תרבית בתפזורת בלתי מופרעת של שרירי שלד עכבר כדי לשחזר נישה ושקט תאי גזע
Summary
שרירי השלד מורכבים ממספר סוגי תאים, כולל תאי גזע תושבים, שלכל אחד מהם תרומה מיוחדת להומאוסטזיס והתחדשות שרירים. כאן מתוארת התרבית הדו-ממדית של תאי גזע שריריים ונישת תאי השריר בסביבה ex vivo המשמרת רבים מהמאפיינים הפיזיולוגיים, in vivo וסביבתיים.
Abstract
שרירי השלד הם הרקמה הגדולה ביותר בגוף ומבצעים תפקודים רבים, החל מתנועה ועד בקרת טמפרטורת הגוף. תפקודו והחלמתו מפציעות תלויים במספר רב של סוגי תאים ובאותות מולקולריים בין תאי שריר הליבה (מיופייבר, תאי גזע שריריים) לבין הנישה שלהם. רוב סביבות הניסוי אינן משמרות את המיקרו-סביבה הפיזיולוגית המורכבת הזו, והן גם אינן מאפשרות מחקר אקס ויו של תאי גזע שריריים במצב תא, מצב תאי חיוני עבורם. כאן, פרוטוקול מתואר עבור תרבית ex vivo של תאי גזע שריר עם רכיבים תאיים של הנישה שלהם. באמצעות פירוק מכני ואנזימטי של השרירים, מתקבלת תערובת של סוגי תאים, אשר מוכנס לתרבות דו-ממדית. Immunostaining מראה כי בתוך שבוע אחד, תאי נישה מרובים נמצאים בתרבית לצד myofibers, וחשוב מכך, תאים חיוביים Pax7 המציגים את המאפיינים של תאי גזע שריר שקט. תכונות ייחודיות אלה הופכות פרוטוקול זה לכלי רב עוצמה להגברת תאים וליצירת תאי גזע דמויי שקט שניתן להשתמש בהם כדי לענות על שאלות בסיסיות ותרגומיות.
Introduction
תנועה, נשימה, חילוף חומרים, תנוחת הגוף ושמירה על טמפרטורת הגוף תלויים כולם בשרירי השלד, ותקלות בשרירי השלד יכולות, לפיכך, לגרום לפתולוגיות מתישות (כלומר, מיופתיות, ניוון שרירים וכו ‘). 1. לאור תפקודיו החיוניים ושפעו, שרירי השלד משכו את תשומת ליבן של מעבדות מחקר ברחבי העולם השואפות להבין את ההיבטים המרכזיים התומכים בתפקוד תקין של השרירים ויכולים לשמש כמטרות טיפוליות. בנוסף, שרירי השלד הם מודל בשימוש נרחב לחקר התחדשות ותפקוד תאי גזע, שכן שריר בריא יכול לתקן את עצמו באופן מלא לאחר פציעה וניוון מוחלטים, בעיקר בשל תאי הגזע השוכנים בו2; אלה נקראים גם תאי לוויין והם ממוקמים מתחת ללמינה הבסיסית בפריפריה של סיבי השריר3.
תאי הליבה של שרירי השלד הבוגרים הם המיופייבר (תאים רב-גרעיניים סינסיטיאליים ארוכים) ותאי הלוויין (תאי גזע בעלי פוטנציאל מיוגני, שקטים עד שפציעה מפעילה אותם). התאים האחרונים הם התאים המרכזיים של התחדשות השריר, ותהליך זה אינו יכול להתרחש בהיעדרם 4,5,6,7. במיקרו-סביבה הקרובה שלהם, ישנם מספר סוגי תאים וגורמים מולקולריים שמאותתים להם. נישה זו מתבססת בהדרגה לאורך ההתפתחות ועד לבגרות8. שריר בוגר מכיל סוגי תאים מרובים (תאי אנדותל, פריציטים, מקרופאגים, אבות פיברו-אדיפוגניים-FAPs, תאי T רגולטוריים וכו ‘) 9,10 ורכיבי מטריצה חוץ-תאיים (למינינים, קולגן, פיברונקטין , פיברילינים, פריוסטין וכו’) 11 המקיימים אינטראקציה זה עם זה ועם תאי הלוויין בהקשר של בריאות, מחלות והתחדשות.
שימור נישה מורכבת זו במסגרות ניסיוניות הוא בסיסי אך מאתגר. קשה לא פחות הוא לשמור או לחזור למצב שקט, מצב תאי שהוא קריטי עבור תאי לוויין9. הוכנסו מספר שיטות להתמודדות חלקית עם אתגרים אלה, כל אחת על יתרונותיה וחסרונותיה (המפורטת בחלק הדיון). כאן מוצגת שיטה שיכולה להתגבר חלקית על שני המחסומים הללו. השרירים נקצרים בתחילה ולאחר מכן מפורקים באופן מכני ואנזימטי לפני הכנסת תערובת התאים ההטרוגניים לתרבית. במהלך התרבית מתגלים סוגי תאים רבים של הגומחה ונצפים תאי לוויין שחזרו לשקט. כשלב אחרון של הפרוטוקול, מוצגים השלבים האימונופלואורסנטיים המאפשרים זיהוי של כל סוג תא באמצעות שימוש בסמנים מקובלים אוניברסליים.
