Waiting
Login processing...

Trial ends in Request Full Access Tell Your Colleague About Jove
JoVE Journal Bioengineering
Click here for the English version

Bioengineering

Fragmentering av bulkhydrgeler og prosessering i granulære hydrogeler for biomedisinske applikasjoner

Published: May 17, 2022 doi: 10.3791/63867
Automatic Translation
1, 1, 1,2,3
1Department of Bioengineering, School of Engineering and Applied Sciences, University of Pennsylvania, 2BioFrontiers Institute, University of Colorado Boulder, 3Department of Chemical and Biological Engineering, College of Engineering and Applied Science, University of Colorado Boulder

Summary

Dette arbeidet beskriver enkle, tilpasningsdyktige og rimelige metoder for å fremstille mikrogeler med ekstruderingsfragmentering, behandle mikrogelene i injiserbare granulære hydrogeler, og bruke granulære hydrogeler som ekstruderingstrykkfarger for biomedisinske applikasjoner.

Abstract

Granulære hydrogeler er fastkjørte samlinger av hydrogelmikropartikler (dvs. "mikrogeler"). Innen biomaterialer har granulære hydrogeler mange fordelaktige egenskaper, inkludert injiserbarhet, mikroskala porøsitet og tunabilitet ved å blande flere mikrogelpopulasjoner. Metoder for å fremstille mikrogeler er ofte avhengige av vann-i-olje-emulsjoner (f.eks. mikrofluidikk, batchemulsjoner, elektrospraying) eller fotolitografi, som kan utgjøre høye krav når det gjelder ressurser og kostnader, og kan ikke være kompatible med mange hydrogeler. Dette arbeidet beskriver enkle, men svært effektive metoder for å fremstille mikrogeler ved hjelp av ekstruderingsfragmentering og for å behandle dem i granulære hydrogeler som er nyttige for biomedisinske applikasjoner (f.eks. 3D-trykkfarger). For det første ekstruderes bulkhydrgeler (ved hjelp av fotocrosslinkable hyaluronsyre (HA) som et eksempel) gjennom en rekke nåler med sekvensielt mindre diametre for å danne fragmenterte mikrogeler. Denne mikrogel fabrikasjonsteknikken er rask, rimelig og svært skalerbar. Metoder for å jamme mikrogeler i granulære hydrogeler ved sentrifugering og vakuumdrevet filtrering er beskrevet, med valgfri post-crosslinking for hydrogelstabilisering. Til slutt er granulære hydrogeler fremstilt av fragmenterte mikrogeler demonstrert som ekstruderingstrykkfarger. Mens eksemplene som er beskrevet her, bruker fotocrosslinkable HA for 3D-utskrift, er metodene lett tilpasningsdyktige for et bredt utvalg av hydrogeltyper og biomedisinske applikasjoner.

Introduction

Granulære hydrogeler fremstilles gjennom pakking av hydrogelpartikler (dvs. mikrogeler) og er en spennende klasse biomaterialer med mange fordelaktige egenskaper for biomedisinske applikasjoner 1,2,3. På grunn av deres partikkelstruktur er granulære hydrogeler skjærfortynnende og selvhelbredende, noe som gjør det mulig å bruke dem som ekstruderingstrykk (bio)blekk, granulære støtter for innebygd utskrift og injiserbare terapeutiske behandlinger 4,5,6,7,8,9. I tillegg gir det tomme rommet mellom mikrogeler en mikroskala porøsitet for cellebevegelse og molekylær diffusjon 8,10,11. Videre kan flere mikrogelpopulasjoner kombineres til en enkelt formulering for å muliggjøre forbedret tunabilitet og materialfunksjonalitet 8,10,12,13. Disse viktige egenskapene har motivert den raske utvidelsen av granulær hydrogelutvikling de siste årene.

Det finnes en rekke metoder tilgjengelig for å danne mikrogeler mot granulær hydrogelproduksjon, hver med sine egne fordeler og ulemper. For eksempel dannes mikrogeler ofte av vann-i-olje-emulsjoner ved hjelp av dråpemikrofluidikk 4,11,13,14,15,16,17, batchemulsjoner 7,18,19,20,21,22 eller elektrospraying 6,23, 24,25. Disse metodene gir sfæriske mikrogeler med enten ensartede (mikrofluidikk) eller polydisperse (batchemulsjoner, elektrospraying) diametre. Det er noen begrensninger i disse vann-i-olje emulsjon fabrikasjonsmetoder, inkludert potensielt lav-gjennomstrømning produksjon, behovet for lav viskositet hydrogel forløper løsninger, og høye kostnader og ressurser for oppsett. I tillegg kan disse protokollene kreve harde oljer og overflateaktive stoffer som må vaskes fra mikrogelene ved hjelp av prosedyrer som legger til behandlingstrinn, og kan være vanskelig å oversette til sterile forhold for biomedisinske applikasjoner i mange laboratorier. Fjerning av behovet for vann-i-olje-emulsjoner, (foto)litografi kan også brukes, hvor mugg eller fotomasker brukes til å kontrollere herding av mikrogeler fra hydrogelforløperløsninger 1,26,27. I likhet med mikrofluidikk kan disse metodene være begrenset i produksjonsgjennomstrømningen, noe som er en stor utfordring når store volumer er nødvendig.

Som et alternativ til disse metodene har mekanisk fragmentering av bulkhydrogeler blitt brukt til å fremstille mikrogeler med uregelmessige størrelser 19,28,29,30,31,32. For eksempel kan bulkhydrgeler forhåndsdannes og deretter overføres gjennom masker eller sikter for å danne fragmenterte mikrogeler, en prosess som til og med har blitt gjort i nærvær av celler i mikrogelstrenger33,34. Bulk hydrogeler har også blitt behandlet i mikrogeler med mekaniske forstyrrelser ved hjelp av teknikker som sliping med mørtel og pestle eller gjennom bruk av kommersielle blendere 35,36,37. Andre har også brukt mekanisk agitasjon under hydrogeldannelse for å fremstille fragmenterte mikrogeler (dvs. væskegeler)31.

