Summary
O presente protocolo descreve um método simples e eficiente para a coleta dinâmica e em tempo real de sangue de coração de ratos utilizando a técnica de microdiálise.
Abstract
A análise dinâmica dos hemocomponentes é de grande importância na compreensão das doenças cardiovasculares e suas doenças relacionadas, como infarto do miocárdio, arritmia, aterosclerose, edema pulmonar cardiogênico, embolia pulmonar e embolia cerebral. Ao mesmo tempo, é urgente romper a técnica de amostragem contínua de sangue cardíaco em ratos vivos para avaliar a eficácia da terapia de medicina étnica distinta. Neste estudo, uma sonda de microdiálise sanguínea foi implantada na veia jugular direita de ratos em um procedimento cirúrgico preciso e não invasivo. Amostras de sangue cardíaco foram então coletadas a uma taxa de 2,87 nL/min a 2,98 mL/min conectando-se a um sistema on-line de coleta de amostras de microdiálise. Ainda mais momentaneamente, as amostras de sangue adquiridas podem ser temporariamente armazenadas em recipientes de microdiálise a 4 °C. O programa on-line de coleta contínua de sangue de coração de rato baseado em microdiálise tem garantido sobremaneira a qualidade das amostras de sangue, avançando e revigorando a racionalidade científica das pesquisas sobre doenças cardiovasculares sistêmicas e avaliando a terapia etnomédica sob a perspectiva da hematologia.
Introduction
Com a aceleração do ritmo de vida e o aumento da pressão psicológica, as doenças cardiovasculares (DCV) tendem a ocorrer em jovens, pessoas de meia-idade e idosos 1,2. A morbidade e a mortalidade das DCV são elevadas, com características de início agudo, rápida progressão e longo curso da doença, o que afeta seriamente a segurança dospacientes3. A ocorrência de DCV pode estar intimamente relacionada às alterações em alguns componentes sanguíneos, como colesterol, lipídios séricos, glicemia, enzimas miocárdicas e proteína quinase K 4,5,6. A situação relevante do paciente pode ser gerenciada mais rapidamente analisando itens de exame de sangue de rotina. Assim, a qualidade das amostras de sangue determina a precisão dos resultados dos testes. No entanto, os métodos convencionais de coleta de sangue apresentam algumas desvantagens inevitáveis, que afetam seriamente os resultados experimentais, tais como grande área de trauma, pequeno volume de coleta de sangue, alta exigência para operadores, incapacidade de refletir mudanças de drogas em tempo real, pré-tratamento pesado de amostras de sangue, grande consumo de animais experimentais e falha em atender aos requisitos éticos dosanimais7,8,9 . Com os avanços contínuos na tecnologia médica, a qualidade da coleta de sangue também impôs exigências mais altas. Portanto, é urgente desenvolver uma nova tecnologia de coleta de sangue para superar as deficiências acima.
A microdiálise é uma técnica de amostragem in vivo baseada nos princípios da diálise10. Em condições de não-equilíbrio, os compostos a serem medidos são difundidos e perfundidos do tecido ao longo do gradiente de concentração para a sonda de microdiálise embebida no tecido no dialisato, que é continuamente removido juntamente com o dialisato, alcançando o objetivo de amostragem do tecido vivo11,12. Comparada aos métodos tradicionais de amostragem, a técnica de microdiálise apresenta vantagens esplêndidas nos seguintes aspectos13,14,15: rastreamento contínuo em tempo real das alterações de vários compostos no sangue; a amostragem não requer pré-processamento tedioso e pode realmente representar a concentração do composto alvo no local de amostragem; sondas podem ser implantadas em diferentes partes do corpo para investigar a absorção, distribuição, metabolismo, excreção e toxicidade dos compostos alvo; a amostra adquirida não contém macromoléculas biológicas (>20 kD). Portanto, as amostras de sangue de maior qualidade garantem uma melhor interpretação das DCV e do mecanismo tratado pela medicina étnica.
