Summary
Aquí, se presenta un protocolo para la formulación de nanopartículas lipídicas (LNPs) que encapsulan el ARNm que codifica la luciferasa de luciérnaga. La potencia de estos LNP se probó in vitro en células HepG2 e in vivo en ratones C57BL/6.
Abstract
Las nanopartículas lipídicas (LNP, por sus siglas en inglés) han atraído una amplia atención recientemente con el exitoso desarrollo de las vacunas de ARNm contra la COVID-19 por parte de Moderna y Pfizer/BioNTech. Estas vacunas han demostrado la eficacia de las terapias de ARNm-LNP y han abierto la puerta a futuras aplicaciones clínicas. En los sistemas ARNm-LNP, los LNP sirven como plataformas de administración que protegen la carga de ARNm de la degradación por nucleasas y median su entrega intracelular. Los LNP suelen estar compuestos por cuatro componentes: un lípido ionizable, un fosfolípido, colesterol y un conjugado de polietilenglicol (PEG) anclado a lípidos (lípido-PEG). En este caso, los LNP que encapsulan el ARNm que codifica la luciferasa de luciérnaga se formulan mediante la mezcla microfluídica de la fase orgánica que contiene los componentes lipídicos de LNP y la fase acuosa que contiene el ARNm. A continuación, estos ARNm-LNP se prueban in vitro para evaluar su eficacia de transfección en células HepG2 mediante un ensayo bioluminiscente basado en placas. Además, los ARNm-LNP se evalúan in vivo en ratones C57BL/6 después de una inyección intravenosa a través de la vena lateral de la cola. Las imágenes de bioluminiscencia de cuerpo entero se realizan mediante el uso de un sistema de imágenes in vivo . Se muestran resultados representativos de las características de ARNm-LNP, su eficiencia de transfección en células HepG2 y el flujo luminiscente total en ratones C57BL/6.
Introduction
Las nanopartículas lipídicas (LNP) han demostrado ser muy prometedoras en los últimos años en el campo de la terapia génica no viral. En 2018, la Administración de Alimentos y Medicamentos de los Estados Unidos (FDA, por sus siglas en inglés) aprobó la primera terapia de ARN de interferencia (ARNi), Onpattro de Alnylam, para el tratamiento de la amiloidosis hereditaria por transtiretina 1,2,3,4. Este fue un importante paso adelante para las nanopartículas lipídicas y las terapias basadas en ARN. Más recientemente, Moderna y Pfizer/BioNTech recibieron la aprobación de la FDA para sus vacunas de ARNm-LNP contra el SARS-CoV-2 4,5. En cada una de estas terapias de ácidos nucleicos basadas en LNP, la LNP sirve para proteger su carga de la degradación por las nucleasas y facilitar una potente administración intracelular 6,7. Si bien las LNP han tenido éxito en las terapias de ARNi y en las aplicaciones de vacunas, también se han explorado las LNP de ARNm para su uso en terapias de reemplazo de proteínas8, así como para la administración conjunta de ARNm Cas9 y ARN guía para la administración del sistema CRISPR-Cas9 para la edición de genes9. Sin embargo, no existe una formulación específica que sea adecuada para todas las aplicaciones, y los cambios sutiles en los parámetros de formulación de LNP pueden afectar en gran medida la potencia y la biodistribución in vivo 8,10,11. Por lo tanto, se deben desarrollar y evaluar ARNm individuales para determinar la formulación óptima para cada terapia basada en LNP.
Los LNP se formulan comúnmente con cuatro componentes lipídicos: un lípido ionizable, un fosfolípido, colesterol y un conjugado de polietilenglicol (PEG) anclado a lípidos (lípido-PEG)11,12,13. La potente administración intracelular facilitada por las LNP depende, en parte, del componente lipídico ionizable12. Este componente es neutro a pH fisiológico, pero se carga positivamente en el ambiente ácido del endosoma11. Se cree que este cambio en la carga iónica es un factor clave que contribuye al escape endosomal12,14,15. Además del lípido ionizable, el componente fosfolípido (lípido auxiliar) mejora la encapsulación de la carga y ayuda en el escape endosomal, el colesterol ofrece estabilidad y mejora la fusión de la membrana, y el lípido-PEG minimiza la agregación y opsonización de LNP en circulación10,11,14,16. Para formular el LNP, estos componentes lipídicos se combinan en una fase orgánica, típicamente etanol, y se mezclan con una fase acuosa que contiene la carga de ácido nucleico. El proceso de formulación de LNP es muy versátil, ya que permite sustituir y combinar fácilmente diferentes componentes en diferentes proporciones molares para formular muchas formulaciones de LNP con multitud de propiedades fisicoquímicas10,17. Sin embargo, al explorar esta gran variedad de LNP, es crucial que cada formulación se evalúe utilizando un procedimiento estandarizado para medir con precisión las diferencias en la caracterización y el rendimiento.