Metodene heri utvider disse mekaniske fragmenteringsteknikkene og presenterer en enkel tilnærming for å fremstille mikrogeler med ekstruderingsfragmentering, ved hjelp av fotocrosslinkable hyaluronsyre (HA) hydrogeler som eksempel. Ekstruderingsfragmentering bruker bare sprøyter og nåler til å fremstille fragmenterte mikrogeler i en rimelig, høy gjennomstrømning og lett skalerbar metode som passer for et bredt spekter av hydrogeler19,32. Videre er metoder for å montere disse fragmenterte mikrogelene i granulære hydrogeler beskrevet ved hjelp av enten sentrifugering (lav pakking) eller vakuumdrevet filtrering (høy pakking). Til slutt diskuteres anvendelsen av disse fragmenterte granulære hydrogelene for bruk som ekstruderingstrykkblekk. Målet med denne protokollen er å introdusere enkle metoder som er tilpasningsdyktige til et bredt utvalg av hydrogeler og kan implementeres i praktisk talt alle laboratorier som er interessert i granulære hydrogeler.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Protocol

1. Fabrikasjon av bulkhydrgeler inne i en sprøyte ved hjelp av fotocrosslinking

MERK: En oversikt over bulkhydrgelproduksjon inne i en sprøyte ved hjelp av fotocrosslinking er vist i figur 1. Denne protokollen bruker norbornene-modifisert hyaluronsyre (NorHA) til å fremstille bulkhydrgeler ved hjelp av en fotomediert tiol-ene reaksjon. Detaljerte prosedyrer for syntesen av NorHA er beskrevet andre steder38. Denne protokollen er imidlertid svært tilpasningsdyktig til enhver fotocrosslinkable hydrogel. Se Diskusjon hvis du vil ha mer informasjon.

  1. Predetermin ønsket konsentrasjoner av polymer, crosslinker og initiativtakere for bulk hydrogelformulering. I denne protokollen består hydrogelforløperløsningen av NorHA (2 wt.%, ~25% grad av norbornene modifikasjon), dithiothreitol (DTT, 6 mM) og Irgacure D-2959 (I2959, 0,05 wt.%). Påse at komponentene (1 ml) er fullstendig oppløst i fosfatbufret saltvann (PBS) i et mikrocentrifugerør.
    MERK: Ved tilberedning av hydrogelforløperløsningen kan fitc-dextran med høy molekylvekt (2 MDa, 0,1 wt.%) tilsettes oppløsningen for å visualisere mikrogeler som er fremstilt senere i protokollen ved hjelp av fluorescerende mikroskopi.
  2. Legg en 3 ml sprøyte med hydrogelforløperløsningen.
    1. Fjern stempelet fra baksiden av en tom 3 ml sprøyte og legg til en spisshette på toppen av sprøytefatet.
    2. Bruk en 1000 μL pipette for å overføre hydrogelforløperløsningen til sprøytefatet med spisshetten.
    3. Hold sprøytefatet med hydrogelforløperløsning i den ene hånden, med spisshetten vendt ned og den åpne enden av fatet vendt opp. Med den annen side, returner sprøytestempepet til åpningen på baksiden av sprøytefatet. Skyv sprøytestempelet forsiktig inn i fatet, akkurat nok til å forsegle åpningen på baksiden av sprøytefatet.
    4. Hold stempelet og sprøytefatet forsiktig sammen for å sikre at baksiden av sprøytefatet er forseglet med stempelet, snu sprøyten slik at stempelet vender ned, og spisshetten vender nå opp. Fjern spisshetten og skyv stempelet forsiktig inn i sprøytefatet til all luft er fjernet fra sprøyten (bare hydrogelforløperoppløsningen gjenstår).
    5. Fest spisshetten på sprøyten igjen. Påse at hydrogelforløperløsningen er festet i 3 ml-sprøyten med en spisshette.
  3. Lag en bulk hydrogel i 3 ml sprøyten.
    1. Sørg for riktig personlig verneutstyr (PVU) og at det tas forholdsregler før du slår på UV-lampen. Dette inkluderer bruk av UV-beskyttede briller og omslutter lampeområdet for å beskytte andre mot UV-lys.
    2. Kalibrer UV-flekkkurlampen til en lysintensitet på 10 mW/cm2 ved hjelp av et radiometer.
      MERK: Det vil bli lett demping gjennom sprøytefatet. Før fabrikasjon, bestem prosentandelen av lysdemping som er tilstede ved hjelp av et radiometer. Lysintensitetsutgangen fra spotherdesystemet bør justeres tilsvarende for å ta hensyn til slik demping.
    3. Plasser 3 ml sprøyten lastet med hydrogelforløperløsningen under UV-flekkherdingslampen i ønsket tid til å ta bilde av den fullstendig fotocrosslink. For systemet som er beskrevet her, er NorHA hydrogel forløperløsning utsatt for UV-lys i 5 minutter med en intensitet på 10 mW/cm2, som basert på tidligere studier39 var tilstrekkelig tid og lysintensitet til å sikre fullstendig krysskobling som bestemt av fotocrosslinking oscillatorisk skjær reologi tid feier.
      MERK: For å sikre fullstendig fotokrysskobling i sprøyten, kan sprøyten vendes halvveis gjennom fotocrosslinkingperioden.
    4. Slå av UV-lampen og fjern sprøyten. Påse at hydrogelen nå er fotocrosslinket i sprøyten. Dette kan gjøres ved å trekke stempelet tilbake og observere hydrogelen bevege seg som en solid blokk i stedet for en viskøs væske.

Figure 1
Figur 1: Oversikt over fabrikasjon av bulkhydrogeler inne i en sprøyte ved hjelp av fotocrosslinking. Figuren viser (A) fjerning av stempelet fra sprøyten, (B) sikring av spisshetten til sprøytefatet, (C) tilsetning av hydrogelforløper til sprøytefatet, (D) retur av stempelet til sprøyten, (E) fjerning av overflødig luft og sikring av spisshetten, og (F) fotocrosslinking bulk hydrogel inne i sprøyten. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

2. Fabrikasjon av mikrogeler ved hjelp av ekstruderingsfragmentering

MERK: En oversikt over mikrogelproduksjon ved hjelp av ekstruderingsfragmentering er vist i figur 2.

