Abstract
창자 - 신체의 모든 장기의 면역 세포의 최대 개수를 포함 - 끊임없이 외래 항원, 미생물 및식이 모두 노출된다. 소장은 전신 질환의 숫자에 중요한 내에서 이러한 내강 항원이 면역 반응과 면역 세포의 교육을 형성하는 데 도움 것을 증가 이해 감안할 때, 장내 면역 체계의 특성에 대한 관심이 증가하고있다. 그러나, 많은 문서 프로토콜 힘들고 시간 소모적이다. 우리는 빠른 재현하고 힘든 퍼콜 구배를 필요로하지 않는 소형 장내 점막 고유 층, 상피내 층 및 파이어 패치에서 림프구 분리 여기 간단한 프로토콜을 제시한다. 프로토콜 소장에 초점을 맞추고 있지만, 또한 결장의 분석에 적합하다. 또한, 우리는 특정 과학 QUES에 따라 추가 최적화를해야 할 몇 가지 측면을 강조기. 이 방법은이어서 유세포 분석 또는 특성화의 대체 수단을 사용할 수 림프구 가능한 다수의 분리가 발생.
Introduction
소장의 주요 작업은 종종 영양 (1)의 분해 흡수가되는 것으로 간주된다. 대사 기능이 명확 필수적이지만, 소장의 루멘 내에있는 환경이 항원의 연속 사격으로부터 숙주를 보호 동등하게 중요한 역할을한다. 장내 외부 세계를 분리 (예., 내강 항원) 단일 전지 층 두께 상피 층 호스트의 내부 환경에서. 이와 같이, 작은 창자의 면역 시스템은 침입 병원균에 대한 강력한 대응을 설치하는 동안 최소한의와 점막을 입력식이 요법과 공생 미생물에서 외국 항원을 수있는 경우, 면역 반응을 반응성에 대한 임계 값을 균형의 강력한 작업이 다른 "유해한"항원. 이러한 항원에 대한 과도하거나 부적절한 면역 반응은 (병리학 적 질환으로 이어질 수 있습니다 예를 들어,., inflamma토리 장 질환, I 형 당뇨병, 다발성 경화증)과 3-6을 피해야한다.
전반적으로, 위장관 모든 항체 - 분비 세포 (7)의 70 % 이상 함유, 신체에서 가장 큰 면역 기관을 나타낼 것으로 생각된다. 고유 판 (LP)에서, 상피내 층 및 파이어 패치 (PPS) - - 작은 장 면역 체계는 3 개 주요 구획으로 구성되어 각각이 림프구의 독특한 그룹을 포함하는 것이다. LP에서 림프구 (LPLS)은 ~ 20 %의 B 세포 주로 TCRαβ + T 세포이고; 상피내 림프구 (IELs)는 TCRαβ + T 세포보다 TCRγδ + T 세포와 B 극소수의 셀을 포함하고; 그리고 작은 창자 벽에 내장 된 차 림프 기관이다 보호 프로파일은 ~ 80 %의 B 세포가 포함되어 있습니다. 이러한 해부학 적 영역의 각이 약간 별개의 기능과 존재 론적 기반을 가지고 있지만, 그들은에서 작동 아armonized 패션 병원성 모욕에서 호스트를 보호 할 수 있습니다.
또한, 미생물은 특정 미생물, 특히 세포 계통 8,9의 개체 발생의 동족 관계의 인식이 증가함에 따라 장 면역계의 개발을위한 중요한 결정이라고 성장 하락이있다. 또한, 장 면역계의 교육 해부학 먼 부위에 대한 면역 반응에 영향을 미치는 것으로 특정 (예., 관절염, 다발성 경화증, 폐렴), 그 이전에 10 인식보다는 장 면역계의 개발은 더욱 질병 과정에 중요한 것으로 명백 해졌다 -12. 이와 같이 정량적으로 장내 면역 체계를 평가에 대한 관심이 지금 호스트 공생 상호 작용과 많은 전신 질환의 발병도를 포함하는 호스트 병원체 상호 작용 이상으로 확장했다.
