råttan med hjälp av bomullspinne och mikropincett under ett fungerande mikroskop med 20x förstoring.
- Klipp vänster njurartär och njurven vid roten av icke-invasiva mikrovaskulära klämmor. Ligera vänster urinledare ca 2-3 cm under njuren med en 8-0 polyamidmonofilamentsutur och transektera den vid ligering.
- Resect mottagarens infödda vänstra njure genom att transektera vänster njurartär 2 mm bort från den mikrovaskulära klämman och transektera njurvenen proximal till konjunktionen av vänster könsven och binjureven. Koagulera binjurevenen med hjälp av elektrokoagulering, om det behövs.
- Implantera donatornjuren i den vänstra njurfossan hos mottagarråttan och lägg is runt den implanterade donatornjuren. Anastomos donatorns njurartär och njurven till mottagarens njurartär och njurven i ett end-to-end-mönster med användning av 10-0 polyamidmonofilamentsuturer under ett operationsmikroskop med 45x förstoring, enligt följande.
- Anastomos njurartären med avbrutna suturer.
- Placera vistelsesuturerna klockan 12 respektive 6 på anastomos. Lika långt sutur ena sidan av anastomosen mellan de två vistelsesuturerna med 2-3 stygn med en 10-0 Polyamid Monofilament sutur.
- Vänd på vistelsesuturerna och suturera på samma sätt den andra sidan av anastomosen mellan de två vistelsesuturerna med 2-3 stygn.
- Anastomos njurvenen med kontinuerliga suturer.
- Placera vistelsesuturerna klockan 6 respektive 12 för anastomos. Sutur ena sidan av anastomosen från klockan 12 med 4-5 stygn med hjälp av de löpande suturerna och bind sedan den löpande suturen till vistelsesuturen vid klockan 6 med en 10-0 polyamidmonofilamentsutur.
- Vänd över vistelsesuturerna och suturera på samma sätt den andra sidan av anastomosen från klockan 6 och bind slutligen den löpande suturen till vistelsesuturen vid klockan 12.
- Återperfusera donatornjuren genom att först frigöra den icke-invasiva mikrovaskulära klämman i njurvenen; identifiera sedan blödningsställena och gör ytterligare stygn.
- Släpp den icke-invasiva mikrovaskulära klämman i njurartären, identifiera blödningsställena och gör ytterligare stygn. Kall ischemi tid är 45 min i genomsnitt.
- Sy änden av givaruretern med en 4-0 polyamidmonofilamentsutur som ett släp för att dra änden genom "tunneln" i mottagarens urinblåsa under ett operationsmikroskop med 20x förstoring. Därefter transektera änden av givaruretern med suturen utanför mottagarens urinblåsa. Låt donatoruretern krympa tillbaka in i mottagarens urinblåsa.
- Fixera donatoruretern med mottagarens urinblåsa genom att sy donatorureterns adventitia med muskelskiktet i mottagarens urinblåsa utanför vid fyra lika avlägsna positioner med en 8-0 polyamidmonofilamentsutur under ett operationsmikroskop med 45x förstoring.
- Placera tarmarna tillbaka i bukhålan och stäng buksnittet med kontinuerliga suturer i muskelskiktet först och sedan hudskiktet med en 4-0 polyamidmonofilamentsutur.
- Placera mottagarråttan på en 37 °C värmedyna i en torr och ren bur. Vänta tills råttan återhämtar sig från anestesi.
- Injicera buprenorfin (0,05 mg/kg) subkutant i den mottagande råttan var 6:e timme i 48 timmar för postoperativ analgesi. Intramuskulärt injicera penicillin (50 000 U/kg) i den mottagande råttan en gång om dagen i 3 dagar för att förebygga infektion. Den mottagande råttan offras genom att placera den i en CO2-låda för att observera kronisk avstötning av njural allograft efter 10 veckors transplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
I denna råtta ortotopiska njurtransplantationsmodell rör sig mottagarråttorna normalt efter operationen. För att observera kronisk avstötning av renal allograft höjs mottagarråttor i 10 veckor efter transplantation, och den totala överlevnaden för mottagande råttor vid denna tidpunkt är cirka 90%. De främsta dödsorsakerna är blödning och urinläckage efter operationen. De andra stora komplikationerna inkluderar blödning under operationen, trombos i njurkärl och hydronephrosis, vars respektive förekomst är cirka 15%, 25% och 20%. Det mesta av blödningen under operation kan stoppas och påverkar inte överlevnaden hos mottagande råttor. Njurtransplantat med embolisering av kärl och hydronephrosis bör uteslutas från de efterföljande studierna.