  1. Fjern stempelet fra baksiden av en tom 3 ml sprøyte. Fest en spisshette til Luer-Lock.
  2. Fjern spisshetten fra sprøyten som inneholder den fotocrosskoblede bulkhydrgelen. Still opp toppen av hydrogelsprøyten med åpningen av fatet på den tomme sprøyten.
  3. Ekstruder bulkhydrgelen gjennom sprøyteåpningen (ingen kanyle festet) i sylinderen på den tomme sprøyten. Kast sprøyten som nå er tom (tidligere inneholdt hydrogelen) i riktig avfallsstrøm.
  4. Hold sprøyten som inneholder den ekstruderte hydrogelen slik at spisshetten vender ned, og tønneåpningen vender opp. Bruk en 1000 μL pipette, tilsett 1,5 ml PBS i sprøytefatet.
  5. Juster sprøytestempelet etter åpningen av fatet, bare så vidt skyve stempelet inn nok til å skape en forsegling. Snu sprøyten slik at stempelet nå vender ned og spisshetten vender opp, og sørg for å holde stempelet og sprøytefatet sammen slik at ingen hydrogel eller PBS lekker ut. Inverter flere ganger for å blande den fragmenterte hydrogelen med PBS tilsatt.
  6. Hold sprøyten slik at spisshetten vender opp og stempelet vender ned. Fjern spisshetten. Skyv stempelet forsiktig oppover for å fjerne all luft fra innsiden av sprøyten.
    MERK: Det vil sannsynligvis være et spor på baksiden av 3 ml-sprøyten som krever ekstra kraft for å skyve stempelet inn. Skyv stempelet forsiktig over sporet. Enhver plutselig eller hard mengde kraft vil føre til at stempelet beveger seg for fort og muligens utviser den fragmenterte hydrogelfjæringen.
  7. Ekstruder den fragmenterte hydrogelfjæringen gjennom en rekke nåler for å lage fragmenterte mikrogeler.
    1. Fest en stump spiss 18 G kanyle til toppen av sprøyten som inneholder den fragmenterte hydrogelen og PBS. Fjern stempelet fra en ny 3 ml sprøyte og fest en spisshette til den tomme sprøytefatet.
    2. Ekstruder den fragmenterte hydrogelfjæringen gjennom 18 G-nålen på baksiden av den tomme sprøytefatet. Kast den tomme sprøyten og kanylen i riktig avfallsstrøm.
    3. Hold sprøyten som inneholder den fragmenterte hydrogelfjæringen slik at spisshetten vender ned og tønneåpningen vender opp. Juster sprøytestempelet etter åpningen av fatet, bare så vidt skyve stempelet inn nok til å skape en forsegling.
    4. Snu sprøyten slik at stempelet nå vender ned, og spisshetten vender opp, og sørg for å holde stempelet og sprøytefatet sammen slik at ingen hydrogel eller PBS lekker ut.
    5. Hold sprøyten slik at spisshetten vender opp og stempelet vender ned. Fjern spisshetten. Skyv stempelet forsiktig oppover for å fjerne all luft fra innsiden av sprøyten. Se merknaden ovenfor om forsiktig å skyve sprøytestempelen innover for å forhindre uønsket utvisning av hydrogelmateriale.
    6. Gjenta trinn 2.7.1-2.7.5 med en nål på 23 G, 27 G og 30 G. Ved siste ekstruderingstrinn (30 G nål) ekstruderer du den fragmenterte hydrogelfjæringen i mikrocentrifugerør. For volumene som er beskrevet her, vil det endelige fragmenterte hydrogelfjæringsvolumet være ~ 2,5 ml, som krever to 1,5 ml mikrocentrifugerør (volum delt likt).
      MERK: Det skal ikke være nødvendig med overdreven kraft for å ekstrudere fragmentert hydrogelfjæring gjennom kanylene. For best sikkerhetspraksis anbefales det å utføre alle ekstruderingsfragmenteringstrinn inne i en kjemisk hette for å gi beskyttelse i tilfelle sprøyteovertrykk under ekstrudering. I tillegg kan denne prosessen enkelt utføres i et biosikkerhetsskap / laminær strømningshette for å opprettholde sterilitet under fabrikasjon. Se Diskusjon hvis du vil ha flere feilsøkingsforslag.
  8. Vask og isoler den fragmenterte hydrogelfjæringen.
    MERK: Vasking av fragmenterte mikrogeler vil bidra til å fjerne enhver ikke-acted polymer og krysskobling. I tillegg vil sentrifugering bidra til å isolere mikrogelene fra suspensjonen ved å danne en pellets.
    1. Bruk en mikrocentrifuge til å spinne ned den fragmenterte mikrogelfjæringen på 5000 x g i 5 minutter.
    2. Bruk en pipette til å fjerne supernatanten. Tilsett 1 ml PBS i hvert mikrosenterrør som inneholder fragmenterte mikrogeler og virvel i 5-10 s.
    3. Gjenta sentrifugering og vask med PBS 3x.

Figure 2
Figur 2: Oversikt over mikrogelproduksjon ved hjelp av ekstruderingsfragmentering. Figuren viser (A) ekstruderende bulkhydrgel i en tom sprøytefat og tilsetter PBS, (B) som sikrer et stempel i sprøyten med fragmentert hydrogel, (C) som fester en 18 G nål og ekstruderer fragmentert hydrogelfjæring i en tom sprøytefat, og (D) repeterende ekstruderingsfragmenteringstrinn med 23 G, 27 G og 30 G nåler, oppsamling av fragmentert hydrogelfjæring i mikrosentrifugerør ved endelig ekstrudering. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

3. Karakterisering av fragmenterte mikrogeler ved hjelp av ImageJ

MERK: En oversikt over karakterisering av fragmenterte mikrogeler ved hjelp av ImageJ vises i figur 3, samt representative resultater for å beskrive størrelsesfordelinger og former i en gruppe fragmenterte mikrogeler. Mikrogeler skal merkes fluorescerende før visualisering. For eksempel kan høy molekylvekt FITC-dextran (2 MDa) innkapsles i bulkhydrgelen før fragmentering for å lage fluorescein-merkede mikrogeler.