현재 방법의 가변성을 감안장내 림프구 분리, 필요한 시간 밸런싱 점점 중요하면서 수율 가능성 및 일관성을 최적화하는 방법. 퍼콜 구배를 포함 프로토콜, 시간과 노동 집약적과 인간의 오류 가능성이 더 많은 경향이 변수 수율로 이어지는 13을 생존. 여기서, 우리는 3 작은 창자의 면역 구획에서 림프구의 분리 및 특성에 최적화 된 프로토콜을 제공합니다. 또한, 점막 면역 체계에서 미생물에 의한 변화에 주어진 관심이 높아지고, 우리는 이러한 변화가 정량적으로 장내 면역 체계에 미치는 영향을 평가하기 위해 마우스와 미생물의 수평 전송을 허용하는 데 사용할 수있는 단계를 포함한다.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
모든 연구는 실험 동물 과학을위한 미국 협회 (AALAS)에 의해 설정된 수의 기준을 충족 하버드 의과 대학에서 기관 동물 관리 및 사용위원회 (IACUC)에 따라 엄격한 검토 및 지침에 따라 실시 하였다.
공동 주택을 통해 박테리아의 1 수평 전송 (옵션)
- 식품 모두 멸균 된 물을 사용하여 멸균 일회용 케이지를 조립하는 동안 (무균 마우스를 사용하는 경우 특히) 외인성 오염을 최소화하기 위해 무균 기술을 연습.
- 사용 귀 펀치 또는 태그 개별적으로 다른 microbiotas 항구와 같은 케이지에서 그들을 집 6 주령 C57BL / 6 마우스를 표시합니다. 마우스 coprophagic하고 케이지 바닥에서 배설물 알약을 먹고 주어진 것으로, 미생물이 자연적으로 마우스 사이에 수평으로 전송됩니다.
- ≥1 주 동안 공동 주택 마우스는 이전의 분석에 미생물 전송 및 면역 학적 변화를위한 시간을 허용합니다. 작은 창자 상피내 층과 얇은 판의 propria에서 단일 세포 현탁액 2. 준비
- 솔루션의 준비
- (소장 당) 추출 미디어 준비 : 30 ml의 RPMI + 93 ㎕의 5 % 디티 오 트레이 톨 (DTT) (/ V w) + 60 ㎕의 0.5 M EDTA + 500 ㎕의 우 태아 혈청 (FBS). 사용하기 전에 즉시 DTT를 추가합니다.
- 25 ml의 RPMI + 12.5 mg을 디스 파제 + 37.5 mg의 콜라게나 II + 300 μL의 FBS (소장 당) 소화 매체를 준비합니다. 사용하기 전에 즉시 디스 파제와 콜라게나 제를 추가합니다.
- 37 ° C에 37 ° C, prewarm 솔루션에서 수행 된 모든 배양하십시오.
- 자궁 경부 전위 다음 CO 2 질식하여 마우스를 안락사.
- 아래로 마우스 등의 측면을 놓고 70 % 에탄올로 복부를 스프레이. 순차적으로 이리저리 복부 중간 선을 따라 피부와 후 복막 근막을 절단하여 개복술을 수행하기 위해 가위를 사용하여따라서 복강을 노출, 칼 모양의 과정에 치골을 해요.
- 유문 괄약근에 병행하여 위장에서 소장을 분리하는 가위를 사용합니다. 조심스럽게 장간막 지방을 멀리 괴롭 히고, 복막에서 소장을 제거합니다.
- 완전히 소장을 제거하려면 ileo-맹장 접합에서 두 번째 컷을 확인합니다. 감기에 고립 소장을 배치 (예., 4 ° C) 10 % FBS를 포함하는 RPMI 세포 생존 능력을 극대화 할 수 있습니다.
- 부드럽게 곡선 집게를 사용하여 지방의 큰 조각을 제거합니다. 지방을 제거하는 동안 장 조직 자체를 찢어지지 않도록주의하십시오.