Os sistemas de amostragem de microdiálise geralmente consistem em bombas de microinjeção, tubos de conexão, tanques de livre circulação de animais, sondas de microdiálise e coletores de amostras16. Como parte mais crítica do dispositivo do sistema de microdiálise, as sondas comuns de microdiálise compreendem sondas concêntricas, sondas flexíveis, sondas lineares e sonda shunt17. Dentre estas, as sondas flexíveis são sondas macias e não metálicas, utilizadas principalmente para coletar amostras de vasos sanguíneos e tecidos periféricos como coração, músculo, pele e gordura de animais acordados e em movimento livre ou anestesiados13. Quando em contato com vasos sanguíneos ou tecidos, a sonda pode ser flexivelmente dobrada, evitando assim danos irreversíveis à sonda ou ao local de amostragem. Com o desenvolvimento contínuo da tecnologia de sonda, a aplicação da tecnologia de microdiálise em vários campos também está se aprofundando. Neste trabalho, o sangue do coração de ratos foi adquirido de forma dinâmica e contínua pela tecnologia de microdiálise não invasiva através da sonda flexível projetada para coleta de sangue.
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Protocol
O protocolo animal foi aprovado pelo Comitê Administrativo da Universidade de Medicina Tradicional Chinesa de Chengdu (Número de registro: 2021-11). Ratos Sprague Dawley (SD) machos livres de patógenos especificados (8-10 semanas, 260-300 g) foram criados em gaiolas de ventilação independente, mantendo o ambiente de laboratório a 22 °C e 65% de umidade relativa, e foram utilizados para o presente estudo. Os animais foram obtidos de fonte comercial (ver Tabela de Materiais). Todos os ratos foram habituados à alimentação adaptativa por 1 semana com água livre e dieta durante o período.
1. Preparação experimental
- Montar os equipamentos envolvidos na microdiálise da coleta de sangue (vide Tabela de Materiais), conforme Figura 1.
- Preparar solução anticoagulante citrato dextrose (ACDs), contendo 3,50 mmol/L de citrato, 7,50 mmol/L de citrato de sódio e 13,60 mmol/L de glicose, como fluido de perfusão para coleta de sangue de microdiálise (ver Tabela de Materiais).
- Antes de usar, filtre as ACDs com uma unidade de filtração por membrana de 0,22 μm e remova as bolhas ultrassonicamente. Manter as DACs a 37 °C para reduzir a estimulação para ratos SD.
2. Inspeção de perviedade do sistema de tubulação de microdiálise
- Conecte a entrada da sonda da unidade de diálise com a agulha da seringa, o adaptador de tubulação e a tubulação fep (consulte a Tabela de Materiais).
NOTA: A extremidade azul da sonda de microdiálise é para o influxo de fluido, e a extremidade transparente é para a saída de fluido. - Verifique a patência do sistema de tubulação de microdiálise perfundindo ACDs18 no sistema de tubulação a uma velocidade de 2 μL/min.
NOTA: Se as ACDs fluírem do local de coleta da amostra, o sistema de microdiálise desimpedido pode ser usado para coleta adicional de sangue cardíaco. Caso contrário, a sonda de sangue deve ser verificada se há vazamentos quebrados ou se a junta tubular foi selada.
3. Implante de sonda de microdiálise
- Anestesiar os ratos com isoflurano a 2% em uma mistura ar-oxigênio de 0,6 L/min, prender os ratos completamente inconscientes na mesa de operação e manter a temperatura corporal em 37 °C usando um mantenedor de temperatura animal (ver Tabela de Materiais).
- Retire o pelo do pescoço com um barbeador elétrico e desinfete o local cirúrgico com três rodadas alternadas de betadina e álcool 70%. Injetar bupivacaína (1,5 mg/kg) no rato. Expor a veia jugular direita por dissecção romba de partes moles e fáscia perivascular através de uma incisão de 1,5 cm ao longo da linha média do pescoço.