Aquí, se describe el flujo de trabajo completo para la formulación de ARNm-LNP y la evaluación de su rendimiento en células y animales.
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Protocol
NOTA: Mantenga siempre las condiciones libres de ARNasa cuando formule ARNm-LNP limpiando las superficies y el equipo con un descontaminante de superficie para ARNasas y ADN. Utilice únicamente puntas y reactivos sin RNasa.
Todos los procedimientos con animales se realizaron de acuerdo con las Directrices para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de la Universidad de Pensilvania y un protocolo aprobado por el Comité Institucional de Cuidado y Uso de Animales (IACUC) de la Universidad de Pensilvania.
1. Preparación previa a la formulación
- Llene un vaso de precipitados limpio de 4 L con 200-300 ml de solución salina fresca tamponada con fosfato (PBS) 10x.
- Diluir el 10x PBS en el vaso de precipitados 10 veces con agua ultrapura para obtener un vaso de precipitados de 1x PBS. Asegúrese de que el volumen final del 1x PBS esté entre 2-3 L.
- Coloque los casetes de diálisis (punto de corte de peso molecular de 20 kDa [MWCO]) de la capacidad adecuada para la formulación de LNP en el vaso de precipitados lleno para hidratarlos.
NOTA: Los casetes de diálisis requieren un mínimo de 2 minutos para hidratarse antes de su uso. - Coloque una barra para revolver en el vaso de precipitados y cúbralo con papel de aluminio.
- Coloque el vaso de precipitados cubierto sobre una placa magnética para agitar. Encienda la placa de agitación y configúrela para que gire a 300-400 rpm.
- Diluir 100 mM de tampón de ácido cítrico (pH 3) 10 veces con agua ultrapura para crear el tampón de ácido cítrico de 10 mM utilizado para la dilución del ARNm.
- Prepare soluciones madre de lípidos ionizables C12-200, lípidos auxiliares, colesterol y PEG anclados a lípidos (lipid-PEG) disolviendo cada lípido en etanol al 100 %. Las concentraciones de los componentes lipídicos se detallan en la Tabla 1.
- Calentar y mezclar las soluciones madre a 37 °C para asegurarse de que se disuelven por completo.
2. Preparación de las mezclas de lípidos y ácidos nucleicos
- Calcule los volúmenes requeridos de lípidos ionizables, lípidos auxiliares, colesterol y lípidos-PEG en función de la relación molar deseada y la relación entre el peso de lípidos ionizables y ARNm (Tabla 1). Prepare un 10% de volumen adicional de la fase orgánica para tener en cuenta el volumen muerto en las jeringas durante la formulación.
- Combinar los volúmenes calculados de los diferentes componentes lipídicos en un tubo cónico.
- Diluir los lípidos con etanol al 100% hasta un volumen final, V, que representa el 25% del volumen final de LNP.
- Calcule la cantidad de ARNm necesaria para la formulación en función de la relación entre el peso de los lípidos ionizables y el ARNm y el volumen total de ARNm-LNP necesario (Tabla 1).
- Descongele el ARNm que codifica la luciferasa de la luciferasa de la luciérnaga en hielo.
- Diluir el ARNm hasta un volumen final, 3V, tres veces el volumen de la fase orgánica, en tampón de ácido cítrico de 10 mM.
NOTA: Cada volumen de lípido, V, debe contener suficiente lípido ionizable para el ARNm diluido en 3 V. Esto corresponde a la relación deseada entre el peso de los lípidos ionizables y el ARNm.
3. Formulación microfluídica de ARNm-LNPs
- Rocíe una toallita delicada con un descontaminante de superficies para RNasas y ADN, y limpie bien el interior del instrumento microfluídico.
- Abra un nuevo cartucho microfluídico e insértelo con los canales de entrada hacia abajo y hacia afuera.
- Asegúrese de que el brazo del tubo cónico contenga dos tubos cónicos de 15 ml y esté en la posición más alejada hacia la derecha.
- Configure dos tubos cónicos estériles de 15 ml en el soporte sin tapas.
- Llene una jeringa de 5 ml con la solución de ARNm que contiene ARNm diluido en tampón de ácido cítrico de 10 mM.
- Llene una jeringa de 3 ml con la solución lipídica que contiene los lípidos diluidos en etanol puro al 100%.
- Levante el soporte del cartucho del dispositivo microfluídico.
- Inserte la jeringa de 5 ml, sin la aguja, que contiene ARNm en la entrada izquierda del cartucho.