- 주사기에 부착 된 18 G 공급 바늘을 사용하여 차가운 PBS의 20 ㎖ - 15 장 내용, 부드럽게 세척 장을 제거하십시오.
- 보호 프로파일을 절제 가위를 사용하여, 5 % FBS를 포함하는 차가운 RPMI에 배치합니다. 보호 프로파일은 소장의 antimesenteric 측에 위치하며, 멀티 소엽 흰색으로 표시된다질량. 12 프로파일 - 특정 균주에 따라 마우스는 일반적으로 8있다.
- 4 인치 세그먼트 - (3)에 소장을 잘라.
- 멀리 조직에서 지방을 애타게 무딘 메스를 사용하여 RPMI에 적신 종이 타월에 각각의 작은 창자 세그먼트를 압연에 의해 잔여 지방을 제거합니다.
- 곡선 집게로 장 세그먼트를 cannulating 및 조직의 말단부를 파악하여 내부 조직을 켭니다. 부드럽게 조직이 반전되는 결과 (근위 단부에서 시작하는) 곡선으로부터 집게 조직 세그먼트를 제거하기 위해 직선 겸자 쌍을 사용한다.
- 30 추출 미디어 ㎖의 교반 막대가 들어있는 컵에 조직 세그먼트를 배치합니다. 컵에 뚜껑을 고정하고, 37 ℃에서 15 분 동안 500 rpm으로 교반; 교반 활발하지만 난류되지해야합니다.
- 배양 후, 흐린 나타납니다 상피 함유 상층 액에서 조직 조각을 분리 강철 여과기를 사용합니다. 이 뜨는 내가 포함되어 있습니다2.23 - 2.18 단계에서 샘플을 여과로 진행하여, 필요하다면 추가로 분석 될 수 ntraepithelial 림프구.
- 수동 잔류 추출 매체를 씻어 RPMI에서 조직 조각을 선동.
- 건조 종이 타월에 조직을 배치하고이 추출 매질에 의해 해방되지 않은 잔류 점액 제거를 용이하게하기 위해 단부에 걸쳐 여러 번 종료 플립.
- 소화 매체의 600 μL와 1.5 ML 튜브에 조직 조각을 놓습니다.
- 조각은 더 이상 가위에 충실하지 않고 용액이 균질 나타날 때까지 조직을 말하다 가위를 사용합니다. 이 단계에서는 조직 전체 효소 소화를 위해 중요하다.
- 소화 매체의 25 ml에 들어있는 컵에 다진 소장을 추가합니다. 37 ° C에서 30 분 동안 500 rpm에서 교반한다. 반쯤 소화를 통해 (예. 15 분에), 최대 피펫 및 혈청 학적 피펫과 아래 조직의 큰 덩어리를 분쇄하기 위해.
- 필터 소화 조직 (또는 epith단계 2.12에서 elial 층의 경우 50 ML 튜브에 100 μm의 셀 스트레이너를 통해 처리 IELs는). 10 % FBS를 포함하는 RPMI 20 ㎖와 스트레이너를 씻어.
- 4 ℃에서 10 분 동안 500 XG에 필터링 솔루션을 원심 분리기.
- 조심스럽게 10 % FBS를 포함하는 RPMI 1 ml의 상층 액과에 resuspend 펠렛을 가만히 따르다.
- 필터는 50 ㎖ 튜브에 40 μm의 셀 스트레이너를 통해 세포를 재현 탁. 10 % FBS를 포함하는 RPMI 20 ml의 스트레이너를 씻어.
- 원심 분리기는 4 ° C에서 10 분 동안 500 XG에 솔루션을 여과.
- 조심스럽게 2 % FBS를 함유하는 RPMI 1 ml의 상층 액 및 펠렛을 재현 탁 가만히 따르다.
- 전송 (25) 소화 미디어 ㎖의 교반 막대와 컵에 보호 프로파일을 절제. 보안 뚜껑, 37 ° C에서 10 분 동안 500 rpm에서 스핀.