OBS: Todos os instrumentos e ferramentas cirúrgicas utilizados no experimento devem ser previamente esterilizados por autoclavagem. Use luvas estéreis e campos cirúrgicos. Toda a operação experimental deve ser realizada em um ambiente estéril. Siga as diretrizes de uso local de animais para o regime de anestesia e analgesia. - Faça um slipknot destacável usando uma sutura cirúrgica 4-0 na veia jugular direita na extremidade distal do coração para bloquear temporariamente o fluxo sanguíneo e faça uma incisão de 1,5 cm na veia jugular direita perto do coração.
- Inserir um estilete de cateter em forma de agulha (comprimento 25 mm, diâmetro 0,7 mm, ver Tabela de Materiais) na veia jugular direita em direção à extremidade proximal do coração do rato, inserir a sonda de microdiálise sanguínea (comprimento total da sonda 24 mm, comprimento da membrana 10 mm) em um cateter e implantar a sonda com pinça oftálmica ao longo da incisão oblíqua do estilete do cateter19.
- Remova o estilete do cateter guiado e mergulhe totalmente a membrana semipermeável da sonda (comprimento da membrana 10 mm, diâmetro da membrana 0,5 mm) na veia jugular direita. Desvende o slipknot destacável na extremidade distal do coração para restaurar o fluxo sanguíneo na veia jugular direita.
- Ligadura da sonda com a veia jugular direita com suturas cirúrgicas 4-0 e rosqueamento subcutâneo do tubo caudal da sonda através da parte posterior do pescoço. Consulte a Figura 2 para obter as etapas específicas de implantação da sonda.
NOTA: O ponto de corte molecular pela sonda de microdiálise sanguínea utilizada neste estudo é de >20 kD. As amostras de sangue coletadas contêm substâncias com peso molecular inferior a 20 kD.
4. Amostragem de microdiálise
- Uma semana após o implante da sonda de microdiálise, os ratos que se recuperam de trauma cirúrgico são submetidos à amostragem de microdiálise. Coloque o rato acordado em um tanque de movimento livre (consulte a Tabela de Materiais) e conecte a sonda ao sistema de microdiálise. Equilibrar a membrana de diálise da sonda irrigando as DACs com uma taxa de 2 μL/min por 1 h.
- Coletar amostras de sangue de microdiálise a uma taxa de fluxo de 2 μL/min e mantê-las temporariamente em um recipiente fracionado de 4 °C.
NOTA: As amostras de sangue obtidas podem ser testadas diretamente por centrifugação a 20.000 x g por 10 min à temperatura ambiente. Ou pode ser armazenado a -80 °C para os testes seguintes. Na coleta de amostras, é importante sempre observar se a sonda prolapsa e/ou vazamento.
5. Operação pós-amostragem
- Anestesiar os ratos SD com isoflurano a 2% em uma mistura ar-oxigênio a 0,6 L/min.
- Dissecção para confirmar novamente que a sonda está na veia jugular direita. Retire a sonda de microdiálise da veia jugular direita e coloque-a em água ultrapura.
- Finalmente, eutanasiar os ratos por inalação de isoflurano a 5%.
- Conecte a sonda à tubulação e enxágue durante a noite a uma taxa de 2 μL/min com água ultrapura para lavar completamente o sal residual no tubo e na sonda.
- Retire a sonda e mergulhe-a em água ultrapura. Conservar a 4 °C para evitar que a membrana de diálise da sonda se contraia.
NOTA: Se o volume de líquido de diálise for inconsistente com o volume de fluido de perfusão, a sonda pode ser bloqueada pelo sangue coagulado. A sonda pode ser colocada na solução de proteína pancreática até que a substância visível se desfaça da ponta da membrana da sonda.
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Representative Results
O presente protocolo permitiu a obtenção do sangue cardíaco de ratos conscientes de acordo com parâmetros de amostragem estabelecidos no equipamento de microdiálise. As amostras de sangue normais devem ser vermelhas brilhantes, enquanto os animais com hipóxia, potenciais coágulos sanguíneos ou doença anêmica podem ter roxo escuro ou vermelho escuro. As amostras obtidas pela técnica de microdiálise sanguínea são incolores, claras e transparentes, podendo ser utilizadas para analisar os marcadores séricos de diferentes doenças e a distribuição sanguínea de fármacos e seus metabólitos, empregando cromatografia líquida de alta eficiência ou espectrometria de massas. Os parâmetros estabelecidos e o volume de sangue único coletado estão apresentados na Tabela 1.