- Inserte la jeringa de 3 ml, sin la aguja, que contiene lípidos en la entrada derecha del cartucho.
- Vuelva a bajar el soporte del cartucho y cierre la tapa del instrumento microfluídico.
- Encienda el instrumento microfluídico utilizando el interruptor ubicado en la parte posterior del instrumento.
- Seleccione Ejecución rápida.
- Seleccione los tipos de jeringa correctos para las jeringas de 5 mL y 3 mL insertadas.
- Introduzca los parámetros para la formulación de ARNm-LNP en una relación de caudal acuoso-orgánico de 3:1, como se describe en la Tabla 2.
- Presione el botón Siguiente para ir a la siguiente pantalla.
- Confirme que se han introducido los parámetros correctos.
- Presione el botón Inicio para formular los ARNm-LNP.
4. Procesamiento posterior a la formulación y caracterización de los ARNm-LNPs
- Cargue los ARNm-LNP recogidos en el tubo cónico derecho en los casetes de diálisis previamente hidratados.
NOTA: No perfore ni dañe la membrana del casete cuando cargue los ARNm-LNP. Si la membrana está dañada, los ARNm-LNP se perderán al cargarse.- Vuelva a colocar los casetes de diálisis que contienen los ARNm-LNP en el vaso de precipitados que contiene 1x PBS y déjelos dializar durante un mínimo de 2 h.
- Después de la diálisis, lleve los casetes de diálisis que contienen los ARNm-LNP a un gabinete de bioseguridad estéril y extraiga los ARNm-LNP con una jeringa con una aguja.
- Filtrar estérilmente los ARNm-LNP con un filtro de jeringa de 0,22 μm y recogerlos en un tubo cónico estéril.
- Colocar 65 μL de la solución de ARNm-LNP en un microtubo de 1,5 mL para fines de caracterización.
- Diluir 10 μL de ARNm-LNPs 1:100 en 990 μL de 1x PBS en una cubeta para la medición del tamaño hidrodinámico y el índice de polidispersidad utilizando dispersión dinámica de la luz.
- Evaluar la concentración y la eficiencia de encapsulación de los ARNm-LNP mediante un ensayo de fluorescencia (es decir, RiboGreen).
- Prepare una solución madre de 1x tampón TE diluyendo 20x tampón TE con agua de biología molecular.
- Prepare una solución madre de tampón Triton X-100 al 1% diluyendo Triton X-100 con 1x tampón TE.
- Prepare el reactivo fluorescente diluyendo el stock de reactivo 1:200 con 1x tampón TE.
- Diluir los ARNm-LNPs 1:100 en tampón TE 1x y tampón Triton X-100 al 1% en una placa de 96 pocillos de fondo negro de pared negra en 100 μL.
- Prepare una curva estándar de rango bajo diluyendo el estándar de ARN según las instrucciones del fabricante y coloque la curva estándar en la placa de 96 pocillos.
- Añadir 100 μL de reactivo fluorescente diluido a cada pocillo que contenga ARNm-LNP diluido o patrón diluido.
- Coloque la placa de 96 pocillos dentro de un lector de placas y agite durante 1 minuto, seguido de una espera de 4 minutos.
- Mida la intensidad de fluorescencia de cada pocillo de acuerdo con el protocolo del fabricante a una excitación/emisión de 480 nm/520 nm.
- Utilice la curva estándar para convertir los valores de fluorescencia en concentraciones.
- Calcular la eficiencia de encapsulación restando el valor obtenido de diluir las LNPs en tampón TE (ARNm no encapsulado) del valor obtenido de diluir las LNPs en Triton X-100 al 1% (ARNm total) y dividiéndolo por el valor obtenido de diluir las LNPs en Triton X-100 al 1%, según la ecuación 4.4.
- Calcular la concentración de ARNm-LNP utilizada para estudios celulares y animales restando el valor obtenido de la dilución de LNPs en tampón TE (ARNm no encapsulado) del valor obtenido de la dilución de LNPs en Triton X-100 al 1% (ARNm total).
- Mida el pKa de los ARNm-LNP realizando un ensayo de cloruro de 6-(p-toluidino)-2-naftalenosulfonilo (TNS).
- Prepare el reactivo de TNS creando una solución de 0,16 mM de TNS en agua ultrapura.
NOTA: Cuando utilice el reactivo, asegúrese de mantenerlo en hielo y alejado de la luz para evitar la degradación. - Prepare soluciones tamponadas de cloruro de sodio 150 mM, fosfato de sodio 20 mM, citrato de amonio 25 mM y acetato de amonio 20 mM ajustadas a diferentes valores de pH que van de 2 a 12 en incrementos de 0,5.