- 필터는 50 ㎖ 튜브에 40 μm의 셀 스트레이너를 통해 프로파일 소화. 어떤 덩어리의 REMA 경우에, 1 ML의 주사기에서 플런저의 평평한 끝 부분을 사용하여 스트레이너를 통해 키를 누릅니다.
- 10 % FBS를 포함하는 RPMI의 10 ml의 스트레이너를 씻어.
- 원심 분리기는 4 ° C에서 10 분 동안 500 XG에 솔루션을 여과.
- 조심스럽게 2 % FBS를 함유하는 RPMI 1 ml의 상층 액 및 펠렛을 재현 탁 가만히 따르다.
- 세포 분취 적절한 부피 (예., LPLS 200 μL)를 96 웰 둥근 바닥 플레이트에.
- 4 ℃에서 5 분 동안 500 XG에 원심 분리기. 접시를 반전시켜 상층 액을 가만히 따르다.
- RPMI이 2 % FBS가 포함 된 90 μL에 재현 탁 세포와 1 : 안티 CD16 / 32 (FC 블록)의 100 희석. 4 ℃에서 10 분 동안 품어.
- 10 μl의 PBS를 추가합니다. 4 ℃에서 5 분 동안 500 XG에 원심 분리기. 접시를 반전시켜 상층 액을 가만히 따르다.
- 250 ㎕의 PBS에 재현 탁 세포. 4 ℃에서 5 분 동안 500 XG에 원심 분리기. 로 가만히 따르다 뜨는반전 판.
- 제조 업체의 프로토콜에 따라, 원하는 경우 생존 염료 (선택 사항) 얼룩 세포.
- 100 ㎕의 1 % 포르말린에 재현 탁 세포는 세포를 해결합니다. 4 ℃에서 어둠 속에서 1 시간 동안 품어.
- 200 μl의 PBS를 추가합니다. 4 ℃에서 5 분 동안 500 XG에 원심 분리기. 접시를 반전시켜 상층 액을 가만히 따르다.
- 250 ㎕의 PBS에 재현 탁 세포. 4 ℃에서 5 분 동안 500 XG에 원심 분리기. 접시를 반전시켜 상층 액을 가만히 따르다.
- 200 ㎕의 PBS에 재현 탁 세포. 유동 세포 계측기를 사용하여 세포를 분석한다.
파이어 패치에서 단일 세포 현탁액 3. 준비
유동 세포 계측법 4. 표면 얼룩
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
비장 (도 1a 및도 1b)와 같은 유사한 순방향 및 측면 산란 특성을 갖는 세포 분리 집단을 수득한다 작은 창자 림프구의 단일 세포 현탁액의 세포 계측 분석을 흐른다. 조직은 분리의 초기 단계에서 4 ℃로 유지되지 않은 경우, 림프구는 하부 전방 산란을 갖는 다른 상피 죽은 세포로부터 분리하기 어렵 인 림프구 집단에서 얻어진 다이 시작할 수있다 (도 1C) . 작은 창자 조직이 완전히 장간막 지방 세정되지 않으면 또한 림프구 (도 1D)의 전체 손실이 사실상 존재한다. 이러한 기능은 신속 작동 방법 샘플의 품질을 보장하는 것이 필요하다 (장간막 지방에도 소량을 제거, 즉.) (예., 조직 워밍업 할 수 없음) 및 세부 사항에 주목 나타낸다. Typica에서야 베드로, 우리는 ~ 작은 창자 LPLS (그림 1E)에 대한 80 %의 생존율을 구하십시오.