Protocol
Representative Results
Discussion
תפקוד שרירי השלד הבוגרים מבוסס על מערכת מתוזמרת היטב של אינטראקציות תאיות ואותות מולקולריים. כאן, מוצגת שיטה המאפשרת ללמוד פרמטרים אלה בסביבה ex vivo הדומה מאוד microenvironment פיזיולוגי.
מספר קבוצות דיווחו על שיטות במבחנה לתרבית תאים מיוגניים. שיטות אלה נועדו לבודד תאי לו…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
עבור איור 2 נעשה שימוש בתבניות מ-Servier Medical Art (https://smart.servier.com/). מעבדת FR נתמכת על ידי האגודה הצרפתית contre les Myopathies – AFM באמצעות TRANSLAMUSCLE (מענקים 19507 ו- 22946), Fondation pour la Recherche Médicale – FRM (EQU202003010217, ENV202004011730, ECO201806006793), Agence Nationale pour la Recherche – ANR (ANR-21-CE13-0006-02, ANR-19-CE13-0010, ANR-10-LABX-73), ו- La Ligue Contre le Cancer (IP/SC-17130). למממנים הנ”ל לא היה כל תפקיד בעיצוב, באיסוף, בניתוח, בפרשנות או בדיווח של מחקר זה או בכתיבת כתב יד זה.
Materials
| anti-CD31 | BD | 550274 | dilution 1:100 |
| anti-FOSB | Santa Cruz | sc-7203 | dilution 1:200 |
| anti-GFP | Abcam | ab13970 | dilution 1:1000 |
| anti-Ki67 | Abcam | ab16667 | dilution 1:1000 |
| anti-MyHC | DSHB | MF20-c | dilution 1:400 |
| anti-MYOD | Active Motif | 39991 | dilution 1:200 |
| anti-MYOG | Santa Cruz | sc-576 | dilution 1:150 |
| anti-Pax7 | Santa Cruz | sc-81648 | dilution 1:100 |
| anti-PDGFRα | Invitrogen | PA5-16571 | dilution 1:50 |
| b-FGF | Peprotech | 450-33 | concentration 4 ng/mL |
| bovine serum albumin (BSA) – used for digestion | Sigma Aldrich | A7906-1006 | concentration 0.2% |
| BSA IgG-free, protease-free – used for staining | Jackson ImmunoResearch | 001-000-162 | concentration 5% |
| cell strainer 40 um | Dominique Dutscher | 352340 | |
| cell strainer 70 um | Dominique Dutscher | 352350 | |
| cell strainer 100 um | Dominique Dutscher | 352360 | |
| Collagenase | Roche | 10103586001 | concentration 0.5 U/mL |
| Dimethyl sulfoxide (DMSO) | Euromedex | UD8050-05-A | |
| Dispase | Roche | 4942078001 | concentration 3 U/mL |
| Dissection forceps size 5 | Fine Science Tools | 91150-20 | |
| Dissection forceps size 55 | Fine Science Tools | 11295-51 | |
| Dissection scissors (big, straight) | Fine Science Tools | 9146-11 | ideal for chopping |
| Dissection scissors (small, curved) | Fine Science Tools | 15017-10 | |
| Dissection scissors (small, straight) | Fine Science Tools | 14084-08 | |
| Dulbecco's Modified Eagle's Medium (DMEM) | ThermoFisher | 41966-029 | |
| EdU Click-iT kit | ThermoFisher | C10340 | |
| Fetal bovine serum – option 1 | Eurobio | CVF00-01 | |
| Fetal bovine serum – option 2 | Gibco | 10270-106 | |
| Matrigel | Corning Life Sciences | 354234 | coating solution |
| Parafilm | Dominique Dutscher | 090261 | flexible film |
| Penicillin streptomycin | Gibco | 15140-122 | |
| Paraformaldehyde – option 1 | PanReac AppliChem ITW Reagents | 211511.1209 | concentration 4% |
| Paraformaldeyde – option 2 | ThermoFisher | 28908 | concentration 4% |
| Shaking water bath | ThermoFisher | TSSWB27 | |
| TritonX100 | Sigma Aldrich | T8532-500 ML | concentration 0.5% |
| Wild-type mice | Janvier | C57BL/6NRj |
References
- Frontera, W. R., Ochala, J. Skeletal muscle: A brief review of structure and function. Calcified Tissue International. 96 (3), 183-195 (2015).
- Forcina, L., Cosentino, M., Musarò, A. Mechanisms regulating muscle regeneration: Insights into the interrelated and time-dependent phases of tissue healing. Cells. 9 (5), 1297 (2020).
- Mauro, A. Satellite cell of skeletal muscle fibers. Journal of Biophysical and Biochemical Cytology. 9 (2), 493-495 (1961).
- Lepper, C., Partridge, T. A., Fan, C. -. M. An absolute requirement for Pax7-positive satellite cells in acute injury-induced skeletal muscle regeneration. Development. 138 (17), 3639-3646 (2011).