- Agregue 2,5 μL de LNP a cada solución tampón de pH ajustado en una placa de 96 pocillos de fondo negro de pared negra.
- Agregue reactivo de TNS a cada pocillo de modo que la concentración final de TNS sea de 6 μM.
- Incube la placa de 96 pocillos en un lugar oscuro durante 5 minutos.
- Mida la fluorescencia a una excitación/emisión de 322 nm/431 nm utilizando un lector de placas de fluorescencia.
- Ajuste los datos a una curva sigmoidal y calcule el pKa utilizando la ecuación ajustada para encontrar el pH al que se observó el 50% de la intensidad máxima.
- Prepare el reactivo de TNS creando una solución de 0,16 mM de TNS en agua ultrapura.
- En la Tabla 3 se muestran resultados representativos para el tamaño hidrodinámico de ARNm-LNP, PDI, eficiencia de encapsulación y pKa.
5. Transfección in vitro de células HepG2
NOTA: Se pueden utilizar otras líneas celulares, como las células HeLa o las células HEK-293T, para evaluar la eficacia de la transfección de las LNP in vitro. Todas las células deben dar negativo para micoplasma antes de los estudios de transfección de LNP.
- Colocar 5.000 células HepG2 en cada pocillo de una placa de 96 pocillos de fondo transparente de pared blanca en 100 μL de medio de cultivo celular completo (DMEM suplementado con un 10 % de suero fetal bovino y un 1 % de penicilina-estreptomicina)
- Dejar que las células se adhieran durante la noche en una incubadora controlada de CO 2 a 37 °C y 5% de CO2.
- Diluir los ARNm-LNP en un medio de cultivo celular completo para que la dosis total se administre en 100 μL.
- Retire el medio completo de los pocillos.
- Tratar las células con ARNm-LNP diluidos en medio de cultivo celular completo a las dosis deseadas o con medio completo (control).
- Vuelva a colocar la placa de 96 pocillos que contiene las células tratadas en la incubadora de CO2 controlada durante 24 horas.
- Evalúe la eficiencia de la transfección mediante la realización de un ensayo de luciferasa.
- Prepare el reactivo de luciferasa y 1x tampón de lisis celular según las instrucciones del fabricante.
- Saque la placa de 96 pocillos que contiene las células de la incubadora y llévela a un gabinete de bioseguridad.
- Retire el medio de cultivo celular de cada pocillo de la placa de 96 pocillos.
- Agregue 20 μL de tampón de lisis 1x a cada pocillo, seguido de 100 μL del reactivo de ensayo de luciferasa previamente preparado.
- Proteja la placa de la luz y colóquela en un lector de placas para medir la señal bioluminiscente de cada pocillo.
NOTA: En la Figura 1 se muestran resultados representativos que demuestran el tratamiento de células HepG2 con ARNm-LNP C12-200 previamente formulados.
6. Evaluación in vivo de ARNm-LNPs en ratones tras la inyección en la vena de la cola
- Diluir la solución de ARNm-LNP con PBS estéril 1x de modo que haya 2 μg de ARNm total en un volumen de inyección de 100 μL en la vena de cola, lo que corresponde a una dosis de peso corporal de aproximadamente 0,1 mg/kg para un ratón de 20 g.
- Sujete cada ratón con un método aprobado y limpie la cola con una almohadilla humedecida con alcohol al 70%.
- Llene una jeringa de insulina de 29 G con 100 μl de ARNm-LNP (2 μg) o 100 μl de 1x PBS. Retire las burbujas de la jeringa.
- Inserte la aguja con el bisel hacia arriba en la vena lateral de la cola del ratón e inyecte lentamente los 100 μL de ARNm-LNP o 1x PBS.
- Retire la aguja y aplique presión hasta lograr la hemostasia.
- Prepare una solución madre de 15 mg/ml de sal potásica de d-luciferina en 1x PBS estéril 6 horas después de la inyección.
- Encienda el sistema de imágenes in vivo (IVIS) y abra el software de imágenes.
- Presione Inicializar para preparar el instrumento para la adquisición de datos.
- Marca la casilla junto a Luminiscencia y establece el tiempo de exposición en automático. Asegúrese de seleccionar el campo de visión correcto para el número de ratones que se están fotografiando.
- Administrar 200 μL de d-luciferina por vía intraperitoneal (150 mg de luciferina por kg de peso corporal) a los ratones previamente tratados.
- Coloque a los ratones en una cámara de anestesia ajustada al 2,5% de isoflurano y un flujo de oxígeno de 2,0 L/min.