도 2a는 미생물의 조성이 크게 특정 세포 집단의 수에 미치는 영향을 보여준다. 우리는 이전에 입증 된 바와 같이, 모든 미생물을 완전히 결여되어 무균 (GF) 마우스는, 특정 병원균이없는 (SPF) 쥐와 비교하여 현저 미숙 작은 장 면역 체계를 가지고, GF 마우스의 정착 작은 창자의 면역 시스템 (14)의 복원 정상적인 마우스 미생물 (MMB) 결과. 반면, 무균 마우스는 정상적인 인간 미생물 (HMB)를 숨겨 - 그 비슷한 번호와 MMB 마우스 등의 배설물 박테리아의 다양성이 - GF 마우스 (14)의 그것과 구별 할 수없는 작은 창자의 면역 체계를 가지고있다.
의 활용마우스의 coprophagic 특성상 공동 주택 마우스는 마우스와 같이 생물의 수평 전송을 허용하기위한 간단하지만 강력한 방법을 나타낸다. 이 방법은 하나가 미생물의 결과 변화가 작은 창자의 면역 체계에 영향을 미치는 여부를 테스트 할 수 있습니다. 예를 들어, 우리는 SI LP (도 2B) 14 CD3 + CD8 + T 세포의 숫자의 정규화 결과 MMB 4 주간 마우스를 해당 공동 주택 HMB 마우스를 보였다. 마우스 함께 공동 주택에 의해 극복되는 변화 -이 결과는도 2a에서 관찰 MMB과 HMB 마우스의 차이점이 마우스의 미생물의 변화에 기인 확인합니다.
. D. D - 그림 1. 소장 림프구는 FSC 및 비장 세포 A와 유사 SSC 특성을 가지고최적의 준비 비장 세포 (A)와 작은 창자 점막 고유 층 (SI LP) 세포 (- D B)에 대한 SSC와 FSC을 묘사 해주 플롯. B. Si를 LP 샘플 기재된 프로토콜에 따라 제조 하였다. C. 창자 조직 의도적 SI LP 세포 하부 FSC을 시작 함을 입증하기 위해 가온 하였다. D. 장간막 지방 뚜렷한 SI LP 림프구 집단의 손실의 결과로, 하나의 셀을 제조하기 전에 소장을 세척하지 않았다. E. 패널 B에 묘사 된 샘플을 고칠 가능성 염료와 단계 4.7에서 염색 (예., eFluor 780)를 제조업체의 지침에 따라. 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
그림 2. 소형 intest의 미생물에 미치는 영향 성숙원고 판 면역 시스템. A. CD3 + CD8 + T 세포는 SPF, MMB, HMB 및 GF 마우스의 SI LP에 열거 하였다. B. HMB 마우스 공동 수납했다 전에 SI LP에서 CD3 + CD8 + T 세포를 열거 4 주간 마우스를 MMB. 공동 수납되지 않은 MMB 및 HMB 마우스 비교 분석 하였다. 각 데이터 포인트는 개별 마우스를 나타내며, 수평 바의 평균을 반영한다. NS, 중요하지; * P <0.05; **, P <0.01; ***, P <0.001. 수치는 재생-로하는 권한-에서 참조 (14), (B)의 약간의 수정과 함께 이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
우리는 분리를위한 프로토콜을 제시하고 보호 프로파일의 LPLS, IELs 및 림프구를 포함한 작은 장 림프구의 세포 계측 특성 흐름. 미생물의 변화가 작은 창자의 면역 체계에 미치는 영향을 평가에 관심있는 경우, 우리는 세부 사항 다른 microbiotas을 품고 마우스와 생물의 수평 전송에 관련된 간단한 단계. 이 프로토콜은 소장에 초점을 맞추고 있지만, 순서는 오직 차이가없는 프로파일 제거되지한다 (결장 패치가 존재하지만, 이러한 조잡한 일반적 보이지 않는) 것으로되고 함께 대장 분석 동일하다.