  1. Kombiner 20 μL fragmentert mikrogelfjæring med 180 μL PBS for å skape en fortynnet fragmentert mikrogelfjæring. Virvel for å blande grundig.
  2. Overfør 50 μL fortynnet fragmentert mikrogelfjæring til et glassmikroskopsklie.
  3. Bruk et epifluorescerende mikroskop for å skaffe bilder av fluorescerende merkede mikrogeler ved 4x eller 10x zoom.
    MERK: Mikrogelfjæringen skal fortynnes nok slik at nærliggende mikrogeler ikke er i kontakt med hverandre, men konsentrert nok til at dusinvis av mikrogeler er synlige i utsiktsporten. Fortynning av mikrogelfjæring kan justeres tilsvarende for å oppnå dette.
  4. Bruke ImageJ til å analysere fragmenterte mikrogelpartikler. Du finner mer informasjon om hvordan du bruker funksjonen Analyser partikler i ImageJ i lenken i materialfortegneren.
    1. Åpne bildene av mikrogeler i suspensjon i ImageJ.
    2. Velg Analyser > Angi mål, Kontroller område, Figurbeskrivelser og Ferets diameter. Klikk OK.
    3. Velg Bilde > Skriv inn > 8-biters.
    4. Velg Bilde > Juster > terskelverdi. Juster terskelen slik at mikrogeler er dekket av en rød maske, og bakgrunnen forblir svart. Klikk på Bruk.
      MERK: Hvis noen mikrogeler overlapper litt, bruker du blyantverktøyet til å tegne en tynn (<5 piksler) svart linje mellom mikrogeler for å skille dem i svart-hvitt-bildet.
    5. Velg Analyser > analyser partikler. Angi Størrelse (bildepunkt2) fra 50-Infinity for å redusere bakgrunnsstøy. Sett Sirkularitet til 0,00-1,00. Velg Vis disposisjoner på rullegardinmenyen. Merk av for Visningsresultater, Utelat på kanter og Inkluder hull. La de gjenværende boksene være umerket. Klikk på OK.
    6. En resultatvisning åpnes, inkludert området, figurbeskrivelsene og Ferets diameterinformasjon for hver mikrogel som identifiseres. Kopiere og lime inn resultatene i et regneark.
    7. Bestem den tilsvarende sirkulære diameteren for hver partikkel.
      1. Hent bildeskalaen i μm/pixel fra skalalinjen eller instrumentinformasjonen. Opprett en kolonne i regnearket som konverterer området for hver mikrogel fra bildepunkt2 til μm2.
      2. Bruk området i μm2 for å bestemme mikrogelens tilsvarende sirkulære diameter i μm (dvs. ta kvadratroten av området delt på pi, og doble det deretter).
    8. Bruk μm/pixel-skalaen til å konvertere Ferets diameter (dvs. den lengste avstanden mellom to punkter på partikkelgrensen) for hver mikrogel til en enhet på μm.
    9. Sirkularitet ("Sirk."), størrelsesforhold ("AR"), rundhet ("Rund"), og tetthetsverdier for hver mikrogel kan brukes som er direkte fra ImageJ.
    10. Analyser mikrogelpopulasjonen etter ønske, med tanke på fordelingen av diametre (tilsvarende sirkulære og Ferets), sirkularitet, størrelsesforhold, rundhet og soliditet.

Figure 3
Figur 3: Oversikt over karakterisering av fragmenterte mikrogelpartikler ved hjelp av ImageJ. Figuren skildrer (A) å skape en fortynnet suspensjon av fragmenterte mikrogelpartikler og bruke et epifluoreserende eller konfokalt mikroskop til bildemikrogeler i suspensjon (skalalinje = 500 μm), (B) konvertere til et binært bilde i ImageJ og analysere partikler (antall, formbeskrivelser, etc.) og (C) representative resultater. Feilfelt viser min og maks med indre kvartilområder avgrenset. En populasjonsstørrelse på n = 100 mikrogeler vises. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

4. Montering av fragmenterte mikrogeler i granulære hydrogeler

MERK: To metoder for formulering av granulære hydrogeler fra fragmenterte mikrogeler presenteres ved hjelp av sentrifugering og filtrering. Metoden som brukes vil avhenge av ønsket mikrogelpakning (dvs. filtreringspakker partikler tettere) og om biologiske komponenter er inkludert (dvs. sentrifugering vil beholde komponenter mellom partikler, mens i filtrering kan disse gå tapt). Tidligere arbeid40 beskriver grundig komparative utfall (dvs. mekanikk, porøsitet) for granulære hydrogeler dannet av enten sentrifuge eller vakuumdrevet filtrering.

  1. Alternativ 1: Jam fragmenterte mikrogeler ved hjelp av sentrifugering.
    1. Etter å ha fjernet PBS supernatant fra det siste vasketrinnet, tilsett 1 ml PBS til hvert mikrosenterrør og resuspender mikrogelene.
    2. Spinn ned den fragmenterte hydrogelfjæringen på 18.000 x g i 5 min.
      MERK: Langsommere sentrifugehastigheter kan brukes til fastkjøring av mikrogeler i granulære hydrogeler med mindre tett pakking om ønskelig.
    3. Fjern PBS-supernatanten.
    4. Skaff en ny 3 ml sprøyte og fjern stempelet. Bruk en metallspatel til å øse den fragmenterte granulære hydrogelen ut av mikrocentrifugerøret og overfør den til baksiden av den tomme sprøytefatet. En pipettespiss kan brukes til å overføre den granulære hydrogelen til sprøyten. Sett stempelet tilbake til sprøyten. Last nå den fragmenterte granulære hydrogelen inn i sprøyten, og den er klar til bruk.
  2. Alternativ 2: Jam fragmenterte mikrogeler ved hjelp av vakuumdrevet filtrering. En oversikt over fastkjøring ved vakuumdrevet filtrering er avbildet i figur 4.
    1. Monter og test det vakuumdrevne filtreringsapparatet.
      1. Fest en Buchner-trakt inne i en filterflaske, og plasser filteradapteren mellom trakten og kolbeåpningen.
      2. Bruk slangen til å koble filterflasken til en vakuumledning.
      3. Plasser et membranfilter (0,22 μm) i Buchner traktkoppen.
      4. Slå på vakuumledningen ved å åpne ventilen. Test tilkoblingen ved å pipettere ~ 0,5 ml PBS på membranfilteret og vær oppmerksom på at all PBS går gjennom filteret og samler seg i bunnen av filterflasken.
    2. Slå på vakuumledningen og sørg for en fullstendig forsegling. Virvel den fragmenterte hydrogelfjæringen slik at mikrogeler suspenderes i PBS.
    3. Bruk en 1000 μL pipette til å overføre den fragmenterte hydrogelfjæringen til membranfilteret (0,22 μm). Etter overføring av hele mikrogelfjæringen, vent i ca. 30 s til vakuumet trekker PBS ut av den fragmenterte hydrogelfjæringen. Slå av vakuumledningen.
      MERK: Tiden da den fragmenterte hydrogelfjæringen sitter på membranfilteret mens du trekker vakuum, kan varieres. Se Diskusjon hvis du vil ha mer informasjon og forslag til feilsøking.
    4. Skaff en ny 3 ml sprøyte og fjern stempelet. Bruk en metallspatel til å øse den fragmenterte granulære hydrogelen fra filteret og overfør den til baksiden av den tomme sprøytefatet. En pipettespiss kan brukes til å overføre den granulære hydrogelen til sprøyten. Sett stempelet tilbake til sprøyten. Legg den fragmenterte granulære hydrogelen i sprøyten, og den er nå klar til bruk.