- Espere 10 minutos para que la señal de luciferasa se estabilice antes de obtener imágenes de los ratones tratados con ARNm-LNP.
- Asegúrese de que los ratones estén completamente anestesiados y redirija la línea anestésica para administrar isoflurano a través de los conos nasales dentro de la cámara de imágenes.
- Transfiera a los ratones a los conos de la nariz y asegúrese de que estén boca arriba con el abdomen expuesto.
- Cierre la puerta de la cámara y haga clic en el botón Adquirir en el software para obtener imágenes de bioluminiscencia.
NOTA: En la Figura 2 se muestran los resultados representativos de las imágenes de cuerpo entero de ratón después del tratamiento con ARNm-LNP o PBS 1X.
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Representative Results
Los ARNm-LNP se formularon utilizando un instrumento microfluídico que poseía un diámetro hidrodinámico promedio de 76,16 nm y un índice de polidispersidad de 0,098. Se encontró que el pKa de los ARNm-LNPs era de 5,75 al realizar un ensayo TNS18. La eficiencia de encapsulación de estos ARNm-LNP se calculó en un 92,3% utilizando el ensayo de fluorescencia modificada y la ecuación 4.4. La concentración global de ARN que se utilizó para el tratamiento celular y la dosificación en animales fue de 40,24 ng/μL. Este valor se obtuvo a partir del ensayo de fluorescencia modificada19, concretamente de la conversión de la fluorescencia obtenida diluyendo las LNPs con 1% de Triton X-100 y tampón TE 1x a determinadas concentraciones y calculando la cantidad de ARNm encapsulado.
Ecuación 4.4
CTX = Concentración de ARNm de LNPs diluido en Triton X-100 al 1%
C TE = Concentración de ARNm de LNPs diluido en tampón TE 1x
Se observó un aumento de la bioluminiscencia con el aumento de las dosis tras el tratamiento de 5.000 células HepG2 por pocillo con diferentes dosis de ARNm-LNP. La expresión de luciferasa se detectó fácilmente con la dosis más baja (5 ng/pocillo) utilizada en este estudio. Sin embargo, otras líneas celulares pueden requerir diferentes cantidades de ARNm-LNP para ver fácilmente las diferencias en la luminiscencia entre las dosis.
Los ratones fueron tratados con 2 μg de ARNm-LNP y evaluados 6 h después para la bioluminiscencia de todo el cuerpo. Dado que los ARNm-LNP C12-200 transfectan predominantemente el hígado20, se observó una fuerte señal bioluminiscente en la parte superior del abdomen de los ratones tratados con nuestros LNP formulados. Utilizando el software de imágenes, se dibujaron regiones de interés alrededor de las señales hepáticas para calcular el flujo luminiscente total. En este experimento, el flujo luminiscente total fue de aproximadamente 5 x 109, lo cual es consistente con otros estudios realizados con esta formulación de LNP 4,21.
Tabla 1: Composición de la fase orgánica. Se describen las concentraciones de las soluciones madre lipídicas individuales y los volúmenes que cada componente contribuye a la fase orgánica de 1,3 mL. Los lípidos se combinan en una proporción molar de 35/16/46,5/2,5 (C12-200:DOPE:Colesterol:C14-PEG2000). Se preparó un volumen adicional del 10% para tener en cuenta los volúmenes muertos de la jeringa durante la formulación. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Tabla 2: Configuración del instrumento microfluídico para la formulación de ARNm-LNP con una relación de caudal acuoso-orgánico de 3:1. La jeringa de 5 mL que contenía ARNm diluido en tampón de ácido cítrico de 10 mM se insertó en el canal central, mientras que la jeringa de 3 mL que contenía lípidos se insertó en el canal derecho. Los LNP se formularon con una proporción de 10:1 en peso de lípidos:ARNm ionizables. Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Tabla 3: Datos de caracterización de ARNm-LNP determinados por dispersión dinámica de la luz, un ensayo de fluorescencia modificado y un ensayo de ácido 2-(p-toluidino) naftaleno-6-sulfónico (TNS). Haga clic aquí para descargar esta tabla.