작은 창자 조직에서 림프구의 최적의 분리를 달성하는 몇 가지 주요 단계가 있습니다. 지방 조직의 세심한 제거는 림프구의 생존과 최적의 수율을 보장하는 데 절대적으로 중요하다. 또한, DTT는 추출에 사용되는 결정적이다 mucolytic상피 세포의. 그 불안정한 특성상, 우리는 다시 동결하지 않는 볼륨 ≤-20 ℃에서 5 % 용액의 일회용 분취 저장되지 제안. EDTA는 상피 세포 (15)의 제거를 돕기 위해 추출 매체에 사용되지만, 그 존재 -뿐만 아니라 과잉 FBS 또는 점액 - 소화 과정은 콜라게나 제를 억제 할 수있다. 콜라게나 제의 사용 농도는 차분 표면 마커의 발현 및 세포 생존 13,16,17 영향을 미치는 것으로 입증되었다. 또한, 관심의 표면 마커에 따라서는 콜라게나 다른 제제 (예., 콜라겐 타입 I가 II가, VI 또는 VIII)가 13, 17 인 것이 최적 일 수있다. 일부 경험적 최적화는 로트의 변화, 특정 많이 콜라겐의 상대적 활동 수준으로 인해, 특정 실험 질문에 따라 필요한 수 있습니다. 또한, 추가 최적화는과 특이에 따라 요구 될 수있다IC에서 변형 마우스의 나이는 사용했다. 예를 들어, 여기에 나열된 시간은 ~ 6 주령 C57BL / 6 마우스에 최적화되었다; ~ 팔주 오래 스위스 웹스터 마우스, 소화 시간 40 분으로 증가 될 수있다.
요약하면, 우리는 작은 창자 고유 층에서 림프구, 상피내 층 및 보호 프로파일의 분리에 대한 자세한 프로토콜을 제공하고 있습니다. 일단 마스터, 하나는 합리적으로 4 쥐를 처리하고 ~ 4 시간에 염색에 대한 준비가 단일 세포 현탁액을 가질 수 있습니다. 우리는 유세포 특성화 이들 세포의 직접적인 얼룩을 설명하지만, 하나가 선택적으로, 사이토 카인 생성을 평가하는 다른 유형의 세포와 시험 관내 상호 작용을 살펴 전사 및 / 또는 프로테옴의 분석하거나 배양 세포에 대한 세포를 정렬하는 이들 세포를 자극 할 수있다. 우리는 림프구 집단에 집중하면서 게다가,이 프로토콜은 또한 골수 세포를 검사하는 데 사용될 수있다. 하나의 CE 분리에 함께이 간소화 된 접근 방식을 촬영다양한 장내 구획에서 LL 인구가 하나가 심문 할 수 있습니다 모두 다양한 요소 (예., 미생물,식이 항원)이 세포 추가-장 질환 관련 될 수있는 방법 또한 장내 면역 시스템의 개체 발생에 영향을 미치는 방법.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Sterile Gloves | Kimberly-Clark | 555092 | |
| sterile mouse cage | Innovive | MS2-AD | contains lid, cage bottom, and alpha-dri bedding |
| Metal feeder | Innovive | M-FEED | |
| Water bottle | Innovive | M-WB-300 | |
| Card holder | Innovive | CRD-HLD-H | |
| Autoclavable rodent chow (NIH-31M) | Zeigler | 4131207530 | |
| RPMI medium 1640 | Gibco | 11875-119 | |
| Dithiothreitol (DTT) | Sigma | D5545-5G | |
| 0.5 M EDTA (pH 8.0) | Ambion | AM9262 | |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | GemBio | 100-510 | |
| Dispase II | Invitrogen | 17105-041 | the concentration in the protocol is based on an activity level of 1.878 U/mg |
| Collagenase, type II | Invitrogen | 17101-015 | the concentration in the protocol is based on an activity level of 245 U/mg |
| Dissecting scissors | Roboz | RS-5882 | |
| Feeding needle (18 G, 2" length) | Roboz | FN-7905 | |
| 10 ml Syringe | BD | 305482 | |
| PBS | Gibco | 14190-250 | |
| Disposable Scalpel (15 blade) | Miltex | 4-415 | |
| Curved forceps | Roboz | RS-5211 | |
| Straight forceps | Roboz | RS-5132 | |
| Multi-purpose cups, 120 ml | VWR | 89009-662 | |
| Stir bar | VWR | 58949-062 | |
| Multi-position stir plate, 9-position | VWR | 12621-048 | |
| Stainless steel conical strainer, 3 inch | RSVP | ||
| 1.5 ml Tube | Eppendorf | 0030 125.150 | |
| 100 μm Cell strainer | Falcon | 08-771-19 | |
| 40 μm Cell strainer | Falcon | 08-771-1 | |
| 50 ml Conical tube | Falcon | 352098 | |
| 1 ml Syringe | BD | 309659 | |
| 96-well Plate, round-bottom | Corning | 3799 | |
| Anti-mouse CD16/32 (Fc block) | Biolegend | 101320 | |
| (Optional) Fixable viability dye eFluor 780 | eBiosciences | 65-0865-18 | |
| 10% Formalin, neutral buffered | Thermo Scientific | 5725 |
References
- Cummings, D. E., Overduin, J. Gastrointestinal regulation of food intake. J Clin Invest. 117 (1), 13-23 (2007).