Figure 4
Figur 4: Oversikt over fastkjøring av mikrogeler ved vakuumdrevet filtrering for å fremstille tettpakkede fragmenterte granulære hydrogeler. Figuren viser (A) å plassere et membranfilter på vakuumfiltreringsapparatet, (B) ved hjelp av en pipette for å overføre fragmentert mikrogeloppheng på filteret, (C) trekke vakuumet og vente på at mikrogeler skal syltetøy og danne en granulær hydrogel, (D) slå av vakuumet og fjerne fragmentert granulær hydrogel ved hjelp av en metallspatel, og (E) ved hjelp av en metallspatel for å overføre granulær hydrogel til sprøyten. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

5. Ekstruderingstrykk med granulære hydrogelfarger

MERK: En oversikt over ekstruderingsutskriftsprosessen er vist i figur 5, inkludert et representativt trykk av en stjerneformet konstruksjon ved hjelp av fragmenterte granulære hydrogeler som sitter fast med vakuumdrevet filtrering. Utskriftsarbeidsflyten består av å formulere en trykkfarge, planlegge utskriftsutformingen og deretter skrive ut håndskriften basert på ønsket utforming41. Om ønskelig kan trykte granulære hydrogelkonstruksjoner stabiliseres ved hjelp av fotocrosslinking post-ekstrudering ved å legge til overflødig DTT (5 mM) og I2959 (0,05 wt.%) til den fragmenterte mikrogelfjæringen før jamming. Dette vil resultere i fotocrosslinked kovalente bindinger dannet mellom mikrogelene, noe som fører til permanent stabilisering av granulær hydrogelkonstruksjon.

  1. Håndskriftformulering
    1. Under planleggingsprosessen må du huske på egenskapene til håndskriften som skal brukes. For å karakterisere blekket, fullfør den reologiske analysen av de fragmenterte hydrogelene for å informere utskriftsdesignprosessen. Metoder som beskriver reologisk karakterisering av granulære hydrogeler er beskrevet andre steder og kan tilpasses denne studien40.
    2. Fra den reologiske analysen velger du en utskriftsplattform og en serie med innledende utskriftsparametere.
      MERK: På grunn av de generelle egenskapene med høy viskositet og skjærtynnende egenskaper til granulære hydrogelfarger, brukes vanligvis skruebaserte ekstruderingsskrivere.
  2. Skrive ut design
    MERK: Repetier Host-programvare (heretter kalt 3D-utskriftsprogramvare) brukes til 3D-utskriftsprogrammer (trinn 5.2-5.3).
    1. Lag utskriftsdesignene gjennom CAD-programvare (Computer-Aided Design). Brukere kan lage nye design fra bunnen av eller endre eksisterende design, for eksempel fra pasientvevsskanninger eller fra andre brukere. Hvis du vil ha mer informasjon om hvordan du oppretter CAD-design, kan du se følgende referanser 41,42,43.
    2. Hvis du vil behandle CAD-modeller i G-kode, må du kontrollere at CAD-filen er lagret i STL-format (Tilleggsfil 1) og lastet opp til 3D-utskriftsprogramvaren ved å velge lastknappen i det øverste panelet eller velge Fil > Last inn på menylinjen. Denne G-koden definerer utskriftsbanen for avsetningen av håndskriften. Et eksempel på en ML-fil for en hul sylinder er inkludert i tilleggsfilene.
    3. Når en STL-fil er lastet opp til 3D-utskriftsprogramvaren, navigerer du til Slicer-panelet og velger Slic3r som sliceralternativ. Her kan innstillinger som dysediameter, laghøyde, utskriftshastighet og ekstruderingshastighet justeres basert på trykkfargekarakterisering og ønskede utskriftsresultater. I denne protokollen brukes en 18 G nål (indre diameter på 838 μm). Laghøyden er satt til 1 mm, utskriftshastigheten er satt til 8 mm/s, og strømningshastigheten er satt til 9 μL/s, basert på tidligere optimalisering39. Numeriske verdier av parametere kan justeres med ± 20% for å ta hensyn til variasjoner i egenskapene til granulære hydrogelfarger.
      MERK: Det er viktig å merke seg at disse innstillingene og utskriftsdesignet kanskje må justeres gjennom iterative eksperimentelle tester, avhengig av justeringer av blekkformuleringen, ønsket utskriftsoppløsning eller utskriftsplattform som brukes. For mer informasjon om disse parametrene, samt om karakterisering av utskriftsinnstillinger med en ny blekkformulering, se andre referanser 40,44,45,46.
  3. Ekstruderingstrykk med fragmenterte granulære hydrogeler
    1. For innlasting av sprøyter med fragmenterte granulære hydrogeler, se 4.2.4, samt figur 4 og figur 5.
    2. Fjern spisshetten og erstatt den med en kanyle du velger.
    3. Legg sprøyten i den valgte utskriftsplattformen. Her brukes en spesialbygd skruebasert ekstruderingsskriver.
      MERK: For informasjon om bygging av tilpassede bioprintere, se andre referanser 44,47.
    4. Last inn den klargjorte G-Code-filen fra planleggingsfasen i 3D-utskriftsprogramvaren. Gå til Forhåndsvisning-panelet , og trykk Skriv ut.
    5. Så snart utskriften er fullført, eksponer den fragmenterte granulære hydrogelkonstruksjonen til UV-lys for fotocrosslinking og stabilisering.
    6. Når krysskoblingen er fullført, behandle prøven ved å vaske den i PBS tre ganger.

Figure 5
Figur 5: Oversikt over ekstruderingstrykk med fragmenterte granulære hydrogeler. Figuren viser (A) ved hjelp av en slikkepott for å overføre fragmentert granulær hydrogel til en sprøytefat, (B) feste en sløv spissnål (18 G vist) og skyve prøven til toppen, (C) en grafikk som representerer forbindelsen til dataprogramvare for utskrift, og (D) fullføre utskriften av en stjerneformet konstruksjon med fragmentert granulær hydrogel. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Representative Results

Representative resultater fra disse protokollene er vist i figur 3 og figur 6. Ekstruderingsfragmentering gir mikrogeler med hakkede, polygonformer med diametre fra 10-300 μm (figur 3). Videre varierer sirkulariteten fra 0,2 (ikke sirkulær) til nesten 1 (perfekt sirkel), og størrelsesforholdet varierer fra 1-3 (figur 3). Disse parametrene beskriver de uregelmessige og hakkede mikrogelformene dannet av fragmenteringsprosessen.

Når den pakkes sammen ved hjelp av enten sentrifugering eller vakuumdrevet filtrering, er den monterte granulære hydrogelen skjærfortynnende og selvhelbredende, som beskrevet i forrige arbeid39. I tillegg har den fragmenterte granulære hydrogelen høy form og mekanisk integritet for en injiserbar hydrogel, som vist ved avsetning av en hul sylinder med en høyde på 2 cm som ekstruderes trykt i figur 6. Fragmenterte granulære hydrogeler fremstilt med disse enkle og kostnadseffektive metodene er nyttige for mange biomedisinske applikasjoner, inkludert injiserbare terapeutiske midler og 3D-trykkfarger.