Figura 1: Equipamentos e aparelhos necessários para a microdiálise sanguínea . (A) Sistema de anestesia animal. (B) Instrumentos cirúrgicos. (C) Mesa de operação. (D) Tubo de coleta de amostras. (E) Sonda de microdiálise sanguínea, cateter e agulha de seringa. (F) Bomba de microinjeção. (G) Seringa para microinjeção. (H) Sonda de microdiálise estande in vitro . (I) Tanque de movimento livre para ratos. (J) Coletor de frações refrigeradas. (K) Amostra de sangue total e amostra de sangue de rato auxiliada por microdiálise. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
Figura 2: Ilustração esquemática da sonda de microdiálise sanguínea implantada na veia jugular interna direita do rato. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.
| Parâmetros | Valor |
| Velocidade de perfusão | 2 μL/min |
| Taxa de amostragem | 2 μL/min |
| Temperatura de amostragem | 4 °C |
| Volume único de coleta de sangue | 12 μL |
Tabela 1: Definir parâmetros do sistema de coleta de sangue de microdiálise.
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Discussion
As DCV são uma doença crônica comum nas clínicas, com incidência gradativamente crescente na China, e a idade de início tende a ser mais jovem, causando preocupação e pânico na maioria dospacientes20,21. Sendo a principal causa de morte no mundo, as DCV podem induzir infarto cerebral e outras doenças de alta mortalidade, ameaçando seriamente a vida saudável dos pacientes22. As DCV, incluindo cardiopatia isquêmica, cardiomiopatia, aterosclerose, hipertensão arterial, acidente vascular cerebral e insuficiência cardíaca, ocorrem quando as artérias que fornecem sangue para o coração se estreitam ou endurecem23,24. Embora existam muitas medidas para diagnosticar DCV, um exame de sangue ainda é o mais conveniente e rápido. A determinação precisa, sensível e rápida de marcadores precoces relacionados às DCV pode diagnosticar e compreender rapidamente o estado fisiopatológico da doença. Portanto, as crescentes necessidades diagnósticas dos pacientes com DCV requerem a coleta de amostras de sangue representativas e de alta qualidade25. Os métodos de coleta de sangue comumente utilizados em experimentos com animais incluem corte da cauda, veia caudal, canto interno, aorta abdominal, veia sublingual, arteriovenosa carotídea, decapitação, aquisição cardíaca da seringa e coleta de sangue arteriovenoso femoral26. A coleta de sangue convencional é o método de amostragem mais comumente usado para análise in vivo de drogas. No entanto, devido à composição sanguínea complicada e muitos distúrbios endógenos, o processo de separação e purificação é tedioso, com possibilidade de perda e contaminação de drogas nesse processo27. Além de considerar os requisitos da ética animal, a coleta de sangue em longo prazo com maior dano tecidual também pode levar à morte do animal e induzir em erro os resultados dos testes dos indicadores28. Simultaneamente, amostras de sangue aceitáveis e de alta qualidade também são decisivas para garantir a detecção qualitativa e quantitativa de alterações dinâmicas em ingredientes ativos derivados de ervas étnicas no sangue animal.
A técnica de amostragem por microdiálise utilizada neste estudo é uma nova técnica de amostragem por biópsia desenvolvida nos últimos 20 anos e vem sendo gradativamente aplicada nos estudos farmacológicos da fitoterapia étnica29. Quanto à microdiálise sanguínea, é uma membrana permeável seletiva que pode continuamente adquirir grandes quantidades de amostras do animal individual sem perder fluido corporal. E, mais notavelmente, a tecnologia de coleta de sangue baseada em microdiálise mantém o equilíbrio dinâmico do fluido corporal, evita o problema da redução do fluxo sanguíneo causado pelas tecnologias tradicionais de coleta de sangue e elimina a influência da distribuição dos fármacos nos resultados dos exames30,31. Merece ser mencionado que a aquisição de sangue por microdiálise on-line permite a detecção em tempo real da concentração sanguínea de drogas em animais conscientes nos locais-alvo32,33, o que é especialmente adequado para o estudo in vivo de tecidos profundos e órgãos vitais. Com a aplicação cada vez mais madura da tecnologia de microdiálise, o surgimento de novas sondas tecido-específicas tem se desenvolvido gradualmente, desde a detecção inicial de um único local no cérebro até múltiplos locais, como fígado, retalho cutâneo, músculo esquelético e olho, o que amplia a investigação da ação farmacológica de ervas étnicas em múltiplos tecidos e órgãos33, 34º.