- Mowat, A. M., Agace, W. W. Regional specialization within the intestinal immune system. Nat Rev Immunol. 14 (10), 667-685 (2014).
- Round, J. L., Mazmanian, S. K. The gut microbiota shapes intestinal immune responses during health and disease. Nat Rev Immunol. 9 (5), 313-323 (2009).
- Sartor, R. B. Microbial influences in inflammatory bowel diseases. Gastroenterology. 134 (2), 577-594 (2008).
- Tlaskalova-Hogenova, H., et al. Commensal bacteria (normal microflora), mucosal immunity and chronic inflammatory and autoimmune diseases. Immunol Lett. 93 (2-3), 97-108 (2004).
- Wen, L., et al. Innate immunity and intestinal microbiota in the development of Type 1 diabetes. Nature. 455 (7216), 1109-1113 (2008).
- Pabst, R., Russell, M. W., Brandtzaeg, P. Tissue distribution of lymphocytes and plasma cells and the role of the gut. Trends Immunol. 29 (5), author reply 209-210 206-208 (2008).
- Surana, N. K., Kasper, D. L. The yin yang of bacterial polysaccharides: lessons learned from B. fragilis PSA. Immunol Rev. 245 (1), 13-26 (2012).
- Surana, N. K., Kasper, D. L. Deciphering the tete-a-tete between the microbiota and the immune system. J Clin Invest. 124 (10), 4197-4203 (2014).
- Gauguet, S., et al. Intestinal microbiota of mice influences resistance to Staphylococcus aureus pneumonia. Infect Immun. , (2015).
- Ochoa-Reparaz, J., et al. A polysaccharide from the human commensal Bacteroides fragilis protects against CNS demyelinating disease. Mucosal Immunol. 3 (5), 487-495 (2010).
- Wu, H. J., et al. Gut-residing segmented filamentous bacteria drive autoimmune arthritis via T helper 17 cells. Immunity. 32 (6), 815-827 (2010).
- Goodyear, A. W., Kumar, A., Dow, S., Ryan, E. P. Optimization of murine small intestine leukocyte isolation for global immune phenotype analysis. J Immunol Methods. 405, 97-108 (2014).
- Chung, H., et al. Gut immune maturation depends on colonization with a host-specific microbiota. Cell. 149 (7), 1578-1593 (2012).
- Resendiz-Albor, A. A., Esquivel, R., Lopez-Revilla, R., Verdin, L., Moreno-Fierros, L. Striking phenotypic and functional differences in lamina propria lymphocytes from the large and small intestine of mice. Life Sci. 76 (24), 2783-2803 (2005).
- Carrasco, A., et al. Comparison of lymphocyte isolation methods for endoscopic biopsy specimens from the colonic mucosa. J Immunol Methods. 389 (1-2), 29-37 (2013).
- Van Damme, N., et al. Chemical agents and enzymes used for the extraction of gut lymphocytes influence flow cytometric detection of T cell surface markers. J Immunol Methods. 236 (1-2), 27-35 (2000).