Figure 6
Figur 6: Protokolloversikt og representative resultater. Figuren skildrer (A) fragmentering, (B) mikrogeler i suspensjon, (C) jamming ved vakuumdrevet filtrering, og (D) fastkjørt granulær hydrogel blir ekstrudert gjennom en nål og trykt inn i en hul sylinder. Klikk her for å se en større versjon av denne figuren.

Tilleggsfil 1: Eksempel på STL-fil Klikk her for å laste ned denne filen.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Discussion

Heri beskrives metoder for å fremstille granulære hydrogeler ved hjelp av ekstruderingsfragmenterte mikrogeler og pakking ved enten sentrifugering eller vakuumdrevet filtrering. Sammenlignet med andre mikrogel fabrikasjonsmetoder (dvs. mikrofluidikk, batchemulsjoner, elektrospraying, fotolitografi), er ekstruderingsfragmenteringsmikrogelproduksjon svært rask, rimelig, lett skalerbar og mottagelig for et bredt utvalg av hydrogelsystemer. Videre er denne protokollen svært repeterbar med minimal batch-til-batch variasjon, som ble karakterisert i forrige arbeid39.

Denne protokollen bruker norbornene-modifisert hyaluronsyre (NorHA) til å fremstille bulkhydrgeler ved hjelp av en fotomediert tiol-ene reaksjon. Detaljerte prosedyrer for syntesen av NorHA er beskrevet andre steder38. Imidlertid kan mange hydrogelkjemier brukes til å fremstille fragmenterte mikrogeler ved hjelp av metodene som er beskrevet her hvis en bulkhydrgel kan dannes i sylinderen på en sprøyte. Det er også nyttig å forstå de store hydrogel mekaniske egenskapene (f.eks. kompressiv modulus). Bulk hydrogelene som brukes i denne protokollen har en bulkkompressiv modulus på ca. 30 kPa39. En bulk hydrogel med en høyere kompressiv modulus vil kreve mer kraft til å ekstrudere under fragmenteringstrinnene, noe som kan føre til økt tilstopping eller overtrykk av sprøytene; Dermed anbefales det å bruke hydrogeler med kompressiv moduli mindre enn 80 kPa. Videre kan en bulk hydrogel med kompressiv moduli lavere enn 10 kPa deformere under fragmenteringstrinnene, noe som gjør det utfordrende å fragmentere.

Denne protokollen er optimalisert for en UV-flekkkurlampe. Som et alternativ til UV-lyskilden og UV-responsive fotoinitiatorer kan synlige lyskilder også brukes sammen med synlige lysresponsive fotoinitiatorer, for eksempel vannløselig litiumfenyl-2,4,6-trimethylbenzoyl-phosphinate (LAP). Initiatorkonsentrasjon, lysintensitet og prøvevolum vil påvirke krysskoblingstiden avhengig av polymer- og krysskoblingssystemet som brukes. Videre kan mange lampekilder brukes som et alternativ til spotherdingssystemer.

Det mest kritiske trinnet i protokollen er den serielle ekstruderingen gjennom mindre og mindre nålemålere. I denne prosedyren anbefales det å bruke nålemålere fra 18 G (838 μm indre diameter) ned til 30 G (159 μm indre diameter). Å legge PBS til den fragmenterte bulkhydrgelen før ekstrudering gjennom nåler er avgjørende for å redusere kraften som trengs for å ekstrudere og fragmentere betydelig. Ingen overdreven kraft bør brukes til å ekstrudere hydrogelen, da overdreven kraft kan føre til ryggtrykk i sprøyten og risikere å sprenge hydrogelen ut av sprøyten tilbake. Ytterligere strategier for å redusere kraften som kreves for å ekstrudere inkluderer å bruke flere nåler i serien for å redusere fragmentstørrelsen mer gradvis, samt legge til ekstra PBS mellom fragmenteringstrinn.

Når du setter fast de fragmenterte mikrogelene ved hjelp av vakuumdrevet filtrering, kan det være variasjon i prosessen. Noen materialsystemer kan kreve mer (eller mindre) tid for å fjerne PBS og sette mikrogelene helt fast. Det foreslås å registrere tiden som trengs for individuelle materialsystemer for å sikre repeterbarhet på tvers av eksperimenter. Tiden for å jamme vil også avhenge av tykkelsen og størrelsen på prøven som legges til filteret. Spredning av prøven jevnt over filteret kan hjelpe med jevn jamming.

Ekstruderingsfragmenteringsmikrogelfabrikasjonsmetoden kan tilpasses mange biomedisinske applikasjoner. For eksempel kan terapeutiske stoffer inkluderes i hydrogelforløperløsningen og deretter innkapsles i fragmenterte mikrogeler for å fremstille en skjærfortynnende, selvhelbredende granulær hydrogel for lokalisert terapeutisk levering. I tillegg kan fragmenterte mikrogeler tørkes for å muliggjøre langsiktig lagring og enkel steriliseringspraksis. En begrensning i ekstruderingsfragmenteringen er imidlertid inkorporering av celler i mikrogeler. På grunn av de høye skjærhastighetene under ekstruderingsfragmentering, er metoden sannsynligvis ikke egnet til celleinnkapsling i mikrogeler, da høyskjæret kan føre til betydelig redusert celle levedyktighet. Likevel kan celler og sfæroider enkelt innlemmes mellom mikrogeler for in vitrokultur og in vivo cellelevering.

Fragmenterte granulære hydrogeler er et lovende biomateriale for biomedisinske anvendelser. De siste årene har granulære hydrogeler laget av ulike fragmenteringsmetoder (dvs. mørtel og pestle, blendere og mesh graters) blitt brukt som cellebelastede 3D-trykkfarger48, terapeutiske leveringskjøretøy29, injiserbare vevsreparasjonsstillaser30 og sfæroidkulturplattformer39. Av fragmenteringsmetodene som tidligere er rapportert, er ekstruderingsfragmenteringsmetoden som er beskrevet her, en av de mest enkle og kostnadseffektive metodene med mange fordeler. Deling av metodene heri vil øke tilgjengeligheten til granulær hydrogelproduksjon og føre til betydelige fremskritt innen det voksende feltet granulære hydrogelbiomaterialer, slik at flere forskere kan konstruere innovative biomedisinske løsninger med fragmenterte granulære hydrogeler.

Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.

Disclosures

Forfatterne har ingen konkurrerende økonomiske interesser.

Acknowledgments

Dette arbeidet ble støttet av National Science Foundation gjennom UPenn MRSEC-programmet (DMR-1720530) og stipendiatstillinger (til V.G.M og M.E.P.) og National Institutes of Health (R01AR077362 til J.A.B.).