I denna modell är F344-råttor av råtta MHC (RT1) haplotyp RT1lv1 och Lewis-råttor är av haplotypen RT1l. Dessa två stammar skiljer sig åt i MHC-klass Ib locus C/E/M13, vilket inte orsakar akut T-cellmedierad avstötning men leder till en efterföljande kronisk antikroppsmedierad avstötning 4,5. Kronisk allograftnefropati kännetecknas av glomerulär skleros, interstitiell fibros, tubulär atrofi och interstitiell åderförkalkning14. Vid 10 veckor efter transplantation avslöjar hematoxylin och eosin (HE) färgning och periodisk syra-Schiff (PAS) färgning glomerulär skleros, interstitiell fibros och tubulär atrofi (figur 2A och 2B) och interstitiell åderförkalkning (figur 2C) i njural allograft i motsats till isograft njuren. Som en annan egenskap hos kronisk glomerulopati i njural allograft visar silverfärgning förtjockningen av det glomerulära basalmembranet i allograftnjure jämfört med isograftnjure (figur 2D), vilket indikerar framgången för den nuvarande råtta ortotopiska njurtransplantationsmodellen.
Figur 1: Schematisk över råttans ortotopiska njurtransplantationsmodell. (A) Resektion av donatorns njure. Ligatera aortan ovanför vänster njurartär och transektera vänster njurven distal till konjunktionen av könsvenen och binjurevenen. Efter perfusion med iskall UW-lösning resekteras sedan donatorns vänstra njure genom att transektera vänster njurartär cirka 2 mm bredvid aortan och transektera urinledaren bredvid urinblåsan. (B) Resektion av mottagarens njure. Efter fastspänning av vänster njurartär och njurven vid roten transekteras urinledaren efter ligering. Mottagarens vänstra njure sekteras sedan genom att transektera vänster njurartär 2 mm från den mikrovaskulära klämman och transektera njurvenen proximal till konjunktionen av vänster könsven och binjureven. (C) Implantation av donatorns njure. Donatorns njurartär och njurven anastomoseras till mottagarens njurartär respektive njurven genom avbruten sutur och kontinuerlig sutur i ett end-to-end-mönster. Donatoruretern anastomoseras sedan till mottagarens urinblåsa med hjälp av en end-to-side "tunnel" -metod. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Figur 2: Patologisk färgning av njurtransplantat. Kronisk transplantatefropati kännetecknad av glomerulär skleros, interstitiell fibros, tubulär atrofi och interstitiell åderförkalkning som visas i njural allografter efter 10 veckors njurtransplantation från F344-givare till Lewis-råttmottagare. (A,B) Glomerulär skleros, interstitiell fibros och tubulär atrofi samt (C) interstitiell åderförkalkning i renal allograft visas genom hematoxylin- och eosinfärgning och periodisk syra-Schiff-färgning. Skala bar: 50 μm. (D) Förtjockning av glomerulära basalmembran (GBM) i renal allograft jämfört med renal isograft visas genom silverfärgning. De streckade rutorna beskriver den högre förstoringsbilden av GBM. Skala bar: 50 μm. Klicka här för att se en större version av denna figur.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
Njurtransplantation hos råtta är ett utmanande arbete som kräver en hög nivå av mikrokirurgiska tekniker och operationsteknikerna har optimerats flera gånger. Från början implanterade Gonzalez et al. donatornjuren i mottagarens hals och anastomoserade donatoruretern till huden9. På grund av den höga förekomsten av urinvägsinfektion och stenos hos donatoruretern övergavs operationen på kort tid. Därefter förbättrades implantatoperationen av donatorns högra njure genom anastomos av donatorns njurartär och njurven till mottagarens aorta och underlägsen vena cava15, eller genom anastomos av donatorns njurartär och njurven till mottagarens njurartär och underlägsen vena cava11. Ändå är den högra njurartären och njurvenen tunn och kort, vilket ökar svårigheterna och felfrekvensen för operationen. Dessutom behövde denna operation blockering av mottagarens aorta och sämre vena cava. Därför resulterade ischemi i underkroppen och trombosen hos sämre vena cava i höga förekomster av invalidiserande och död hos mottagande råttor. De andra förbättrade implantatoperationerna inkluderar anastomos av donatoraorta och njurven till mottagarens njurartär och njurven med hjälp av en manschettmetod16. Ytterligare andra anastomos urinledaren med manschettmetoden12. Tunnheten hos njurartären och urinledaren ökar emellertid svårigheten att producera manschetten och anastomosen och begränsar därmed appliceringen av dessa implantatoperationer.