Embora a tecnologia de amostragem por microdiálise tenha suas vantagens únicas em comparação com a tecnologia de amostragem tradicional, ela também tem suas próprias limitações35. Em primeiro lugar, a microdiálise não é adequada para a coleta de amostras de todas as substâncias, como a detecção de biomacromoléculas proteicas e drogas que podem se ligar irreversivelmente a membranas semipermeáveis. Em segundo lugar, as características da sonda, as propriedades do perfusato e a operação de implantação da sonda limitam a reciclagem e a reutilização das sondas. Em terceiro lugar, as sondas dispendiosas e o elevado custo dos instrumentos combinados em linha limitaram em certa medida a utilização da tecnologia de microdiálise. Em conclusão, a aplicação da tecnologia de microdiálise sem dúvida desempenhará um grande papel na promoção da medicina étnica na exploração das DCV.
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Disclosures
Os autores não têm nada a revelar.
Acknowledgments
Este trabalho foi apoiado pela Fundação Nacional de Ciências Naturais da China (82104533), pela Fundação de Ciência Pós-Doutoral da China (2020M683273), pelo Departamento de Ciência e Tecnologia da província de Sichuan (2021YJ0175) e pelo projeto de P&D chave do Plano Provincial de Ciência e Tecnologia de Sichuan (2022YFS0438). Enquanto isso, os autores gostariam de agradecer ao Sr. Yuncheng Hong, engenheiro de equipamentos sênior da TRI-ANGELS D&H TRADING PTE. (cidade de Cingapura, Cingapura), para prestação de serviços técnicos para técnicas de microdiálise.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Animal anesthesia system | Rayward Life Technology Co., Ltd | R500IE | |
| Animal temperature maintainer | Rayward Life Technology Co., Ltd | 69020 | |
| Blood microdialysis probe | CMA Microdialysis AB | T55347 | |
| Catheter | CMA Microdialysis AB | T55347 | |
| Citrate | Merck Chemical Technology (Shanghai) Co., Ltd | 251275 | |
| Electric shaver | Rayward Life Technology Co., Ltd | CP-5200 | |
| Fep tubing | CMA Microdialysis AB | 3409501 | |
| Free movement tank for animals | CMA Microdialysis AB | CMA120 | |
| Glucose | Merck Chemical Technology (Shanghai) Co., Ltd | G8270 | |
| Hemostatic forceps | Rayward Life Technology Co., Ltd | F21020-16 | |
| Isofluran | Rayward Life Technology Co., Ltd | R510-22 | |
| Micro scissors | Beyotime Biotechnology Co., Ltd | FS221 | |
| Microdialysis collection tube | CMA Microdialysis AB | 7431100 | |
| Microdialysis collector | CMA Microdialysis AB | CMA4004 | |
| Microdialysis in vitro stand | CMA Microdialysis AB | CMA130 | |
| Microdialysis microinjection pump | CMA Microdialysis AB | 788130 | |
| Microdialysis syringe (1.0 mL) | CMA Microdialysis AB | 8309020 | |
| Microdialysis tubing adapter | CMA Microdialysis AB | 3409500 | |
| Microporous filter membrane | Merck Millipore Ltd. | R0DB36622 | |
| Non-absorbable surgical sutures | Shanghai Tianqing Biological Materials Co., Ltd | S19004 | |
| Operating table | Yuyan Scientific Instrument Co., Ltd | 30153 | |
| Ophthalmic forceps | Rayward Life Technology Co., Ltd | F12016-15 | |
| Sodium citrate | Merck Chemical Technology (Shanghai) Co., Ltd | 1613859 | |
| Sprague Dawley (SD) rats | Chengdu Dossy Experimental Animals Co., Ltd | SYXK( )2019-049 |
|
| Surgical scissors | Rayward Life Technology Co., Ltd | S14014-15 | |
| Surgical scissors | Shanghai Bingyu Fluid technology Co., Ltd | BY-103 | |
| Syringe needle | CMA Microdialysis AB | T55347 | |
| Ultrasonic cleaner | Guangdong Goote Ultrasonic Co., Ltd | KMH1-240W8101 |
References
- van Rensburg, W. J. J. Post-mortem evidence of a diverse distribution pattern of atherosclerosis in the South African population. Scientific Reports. 12 (1), 11366 (2022).