Figura 1: Células HepG2 tratadas con ARNm-LNP luciferasa luciérnaga de luciérnaga. En total, se sembraron 5.000 células HepG2 por pocillo en una placa de 96 pocillos y se dejaron adherir durante la noche. Las células se cultivaron en DMEM suplementado con suero fetal bovino al 10% y penicilina-estreptomicina al 1%. El medio de cultivo celular se retiró antes de que las células fueran tratadas con dosis de 5 ng, 10 ng y 20 ng de una formulación de LNP que contenía C12-200 encapsulando ARNm que codifica luciferasa de luciferasa de luciérnaga (en 100 μL de medio de cultivo celular). A las 24 h después del tratamiento, se retiró el medio de cultivo celular y se añadieron 20 μL de tampón de lisis 1x a las células antes de añadir 100 μL de reactivo de ensayo de luciferasa. La bioluminiscencia de cada pocillo se midió utilizando un lector de placas después de un período de incubación de 5 minutos. Los aumentos de plegamiento se representan en relación con los pocillos de control que consistían en células HepG2 no tratadas. La significación estadística se evaluó mediante un ANOVA de una vía con la prueba de Tukey post-hoc. ns, no significativo; , p < 0,0001. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
Figura 2: Ratones C57BL/6 tratados con ARNm-LNP luciferasa luciérnaga de luciérnaga. En este trabajo, se administraron 2 μg de ARNm-LNP total en 100 μL o 100 μL de PBS 1x a ratones C57BL/6 a través de la vena lateral de la cola. (A) La bioluminiscencia de todo el cuerpo de los ratones tratados con ARNm-LNP o PBS 1X se midió utilizando el sistema de imágenes in vivo (IVIS) 6 h después de la administración. Se utilizó el software IVIS Spectrum Living Image para analizar y adquirir las imágenes de todo el cuerpo. N = 3. (B) Se cuantificó y graficó el flujo luminiscente total. La significación estadística se evaluó mediante una prueba t de Student de dos colas. **, p < 0,01. Haga clic aquí para ver una versión más grande de esta figura.
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Discussion
Con este flujo de trabajo, se puede formular y probar una variedad de ARNm-LNP para determinar su eficiencia in vitro e in vivo. Los lípidos y excipientes ionizables pueden intercambiarse y combinarse en diferentes proporciones molares y diferentes proporciones de lípidos ionizables a peso de ARNm para producir ARNm-LNP con diferentes propiedades fisicoquímicas22. Aquí, formulamos C12-200 ARNm-LNP con una relación molar de 35/16/46,5/2,5 (lípido ionizable: lípido auxiliar: colesterol: lípido-PEG) con una relación de peso de lípidos ionizables a ARNm de 10:1. Estas LNP se probaron para determinar su eficacia de transfección in vitro en células HepG2 e in vivo en ratones C57BL/6. Los ARNm-LNPs C12-200 se sintetizaron mediante mezcla microfluídica utilizando un instrumento microfluídico disponible en el mercado. Aunque se pueden utilizar otros métodos de formulación para formular LNP, como la mezcla con pipetas o la mezcla de unión en T 4, la mezcla microfluídica formula ARNm-LNP que generalmente son más pequeños, menos polidispersos y tienen mayores eficiencias de encapsulación 4,13,23,24.
La formulación de ARNm-LNPs con el instrumento microfluídico disponible en el mercado permite la formulación simple y flexible de LNPs. El caudal al comienzo de una corrida varía del caudal objetivo establecido a medida que los empujadores de jeringas aceleran a toda velocidad. Esto puede dar lugar a características variables de las partículas y resultados inconsistentes. Para superar esto, el instrumento microfluídico fue diseñado para recolectar los LNP formulados al principio y al final de una formulación como residuo por separado de los LNP formulados en condiciones de estado estacionario. Esto puede disminuir la polidispersidad y dar lugar a propiedades de partículas más consistentes. El desperdicio inicial se puede calcular en función de la combinación de jeringas que se utilizan para la formulación según el manual del fabricante. Sin embargo, el residuo final no experimenta el mismo grado de condiciones de flujo no estacionario, por lo que el volumen a menudo se establece en 0,05 ml para todas las combinaciones de jeringas según la recomendación del fabricante.
Es fundamental tener en cuenta el volumen muerto en jeringas y tubos al preparar los volúmenes correctos de las fases orgánica y acuosa. La preparación de un 10% de volumen adicional de cada fase garantiza que se pueda formular el volumen mínimo de LNP deseado. En este protocolo, se ingresó un volumen total de formulación de 4,7 mL con 0,7 mL de residuo, lo que resultó en 4 mL de LNP recolectados en condiciones de estado estacionario. Sin embargo, se prepararon para la formulación 1,3 mL de la fase orgánica y 3,9 mL de la fase acuosa. Esto garantiza que la jeringa de 5 ml se pueda llenar hasta la marca de 3,6 ml y la jeringa de 3 ml se pueda llenar hasta la marca de 1,2 ml. Si el volumen alcanza las marcas en las jeringas, entonces las especificaciones de volumen utilizadas en el instrumento microfluídico son entradas seguras. La pantalla final antes de presionar el botón "START" es crucial para garantizar que todos los parámetros sean correctos. Es importante hacer una comprobación final de los tipos de jeringas, los volúmenes de las jeringas, los volúmenes que se van a dispensar, la colocación de las jeringas y los caudales.