För närvarande utförs den vanliga råtta ortotopiska njurtransplantationsmodellen i vänster njure genom anastomos av vänster donators njurartär och njurven till mottagarens aorta och underlägsen vena cava och anastomos av donatorblåsplåstret till mottagarblåsan10. Den vänstra njurartären och njurvenen är tillräckligt långa för att underlätta anastomos. Ändå kan anastomosen till mottagarens aorta och underlägsen vena cava fortfarande inte undvika ischemi i underkroppen och trombosen hos underlägsen vena cava, vilket kräver en hög nivå av mikrokirurgisk erfarenhet för att förkorta operationstiden. Den nuvarande råttortotopiska njurtransplantationsmodellen modifieras från Reuter S. et al.17 via end-to-end anastomos av vänster donators njurartär och njurven till mottagarens njurartär och njurven och anastomos av givaruretern till mottagarens urinblåsa med hjälp av en "tunnel" -metod. I denna modell finns det inget behov av att klippa mottagarens aorta och underlägsna vena cava så att den fysiologiska systemiska cirkulationen hos mottagarråttan inte avbryts och överlevnadsgraden förbättras utan förlamning (över 90%). Dessutom är "tunnel" -metoden för anastomos hos givaruretern till mottagarens urinblåsa lätt att använda och minskar förekomsten av urinläckage efter operation genom att sy donatorblåsplåstret.
Vissa detaljer i denna modell behöver dock fortfarande märkas. Först bör tarmarna hållas fuktiga ute genom att täcka dem med fuktad gasbindning. Annars skulle mottagaren dö av tarmnekros efter operationen. För det andra bör bindväven hos donatoruretern inte avlägsnas helt för att säkerställa blodtillförseln till den. För det tredje bör liknande vikter för givar- och mottagarråttor beviljas för att säkerställa att givar- och mottagarfartygen är av samma kaliber. En signifikant annorlunda kaliber av givar- och mottagarkärl skulle öka blödningen eller trombosen efter anastomos. För det fjärde bör en lämplig längd av de anastomoserade kärlen hållas, särskilt för venerna genom att transektera donatorns njurven distal från konjunktionen av könsvenen och binjurevenen och transektera mottagarens njurven proximal till konjunktionen av könsvenen och binjurevenen. Anastomoserade kärl som är för långa eller för korta kan leda till vridning av kärl, dåligt blodflöde och blodläckage. För det femte bör anastomosprocessen utföras under ett högt förstoringsfält, såsom x45-vikning, på grund av tunna väggar i njurartären och njurvenen. Ett dåligt löst fält skulle orsaka felaktiga suturer av kärlväggar. För det sjätte, för att minska trombosen efter operationen måste heparinlösning (100 U / ml) släppas på de anastomoserade kärlen under anastomosprocessen. För det sjunde bör hela skiktet av givaruretern inte sys när det fixeras till mottagarens urinblåsa eftersom stenos av urinledaren och hydronephrosis skulle öka.
Begränsningarna i denna modell är ett högt krav på mikrokirurgiska färdigheter och en viss sannolikhet för komplikationer, inklusive blödning, urinläckage, trombos och hydronephrosis. De viktigaste postoperativa komplikationerna liknar olika ortotopiska njurtransplantationstekniker hos råttor, som inkluderar blödning, urinläckage, trombos och hydronephrosis till följd av ureter anastomosis stenos. I motsats till anastomosen hos donatorns njurartär och njurven till mottagarens njurartär och underlägsen vena cava11 ökar den nuvarande tekniken milt trombosen i njurkärlen på grund av anastomos tunnhet men undviker störningen av nedre extremiteternas cirkulation. I motsats till anastomosen i njurartären och njurvenen med hjälp av en manschettmetod16 minskar den nuvarande tekniken vridningen av kärl. I jämförelse med end-to-end anastomos hos urinledaren med manschettmetoden12 ökar den nuvarande tekniken milt stenosen av urinledaranastomos men minskar svårigheten i drift. Förbättringen av mikrokirurgiska tekniker genom kontinuerlig övning kan minska komplikationerna, öka överlevnaden hos mottagarråttor och öka utnyttjandegraden för modellerna i de efterföljande experimenten. Den nuvarande modellen ger en hänvisning till forskare som studerar njurtransplantation.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
Författarna har inga intressekonflikter att avslöja.