- Katz, A. J., Chen, R. C., Usinger, D. S., Danus, S. M., Zullig, L. L. Cardiovascular disease prevention and management of pre-existent cardiovascular disease in a cohort of prostate cancer survivors. Journal of Cancer Survivorship. , (2022).
- Rødevand, L., Tesli, M., Andreassen, O. A. Cardiovascular disease risk in people with severe mental disorders: an update and call for action. Current Opinion in Psychiatry. 35 (4), 277-284 (2022).
- Izumi, Y., et al. Impact of circulating cathepsin K on the coronary calcification and the clinical outcome in chronic kidney disease patients. Heart and Vessels. 31 (1), 6-14 (2016).
- Wang, K., et al. Whey protein hydrolysate alleviated atherosclerosis and hepatic steatosis by regulating lipid metabolism in apoE-/- mice fed a Western diet. Food Research International. 157, 111419 (2022).
- Angelone, T., Rocca, C., Pasqua, T. Nesfatin-1 in cardiovascular orchestration: From bench to bedside. Pharmacological Research. 156, 104766 (2020).
- Bernardi, P. M., Barreto, F., Dalla Costa, T. Application of a LC-MS/MS method for evaluating lung penetration of tobramycin in rats by microdialysis. Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 134, 340-345 (2017).
- Anderzhanova, E., Wotjak, C. T. Brain microdialysis and its applications in experimental neurochemistry. Cell and Tissue Research. 354 (1), 27-39 (2013).
- Joukhadar, C., Müller, M. Microdialysis: current applications in clinical pharmacokinetic studies and its potential role in the future. Clinical Pharmacokinetics. 44 (9), 895-913 (2005).
- Stangler, L. A., et al. Microdialysis and microperfusion electrodes in neurologic disease monitoring. Fluids and Barriers of the CNS. 18 (1), 52 (2021).
- Young, B., et al. Cerebral microdialysis. Critical Care Nursing Clinics of North America. 28 (1), 109-124 (2016).
- O'Connell, M. T., Krejci, J. Microdialysis techniques and microdialysis-based patient-near diagnostics. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 414 (10), 3165-3175 (2022).
- Hammarlund-Udenaes, M. Microdialysis as an important technique in systems pharmacology-a historical and methodological review. The AAPS Journal. 19 (5), 1294-1303 (2017).
- Stahl, M., Bouw, R., Jackson, A., Pay, V. Human microdialysis. Current Pharmaceutical Biotechnology. 3 (2), 165-178 (2002).
- Pierce, C. F., Kwasnicki, A., Lakka, S. S., Engelhard, H. H. Cerebral microdialysis as a tool for assessing the delivery of chemotherapy in brain tumor patients. World Neurosurgery. 145, 187-196 (2021).
- Sørensen, M., Jacobsen, S., Petersen, L. Microdialysis in equine research: a review of clinical and experimental findings. Veterinary Journal. 197 (3), 553-559 (2013).
- Dmitrieva, N., Rodríguez-Malaver, A. J., Pérez, J., Hernández, L. Differential release of neurotransmitters from superficial and deep layers of the dorsal horn in response to acute noxious stimulation and inflammation of the rat paw. European Journal of Pain. 8 (3), 245-252 (2004).