Después de la formulación de los ARNm-LNP, el paso de diálisis tiene algunas consideraciones importantes a tener en cuenta. Los casetes de diálisis utilizados requieren un tiempo mínimo de hidratación de 2 minutos antes de que se puedan cargar los LNP. Esto aumenta la flexibilidad de la membrana y permite que la membrana se ajuste más fácilmente a medida que se agrega la muestra. Además, se debe tener cuidado de no dañar o perforar las membranas de los casetes de diálisis mientras se cargan con ARNm-LNP. Si las membranas se perforan o dañan, los ARNm-LNP formulados pueden perderse fácilmente al cargarse.
En este protocolo, probamos la eficiencia in vitro de los ARNm-LNP en células HepG2. Sin embargo, se puede probar la eficiencia de la transfección de ARNm-LNP de otros tipos de células. Si se utilizan células no adherentes, la placa de 96 pocillos requiere centrifugación a 500 g durante 5 min antes de cualquier extracción del medio de cultivo celular25. Esto minimiza cualquier pérdida de células durante la eliminación del medio. Las células también deben analizarse para detectar la presencia de micoplasma antes de cualquier estudio de transfección de LNP. Será difícil obtener resultados consistentes y comparar diferentes formulaciones de LNP si las células dan positivo para micoplasma. Además, las células primarias pueden requerir dosis más altas de LNP para medir la transfección sin toxicidad en comparación con las líneas celulares. Se puede utilizar un ensayo de viabilidad basado en luciferasa para evaluar la toxicidad del ARNm-LNP in vitro a dosis variables tanto en células primarias como en líneas celulares18.
Uno de los pasos más importantes para obtener mediciones consistentes de bioluminiscencia en diferentes ratones después del tratamiento con la misma formulación de ARNm-LNP es garantizar que el tiempo entre la inyección intraperitoneal de d-luciferina y la medición de IVIS sea constante26. Este intervalo de tiempo influye en la estabilidad de la señal bioluminiscente obtenida. El intervalo de tiempo debe ser lo suficientemente largo para que se minimicen las fluctuaciones en la señal. Se puede realizar un experimento preliminar en el que se obtienen imágenes de los ratones cada minuto después de la inyección de d-luciferina. El intervalo de tiempo en el que la señal comienza a estabilizarse es el más adecuado para el experimento de transfección. En este protocolo, un intervalo de 10 minutos permitió señales de luminiscencia estables después de la inyección de 150 mg de d-luciferina/kg de peso corporal, que se realiza comúnmente para obtener imágenes27,28.
Además, la dosis de ARNm-LNP utilizada en este protocolo (0,1 mg de ARNm/kg de peso corporal) es pequeña en comparación con las dosis utilizadas para evaluar la toxicidad y la eficacia terapéutica29,30. Estas dosis más pequeñas ayudan a evaluar las diferencias en las potencias de las formulaciones únicas de ARNm-LNP sin sobresaturar la señal luminiscente obtenida. Sin embargo, esta dosis se puede aumentar para medir la posible toxicidad del ARNm-LNP. Por ejemplo, la toxicidad hepática puede evaluarse cuantificando los niveles de alanina transaminasa, aspartato transaminasa y fosfatasa alcalina en el suero en diferentes momentos después de la inyección de ARNm-LNP31,32,33. Estas enzimas normalmente se encuentran en niveles bajos en el suero, pero aumentan como resultado del daño hepático. Los kits disponibles en el mercado se pueden utilizar para cuantificar la cantidad de estas enzimas en el suero.
En este ejemplo, utilizamos ARNm codificante de luciferasa de luciferasa de luciérnaga, pero otros ARNm reporteros pueden formularse en LNP para evaluar la potencia. Los ARNm que codifican para la proteína verde fluorescente (GFP) o mCherry se pueden emplear para investigar la administración específica de células después del tratamiento con ARNm-LNP34,35. Se puede producir una suspensión unicelular a partir de tejidos de interés, y las células GFP+ o mCherry+ se pueden evaluar mediante análisis de citometría de flujo. Además, los ARNm-LNP pueden formularse con ARNm que codifica para eritropoyetina con el fin de medir la transfección hepática a través de la secreción de eritropoyetina en el suero 8,36,37. En ratones Ai9, la administración de ARNm que codifica la recombinasa Cre induce una fluorescencia robusta de tdTomato, que puede servir como otro método para investigar la entrega de ARNm-LNP a diferentes poblaciones celulares38,39,40. A través de la demostración de este flujo de trabajo, esperamos que la formulación de ARNm-LNP deje de ser una barrera para los investigadores a medida que exploran nuevas ideas y posibilidades para las terapias de ARNm.