Acknowledgments
Detta arbete stöddes av National Natural Science Foundation of China (81870304) till Jun Li och av Else Kröner-Fresenius-Stiftung (nr 2017_A28) till Marcus Groettrup.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 10-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | G0090781 | |
| 4-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C1048451 | |
| 8-0 Polyamide Monofilament suture | B.Braun Medical Inc. | C2090880 | |
| Buprenorphine | US Biological life Sciences | 352004 | |
| Electrocoagulator | Electrocoagulator | ZJ1099 | |
| F344 and Lewis rats | Center of Experimental Animals (Tongji Medical College, Huazhong University of Science and Technology, China) | NA | |
| Gauze | Henan piaoan group Co., LTD | 10210402 | |
| Heating pad | Guangzhou Dewei Biological Technology Co., LTD | DK0032 | |
| Heparin | North China Pharmaceutical Co., LTD | 2101131-2 | |
| Injection syringe (1 ml and 10 ml) | Shandong weigao group medical polymer Co., LTD | 20211001 | |
| Isoflurane | RWD Life Science Co., LTD | 21070201 | |
| Penicillin G Sodium | Wuhan HongDe Yuexin pharmatech co.,Ltd | 69-57-8 | |
| Scalp needle (24 G) | Hongyu Medical Group | 20183150210 | |
| Shaver | Beyotime | FS600 | |
| Small animal anesthesia machine | RWD Life Science | R500 | |
| Small Animal Surgery Kit | Beyotime | FS500 | |
| Sodium chloride injection | Southwest pharmaceutical Co., LTD | H50021610 | |
| Surgical operation microscope | Tiannuoxiang Scientific Instrument Co. , Ltd, Beijing, China | SZX-6745 | |
| Swab | Yubei Medical Materials Co., LTD | 21080274 | |
| Tape | Minnesota Mining Manufacturing Medical Equipment (Shanghai) Co., LTD | 1911N68 | |
| UW solution | Bristol-Myers Squibb Company | 17HB0002 |
References
- Cooper, J. E., Wiseman, A. C. Novel immunosuppressive agents in kidney transplantation. Clinical Nephrology. 73 (5), 333-343 (2010).
- Colaneri, J. An overview of transplant immunosuppression--history, principles, and current practices in kidney transplantation. Nephrology Nursing Journal. 41 (6), 549-560 (2014).
- Colvin, R. B., Smith, R. N.
- Joosten, S. A., et al. Antibody response against perlecan and collagen types IV and VI in chronic renal allograft rejection in the rat. American Journal of Pathology. 160 (4), 1301-1310 (2002).
- Joosten, S. A., van Ham, V., Borrias, M. C., van Kooten, C., Paul, L. C. Antibodies against mesangial cells in a rat model of chronic renal allograft rejection. Nephrology Dialysis Transplantation. 20 (4), 692-698 (2005).
- Yamanaka, K., et al. Depression of complement regulatory factors in rat and human renal grafts is associated with the progress of acute T-cell mediated rejection. PLoS One. 11 (2), 0148881 (2016).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition prevents chronic antibody-mediated allograft rejection in renal transplantation. Kidney International. 93 (3), 670-680 (2018).
- Li, J., et al. Immunoproteasome inhibition induces plasma cell apoptosis and preserves kidney allografts by activating the unfolded protein response and suppressing plasma cell survival factors. Kidney International. 95 (3), 611-623 (2019).
- Miller, B. F., Gonzalez, E., Wilchins, L. J., Nathan, P.
- Tillou, X., Howden, B. O., Kanellis, J., Nikolic-Paterson, D. J., Ma, F. Y. Methods in renal research: kidney transplantation in the rat. Nephrology. 21 (6), 451-456 (2016).
- Daniller, A., Buchholz, R., Chase, R. A. Renal transplantation in rats with the use of microsurgical techniques: a new method. Surgery. 63 (6), 956-961 (1968).
- Ahmadi, A. R., et al. Orthotopic rat kidney transplantation: A novel and simplified surgical approach. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (147), e59403 (2019).
- Günther, E., Walter, L. The major histocompatibility complex of the rat (Rattus norvegicus). Immunogenetics. 53 (7), 520-542 (2001).
- Loupy, A., et al. The Banff 2015 Kidney Meeting Report: Current challenges in rejection classification and prospects for adopting molecular pathology. American Journal of Transplantation. 17 (1), 28-41 (2017).
- Fisher, B., Sun, L. Microvascular surgical techniques in research, with special reference to renal transplantation in the rat. Surgery. 58 (5), 904-914 (1965).
- Kamada, N. A description of cuff techniques for renal transplantation in the rat. Use in studies of tolerance induction during combined liver grafting. Transplantation. 39 (1), 93-95 (1985).
- Grabner, A., et al. Non-invasive imaging of acute allograft rejection after rat renal transplantation using 18F-FDG PET. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (74), e4240 (2013).