- McCarthy, J. J., et al. Effective fiber hypertrophy in satellite cell-depleted skeletal muscle. Development. 138 (17), 3657-3666 (2011).
- Murphy, M. M., Lawson, J. A., Mathew, S. J., Hutcheson, D. A., Kardon, G. Satellite cells, connective tissue fibroblasts and their interactions are crucial for muscle regeneration. Development. 138 (17), 3625-3637 (2011).
- Sambasivan, R., et al. Pax7-expressing satellite cells are indispensable for adult skeletal muscle regeneration. Development. 138 (17), 3647-3656 (2011).
- Hicks, M. R., Pyle, A. D. The emergence of the stem cell niche. Trends in Cell Biology. 33 (22), 112-123 (2022).
- Relaix, F., et al. Perspectives on skeletal muscle stem cells. Nature Communications. 12 (1), 692 (2021).
- Gama, J. F. G., et al. Role of regulatory T cells in skeletal muscle regeneration: A systematic review. Biomolecules. 12 (6), 817 (2022).
- Loreti, M., Sacco, A. The jam session between muscle stem cells and the extracellular matrix in the tissue microenvironment. NPJ Regenerative Medicine. 7 (1), 16 (2022).
- Sambasivan, R., et al. Distinct regulatory cascades govern extraocular and pharyngeal arch muscle progenitor cell fates. Developmental Cell. 16 (6), 810-821 (2009).
- Pereira, P. D., et al. Quantification of cell cycle kinetics by EdU (5-ethynyl-2′-deoxyuridine)-coupled-fluorescence-intensity analysis. Oncotarget. 8 (25), 40514-40532 (2017).
- Bismuth, K., Relaix, F. Genetic regulation of skeletal muscle development. Experimental Cell Research. 316 (18), 3081-3086 (2010).
- Yin, H., Price, F., Rudnicki, M. A. Satellite cells and the muscle stem cell niche. Physiological Reviews. 93 (1), 23-67 (2013).
- Lertkiatmongkol, P., Liao, D., Mei, H., Hu, Y., Newman, P. J. Endothelial functions of platelet/endothelial cell adhesion molecule-1 (CD31). Current Opinion in Hematology. 23 (3), 253-259 (2016).
- Scholzen, T., Gerdes, J. The Ki-67 protein: From the known and the unknown. Journal of Cellular Physiology. 182 (3), 311-322 (2000).
- Abou-Khalil, R., Le Grand, F., Chazaud, B. Human and murine skeletal muscle reserve cells. Stem Cell Niche. 1035, 165-177 (2013).
- Pasut, A., Oleynik, P., Rudnicki, M. A. Isolation of muscle stem cells by fluorescence activated cell sorting cytometry. Methods in Molecular Biology. 798, 53-64 (2011).
- Liu, L., Cheung, T. H., Charville, G. W., Rando, T. A. Isolation of skeletal muscle stem cells by fluorescence-activated cell sorting. Nature Protocols. 10 (10), 1612-1624 (2015).
- Montarras, D., et al. Direct isolation of satellite cells for skeletal muscle regeneration. Science. 309 (5743), 2064-2067 (2005).
- Qu, Y., Edwards, K., Barrow, J. Isolation, culture, and use of primary murine myoblasts in small-molecule screens. STAR Protocols. 4 (2), 102149 (2023).
- Danoviz, M. E., Yablonka-Reuveni, Z. Skeletal muscle satellite cells: Background and methods for isolation and analysis in a primary culture system. Methods in Molecular Biology. 798, 21-52 (2011).
- Saclier, M., Theret, M., Mounier, R., Chazaud, B. Effects of macrophage conditioned-medium on murine and human muscle cells: analysis of proliferation, differentiation, and fusion. Methods in Molecular Biology. 1556, 317-327 (2017).
- Giordani, L., et al. High-dimensional single-cell cartography reveals novel skeletal muscle-resident cell populations. Molecular Cell. 74 (3), 609-621 (2019).
- Tabula Muris Consortium et al. Single-cell transcriptomics of 20 mouse organs creates a Tabula Muris. Nature. 562 (7727), 367-372 (2018).
- Brunetti, J., Koenig, S., Monnier, A., Frieden, M. Nanopattern surface improves cultured human myotube maturation. Skeletal Muscle. 11 (1), 12 (2021).
- Denes, L. T., et al. Culturing C2C12 myotubes on micromolded gelatin hydrogels accelerates myotube maturation. Skeletal Muscle. 9 (1), 17 (2019).
- LaFramboise, W. A., et al. Effect of muscle origin and phenotype on satellite cell muscle-specific gene expression. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 35 (10), 1307-1318 (2003).
- Azhar, M., Wardhani, B. W. K., Renesteen, E. The regenerative potential of Pax3/Pax7 on skeletal muscle injury. Journal of Generic Engineering and Biotechnology. 20 (1), 143 (2022).
- Hardy, D., et al. Comparative study of injury models for studying muscle regeneration in mice. PLoS One. 11 (1), e0147198 (2016).