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Disclosures
No hay conflictos de intereses que declarar.
Acknowledgments
M.J.M. agradece el apoyo de un Premio al Nuevo Innovador del Director de los Institutos Nacionales de la Salud (NIH) de los Estados Unidos (DP2 TR002776), un Premio a la Carrera del Fondo Burroughs Wellcome en la Interfaz Científica (CASI), un premio a la Carrera de la Fundación Nacional de Ciencias de los Estados Unidos (CBET-2145491) y fondos adicionales de los Institutos Nacionales de la Salud (NCI R01 CA241661, NCI R37 CA244911 y NIDDK R01 DK123049).
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.1 M Hydrochloric Acid | Sigma | 7647-01-0 | |
| 0.22 μm Syringe Filters | Genesee | 25-243 | |
| 1 mL BD Slip Tip Syringe | BD | 309659 | |
| 1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine-N-[methoxy(polyethylene glycol)-2000] (ammonium salt) (C14-PEG2000) | Avanti Polar Lipids | 880150P | |
| 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine (DOPE) | Avanti Polar Lipids | 850725P | |
| 1.5 mL Eppendorf Tubes | Fisher Scientific | 05-408-129 | |
| 15 mL Conical Tubes | Fisher Scientific | 14-959-70C | |
| 200 proof Ethanol | Decon Labs | 2716 | |
| 23G Needles | Fisher Scientific | 14-826-6C | |
| 3 mL BD Disposable Syringes with Luer-Lok tips | Fisher Scientific | 14-823-435 | |
| 3 mL Dialysis Cassettes | Thermo Scientific | A52976 | |
| 96 Well Black Wall Black Bottom Plate | Fisher Scientific | 07-000-135 | |
| 96 Well White/Clear Bottom Plate, TC Surface | Thermo Scientific | 165306 | |
| Ammonium Acetate, 1 Kilogram | Research Products International | 631-61-8 | |
| Ammonium Citrate dibasic | SIgma | 3012-65-5 | |
| BD Luer-Lok Syringe sterile, single use, 5 mL | BD | 309646 | |
| C12-200 Ionizable Lipid | Cayman Chemical | 36699 | |
| C57BL/6 Mice | Jackson Laboratory | 000664 | |
| Cholesterol | Sigma | 57-88-5 | |
| CleanCap FLuc mRNA (5moU) | TriLink Biotechnologies | L-7202 | |
| Disposable cuvettes | Fisher Scientific | 14955129 | |
| D-Luciferin, Potassium Salt | Thermo Scientific | L2916 | |
| DMEM, high glucose | Thermofisher Scientific | 11965-084 | |
| Exel Insulin Syringes - 0.5 mL | Fisher Scientific | 1484132 | |
| Fetal Bovine Serum | Corning | 35-010-CV | |
| Hep G2 [HEPG2] | ATCC | HB-8065 | |
| HyPure Molecular Biology Grade Water | Cytiva | SH30538.03 | |
| Infinite 200 PRO Plate Reader | Tecan | N/A | |
| IVIS Spectrum In Vivo Imaging System | Perkin Elmer | N/A | |
| Large Kimwipes | Fisher Scientific | 06-666-11D | |
| Luciferase Assay Kit | Promega | E4550 | |
| NanoAssemblr Ignite Cartridges - Classic - 100 Pack | Precision Nanosystems | NIN0065 | |
| NanoAssemblr Ignite Instrument | Precision Nanosystems | NIN0001 | |
| PBS - Phosphate-Buffered Saline (10x) pH 7.4, RNase-free | Thermo Scientific | AM9624 | |
| Penicillin-Streptomycin | Thermofisher Scientific | 15140122 | |
| QB Citrate Buffer, (Citrate 100 mM) pH 3.0 | Teknova | Q2442 | |
| Quant-it RiboGreen RNA Assay Kit | Thermo Scientific | R11490 | |
| Reporter Lysis 5x Buffer | Promega | E3971 | |
| RNase Away Surface Decontaminant | Thermofisher Scientific | 7000TS1 | |
| Sodium Chloride | Sigma | 7647-14-5 | |
| Sodium Hydroxide | Sigma | 1310-73-2 | |
| Sodium Phosphate | Sigma | 7601-54-9 | |
| TNS reagent (6-(p-Toluidino)-2-naphthalenesulfonic acid sodium salt) | Sigma | T9792 | |
| Triton X-100 | Sigma | 9036-19-5 | |
| Zetasizer | Malvern Panalytical | NanoZS |
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