Materials

Name Company Catalog Number Comments
15 mL Plastic Conical Centrifuge Tube Corning 430766
30 G NT Premium Series Dispensing Tip Jensen Global JG30-0.5HPX Catalog Number listed here is for 30 G, 0.5" needle. Various sizes are available.
BD Disposable Syringes with Luer-Lok Tips (3 mL) Fisher Scientific 14-823-435 Catalog Number listed here is for 3 mL syringe. Various sizes are available (14-823-XXX).
Black folders Various Vendors
Disposable Probe Needle For Use With Syringes and Dispensing Machines (18 G, 0.5") Grainger 5FVH5 Catalog Number listed here is for 18 G, 0.5" needle. Various sizes are available.
Disposable Probe Needle For Use With Syringes and Dispensing Machines (23 G, 0.5") Grainger 5FVJ3
Disposable Probe Needle For Use With Syringes and Dispensing Machines (27 G, 1.5") Grainger 5FVL0
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline Fisher Scientific 14190-250 Catalog Number listed here is for a case of 10 x 500 mL bottles.
Durapore Membrane Filter, 0.22 µm Millipore GVWP04700
Epifluorescent or confocal microscope Various Vendors To visualize microgels and granular hydrogels
Eppendorf Snap-Cap Microcentrifuge Safe-Lock Tubes Fisher Scientific 05-402-25
Extrusion printer Custom-built Other extrusion printers can be use,d such as commercially available BIOX.
Filter Adapters Fisher Scientific 05-888-107 Catalog Number listed here is for a set of multiple sizes. Various sizes are available (05-888-XXX).
Filter Flask Various Vendors
Fluorescein isothiocyanate-dextran (2 MDa) Sigma-Aldrich 52471
Glass microscope slide Various Vendors
ImageJ National Institutes of Health "Analyze Particles" information link: https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html
Laptop Various Vendors
Luer-Lock Tip Caps Integrated Dispensin g Solutions 9991329
Metal spatula for scooping Various Vendors
Microcentrifuge Various Vendors Capable of speed up to 18,000 x g
Microscoft Execl Microsoft Other programs can be used, such as Google Slides.
OmniCure S2000 Spot UV Curing System Excelitas Technologies S2000 Different light systems may be used to fabricate bulk hydrogels if desired.
Porcelain Buchner Funnel with Fixed Perforated Plate Fisher Scientific FB966C Catalog Number listed here is for 56mm diameter plate. Various sizes are available.
Radiometer Various Vendors
Repetier Host Hot-World GmbH & Co. KG 3D printing software
Screw-based extrusion printer Various Vendors This study used a custom-modified 3D FDM printer (Velleman K8200). Many alternatives are available.
Solidworks/CAD software Dassault Systèmes SolidWorks Corporation Other programs can be used, such as Blender or TinkerCAD.
Tubing to Connect Filter Flask to Vacuum Line Various Vendors
UV Eye Protection (i.e., safety glasses) Various Vendors

DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Daly, A. C., Riley, L., Segura, T., Burdick, J. A. Hydrogel microparticles for biomedical applications. Nature Reviews Materials. 5 (1), 20-43 (2020).
  2. Qazi, T. H., Burdick, J. A. Granular hydrogels for endogenous tissue repair. Biomaterials and Biosystems. 1, 100008 (2021).
  3. Riley, L., Schirmer, L., Segura, T. Granular hydrogels: emergent properties of jammed hydrogel microparticles and their applications in tissue repair and regeneration. Current Opinion in Biotechnology. 60, 1-8 (2019).
  4. Highley, C. B., Song, K. H., Daly, A. C., Burdick, J. A. Jammed microgel inks for 3D printing applications. Advanced Science. 6 (1), 1801076 (2019).
  5. Griffin, D. R., Weaver, W. M., Scumpia, P. O., Di Carlo, D., Segura, T. Accelerated wound healing by injectable microporous gel scaffolds assembled from annealed building blocks. Nature Materials. 14 (7), 737-744 (2015).
  6. Xin, S., Chimene, D., Garza, J. E., Gaharwar, A. K., Alge, D. L. Clickable PEG hydrogel microspheres as building blocks for 3D bioprinting. Biomaterials Science. 7 (3), 1179-1187 (2019).
  7. Hirsch, M., Charlet, A., Amstad, E. 3D printing of strong and tough double network granular hydrogels. Advanced Functional Materials. 31 (5), 2005929 (2021).
  8. Seymour, A. J., Shin, S., Heilshorn, S. C. 3D printing of microgel scaffolds with tunable void fraction to promote cell infiltration. Advanced Healthcare Materials. 10 (18), 2100644 (2021).
  9. Xin, S., et al. Generalizing hydrogel microparticles into a new class of bioinks for extrusion bioprinting. Science Advances. 7 (42), (2021).
  10. de Rutte, J. M., Koh, J., Di Carlo, D. Scalable high-throughput production of modular microgels for in situ assembly of microporous tissue scaffolds. Advanced Functional Materials. 29 (25), 1900071 (2019).
  11. Qazi, T. H., et al. Anisotropic rod-shaped particles influence injectable granular hydrogel properties and cell invasion. Advanced Materials. 34 (12), 2109194 (2021).
  12. Darling, N. J., Sideris, E., Hamada, N., Carmichael, S. T., Segura, T. Injectable and spatially patterned microporous annealed particle (MAP) hydrogels for tissue repair applications. Advanced Science. 5 (11), 1-8 (2018).
  13. Hsu, R. S., et al. Adaptable microporous hydrogels of propagating NGF-gradient by injectable building blocks for accelerated axonal outgrowth. Advanced Science. 6 (16), 1900520 (2019).
  14. Sheikhi, A., et al. Microfluidic-enabled bottom-up hydrogels from annealable naturally-derived protein microbeads. Biomaterials. 192, 560-568 (2019).
  15. Griffin, D. R., et al. Activating an adaptive immune response from a hydrogel scaffold imparts regenerative wound healing. Nature Materials. 20 (4), 560-569 (2021).
  16. Pruett, L. J., Jenkins, C. H., Singh, N. S., Catallo, K. J., Griffin, D. R. Heparin microislands in microporous annealed particle scaffolds for accelerated diabetic wound healing. Advanced Functional Materials. 31 (35), 1-12 (2021).
  17. Feng, Q., et al. Engineering the cellular mechanical microenvironment to regulate stem cell chondrogenesis: Insights from a microgel model. Acta Biomaterialia. 113, 393-406 (2020).
  18. Caldwell, A. S., Rao, V. V., Golden, A. C., Anseth, K. S. Porous bio-click microgel scaffolds control hMSC interactions and promote their secretory properties. Biomaterials. 232, 119725 (2020).
  19. Muir, V. G., Qazi, T., Shen, J., Groll, J., Burdick, J. Influence of microgel fabrication technique on granular hydrogel properties. ACS Biomaterials Science and Engineering. 7 (9), 4269-4281 (2021).
  20. Jivan, F., et al. Sequential thiol-ene and tetrazine click reactions for the polymerization and functionalization of hydrogel microparticles. Biomacromolecules. 17 (11), 3516-3523 (2016).
  21. Truong, N. F., Lesher-Pérez, S. C., Kurt, E., Segura, T. Pathways governing polyethylenimine polyplex transfection in microporous annealed particle scaffolds. Bioconjugate Chemistry. 30 (2), 476-486 (2019).
  22. Riederer, M. S., Requist, B. D., Payne, K. A., Way, J. D., Krebs, M. D. Injectable and microporous scaffold of densely-packed, growth factor-encapsulating chitosan microgels. Carbohydrate Polymers. 152, 792-801 (2016).
  23. Xin, S., Wyman, O. M., Alge, D. L. Assembly of PEG microgels into porous cell-instructive 3D scaffolds via thiol-ene click chemistry. Advanced Healthcare Materials. 7 (11), 1-7 (2018).
  24. Isaac, A., et al. Microporous bio-orthogonally annealed particle hydrogels for tissue engineering and regenerative medicine. ACS Biomaterials Science and Engineering. 5 (12), 6395-6404 (2019).
  25. Xin, S., Gregory, C. A., Alge, D. L. Interplay between degradability and integrin signaling on mesenchymal stem cell function within poly(ethylene glycol) based microporous annealed particle hydrogels. Acta Biomaterialia. 101, 227-236 (2020).
  26. Yao, M. H., et al. Directed self-assembly of polypeptide-engineered physical microgels for building porous cell-laden hydrogels. Chemical Communications. 50 (66), 9405-9408 (2014).
  27. Han, Y. L., et al. Directed self-assembly of microscale hydrogels by electrostatic interaction. Biofabrication. 5 (3), 035004 (2013).
  28. Gehlen, D. B., et al. Granular cellulose nanofibril hydrogel scaffolds for 3D cell cultivation. Macromolecular Rapid Communications. 41 (18), 2000191 (2020).
  29. Kurt, E., Segura, T. Nucleic acid delivery from granular hydrogels. Advanced Healthcare Materials. 11 (3), 2101867 (2021).
  30. Hsu, C. C., et al. Increased connectivity of hiPSC-derived neural networks in multiphase granular hydrogel scaffolds. Bioactive Materials. 9, 358-372 (2021).
  31. Feig, V. R., et al. Conducting polymer-based granular hydrogels for injectable 3D cell scaffolds. Advanced Materials Technologies. 6 (6), 2100162 (2021).
  32. Zhang, H., et al. Direct 3D printed biomimetic scaffolds based on hydrogel microparticles for cell spheroid growth. Advanced Functional Materials. 30 (13), 1-10 (2020).
  33. Sinclair, A., et al. Self-healing zwitterionic microgels as a versatile platform for malleable cell constructs and injectable therapies. Advanced Materials. 30 (39), 1803087 (2018).
  34. Kessel, B., et al. 3D bioprinting of macroporous materials based on entangled hydrogel microstrands. Advanced Science. 7 (18), 2001419 (2020).
  35. Hinton, T. J., et al. Three-dimensional printing of complex biological structures by freeform reversible embedding of suspended hydrogels. Science Advances. 1 (9), 1500758 (2015).
  36. Koetting, M. C., Guido, J. F., Gupta, M., Zhang, A., Peppas, N. A. pH-responsive and enzymatically-responsive hydrogel microparticles for the oral delivery of therapeutic proteins: Effects of protein size, crosslinking density, and hydrogel degradation on protein delivery. Journal of Controlled Release. 221, 18-25 (2016).
  37. Heo, D. N., et al. 3D bioprinting of carbohydrazide-modified gelatin into microparticle-suspended oxidized alginate for the fabrication of complex-shaped tissue constructs. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (18), 20295-20306 (2020).
  38. Gramlich, W. M., Kim, I. L., Burdick, J. A. Synthesis and orthogonal photopatterning of hyaluronic acid hydrogels with thiol-norbornene chemistry. Biomaterials. 34 (38), 9803-9811 (2013).
  39. Muir, V. G., et al. Sticking together: Injectable granular hydrogels with increased functionality via dynamic covalent inter-particle crosslinking. Small. , 2201115 (2022).
  40. Qazi, T. H., Muir, V. G., Burdick, J. A. Methods to characterize granular hydrogel rheological properties, porosity, and cell invasion. ACS Biomaterials Science & Engineering. , (2022).
  41. Daly, A. C., Prendergast, M. E., Hughes, A. J., Burdick, J. A. Bioprinting for the biologist. Cell. 184 (1), 18-32 (2021).
  42. Pakhomova, C., Popov, D., Maltsev, E., Akhatov, I., Pasko, A. Software for bioprinting. International Journal of Bioprinting. 6 (3), 41-61 (2020).
  43. Junk, S., Kuen, C. Review of open source and freeware CAD systems for use with 3D-printing. Procedia CIRP. 50, 430-435 (2016).
  44. Bessler, N., et al. Nydus one syringe extruder (NOSE): A Prusa i3 3D printer conversion for bioprinting applications utilizing the FRESH-method. HardwareX. 6, 00069 (2019).
  45. Skardal, A., et al. Bioprinting cellularized constructs using a tissue-specific hydrogel bioink. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (110), e53606 (2016).
  46. Thayer, P. S., Orrhult, L. S., Martínez, H. Bioprinting of cartilage and skin tissue analogs utilizing a novel passive mixing unit technique for bioink precellularization. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (131), e56372 (2018).
  47. Pusch, K., Hinton, T. J., Feinberg, A. W. Large volume syringe pump extruder for desktop 3D printers. HardwareX. 3, 49-61 (2018).
  48. Ding, A., et al. Jammed micro-flake hydrogel for 4D living cell bioprinting. Advanced Materials. 34 (15), 2109394 (2022).

Tags

Bioingeniør utgave 183
Fragmentering av bulkhydrgeler og prosessering i granulære hydrogeler for biomedisinske applikasjoner
Play Video
PDF DOI DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite this Article

Muir, V. G., Prendergast, M. E.,… More

Muir, V. G., Prendergast, M. E., Burdick, J. A. Fragmenting Bulk Hydrogels and Processing into Granular Hydrogels for Biomedical Applications. J. Vis. Exp. (183), e63867, doi:10.3791/63867 (2022).

Less
Copy Citation Download Citation Reprints and Permissions
View Video

Get cutting-edge science videos from JoVE sent straight to your inbox every month.

Waiting X
Simple Hit Counter