- Li, T., et al. Microdialysis sampling and HPLC-MS/MS quantification of sinomenine, ligustrazine, gabapentin, paracetamol, pregabalin and amitriptyline in rat blood and brain extracellular fluid. Acta Pharmaceutica Sinica. 55 (9), 2198-2206 (2020).
- Chauzy, A., Lamarche, I., Adier, C., Couet, W., Marchand, S. Microdialysis study of Aztreonam-Avibactam distribution in peritoneal fluid and muscle of rats with or without experimental peritonitis. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 62 (10), 01228 (2018).
- Fang, X. X., Ardehali, H., Min, J. X., Wang, F. D. The molecular and metabolic landscape of iron and ferroptosis in cardiovascular disease. Nature Reviews. Cardiology. , 1-17 (2022).
- Samson, R., Ennezat, P. V., Le Jemtel, T. H., Oparil, S. Cardiovascular disease risk reduction and body mass index. Current Hypertension Reports. , (2022).
- Kim, M. H., et al. School racial segregation and long-term cardiovascular health among Black adults in the US: A quasi-experimental study. PLoS Medicine. 19 (6), 1004031 (2022).
- Qin, Y. H., et al. Role of m6A RNA methylation in cardiovascular disease (Review). International Journal of Molecular Medicine. 46 (6), 1958-1972 (2020).
- Xu, C. M., Liu, C. J., Xiong, J. H., Yu, J. Cardiovascular aspects of the (pro)renin receptor: Function and significance. FASEB Journal. 36 (4), 22237 (2022).
- Guvenc-Bayram, G., Yalcin, M. The intermediary role of the central cyclooxygenase / lipoxygenase enzymes in intracerebroventricular injected nesfatin-1-evoked cardiovascular effects in rats. Neuroscience Letters. 756, 135961 (2021).
- Ahrens Kress, A. P., Zhang, Y. D., Kaiser-Vry, A. R., Sauer, M. B. A comparison of blood collection techniques in mice and their effects on welfare. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 61 (3), 287-295 (2022).
- Joshi, A., Patel, H., Joshi, A., Stagni, G. Pharmacokinetic applications of cutaneous microdialysis: Continuous+intermittent vs continuous-only sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 83, 16-20 (2017).
- Reyes-Garcés, N., et al. In vivo brain sampling using a microextraction probe reveals metabolic changes in rodents after deep brain stimulation. Analytical Chemistry. 91 (15), 9875-9884 (2019).
- Kho, C. M., Enche Ab Rahim, S. K., Ahmad, Z. A., Abdullah, N. S. A review on microdialysis calibration methods: the theory and current related efforts. Molecular Neurobiology. 54 (5), 3506-3527 (2017).
- Zhuang, L. N., et al. Theory and application of microdialysis in pharmacokinetic studies. Current Drug Metabolism. 16 (10), 919-931 (2015).
- Zhang, Y. F., Huang, X. X., Zhu, L. X. Metabonomics research strategy based on microdialysis technique. China Journal of Chinese Materia Medica. 45 (1), 214-220 (2020).
- Carpenter, K. L., Young, A. M., Hutchinson, P. J. Advanced monitoring in traumatic brain injury: microdialysis. Current Opinion in Critical Care. 23 (2), 103-109 (2017).
- Brunner, M., Langer, O. Microdialysis versus other techniques for the clinical assessment of in vivo tissue drug distribution. The AAPS Journal. 8 (2), 263-271 (2006).
- Tettey-Amlalo, R. N., Kanfer, I., Skinner, M. F., Benfeldt, E., Verbeeck, R. K. Application of dermal microdialysis for the evaluation of bioequivalence of a ketoprofen topical gel. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 36 (2-3), 219-225 (2009).
- Dhanani, J. A., et al. Recovery rates of combination antibiotic therapy using in vitro microdialysis simulating in vivo conditions. Journal of Pharmaceutical Analysis. 8 (6), 407-412 (2018).
