Summary
פרוטוקול זה מתאר בהקלטה תאית vivo של motoneurons מותני חולדה עם גירוי זרם ישיר טרנס-עמוד השדרה בו זמנית. השיטה מאפשרת לנו למדוד תכונות קרום ולתעד ירי קצבי של motoneurons לפני, במהלך ואחרי קיטוב אנודל או קטודלי של חוט השדרה.
Abstract
הקלטה תאית של מוטונורונים בעמוד השדרה ב-vivo מספקת "תקן זהב" לקביעת המאפיינים האלקטרופיזיולוגיים של התאים ברשת עמוד השדרה השלמה ומחזיקה ביתרונות משמעותיים ביחס לטכניקות הקלטה קלאסיות במבחנה או בהקלטה חוץ-תאית. היתרון של הקלטות תאיות vivo הוא כי שיטה זו יכולה להתבצע על בעלי חיים בוגרים עם מערכת עצבים בוגרת לחלוטין, ולכן מנגנונים פיזיולוגיים רבים שנצפו ניתן לתרגם ליישומים מעשיים. בנייר מתודולוגי זה, אנו מתארים הליך זה בשילוב עם גירוי זרם קבוע מיושם חיצונית, המחקה תהליכי קיטוב המתרחשים בתוך רשתות עצביות בעמוד השדרה. גירוי זרם ישיר טרנס-עמוד השדרה (tsDCS) היא שיטה חדשנית המשמשת יותר ויותר כהתערבות נוירומודולטיבית בשיקום לאחר פציעות נוירולוגיות שונות, כמו גם בספורט. ההשפעה של tsDCS על מערכת העצבים נותרה מובנת היטב והמנגנונים הפיזיולוגיים מאחורי פעולותיה אינם ידועים ברובם. היישום של tsDCS בו זמנית עם הקלטות תאיות מאפשר לנו לבחון ישירות שינויים של תכונות קרום motoneuron ומאפיינים של ירי קצבי בתגובה לקיטוב של הרשת העצבית בעמוד השדרה, אשר חיוני להבנת פעולות TsDCS. יתר על כן, כאשר הפרוטוקול המוצג כולל זיהוי של motoneuron ביחס לשריר הפנימי ותפקודו (flexor לעומת extensor) כמו גם את הסוג הפיזיולוגי (מהיר לעומת איטי) הוא מספק הזדמנות לחקור באופן סלקטיבי את ההשפעה של tsDCS על רכיבים מזוהים של מעגלים בעמוד השדרה, אשר נראה מושפע באופן שונה על ידי קיטוב. ההליך המוצג מתמקד בהכנה כירורגית להקלטות תאיות וגירוי בדגש על הצעדים הנחוצים להשגת יציבות הכנה ושחזור של תוצאות. הפרטים של המתודולוגיה של יישום tsDCS אנודל או קטטודלי נדונים תוך מתן תשומת לב לבעיות מעשיות ובטיחותיות.
Introduction
גירוי זרם ישיר טרנס-עמוד השדרה (tsDCS) צובר הכרה כשיטה חזקה כדי לשנות את עירור מעגל השדרה בבריאותומחלות 1,,2,,3. בטכניקה זו, זרם קבוע מועבר בין אלקטרודה פעילה הממוקמת מעל מקטעים נבחרים בעמוד השדרה, עם אלקטרודה הפניה הממוקמת באופן גחיד או יותר rostrally4. מספר מחקרים כבר אישרו כי tsDCS יכול לשמש בניהול תנאים פתולוגיים מסוימים,כגון כאב נוירופתי 5, ספסטיות6, פגיעה בחוטהשדרה 7 או כדי להקל עלשיקום 8. החוקרים מציעים כי tsDCS מעורר שינויים בהתפלגות היונים בין המרחב התוך תאי לבין החלל החוץ-תאי על פני קרום התא, וזה יכול להקל או לעכב פעילות עצבית בהתאם לכיווןהנוכחי 9,10,11. עם זאת, עד לאחרונה, היה חסר אישור ישיר להשפעה זו על המוטוניונים.
כאן, אנו מתארים פרוטוקול מפורט לנהל הקלטה תאית vivo של פוטנציאל חשמלי מmotoneurons עמוד השדרה המותני בחולדה מרדים עם יישום בו זמנית של tsDCS, על מנת לצפות בשינויים קרום motoneuron ומאפייני ירי בתגובה קיטוב anodal או קטודלי של הרשת העצבית בעמוד השדרה. הקלטות תאיות פותחות מספר תחומי חקירה של מאפייני נוירון, שאינן זמינות לטכניקות חוץ-תאיותשהיו בשימוש בעבר 9,12. לדוגמה, ניתן למדוד במדויק את תגובת מתח קרום המוטון לזרימת זרם ישירה המושרה על-ידי tsDCS, כדי לציין סף מתח עבור יצירת ספייק, או לנתח פרמטרים פוטנציאליים של פעולה. יתר על כן, טכניקה זו מאפשרת לנו לקבוע תכונות קרום פסיבי motoneuron, כגון התנגדות קלט, ולקנות את הקשר בין זרם גירוי תאי ותדירות של ירי קצבי של motoneurons. זיהוי נוגדני של מוטון מוקלט, המבוסס על גירוי של עצבים המזוהים באופן פונקציונלי (כלומר, עצבים המספקים אפרטנטים כיפוף או מורטים) מאפשר לנו לזהות בנוסף סוגים של יחידות מנוע פנימיות (מהיר לעומת איטי), אשר נותן הזדמנות לבדוק אם קיטוב משפיע באופן שונה על אלמנטים בודדים של מערכת העצבים של עמוד השדרה הבוגר. בשל ניתוח מקיף לפני ההקלטה ודרישות גבוהות על יציבות ואמינות של הקלטות, טכניקה זו היא מאתגרת מאוד אך מאפשרת הערכה ישירה וארוך טווח של מאפיינים אלקטרופיזיולוגיים של motoneuron אחד: לפני, במהלך ואחרי יישום של tsDCS, אשר חיוני כדי לקבוע הן את פעולותיה אקוטיות והשפעותמתמידות 13. כמו motoneuron ישירות מפעיל סיבי שריר extrafusal14 ולוקח חלק בשליטה משוב של התכווצות שרירים ופיתח כוח15,16 כל השפעה נצפתה של tsDCS על יחידת המנוע או תכונות שריר מתכווץ עשוי להיות קשור אפנון של מוטונורון עירור או מאפייני ירי.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Protocol
כל ההליכים הקשורים לפרוטוקול זה התקבלו על ידי הרשויות המתאימות (למשל, ועדת האתיקה המקומית) ובהתאם לכללים הלאומיים והבינלאומיות בנוגע לרווחת בעלי החיים ולהנהלה.
הערה: כל משתתף המעורב בהליך צריך להיות מאומן כראוי בהליכים כירורגיים בסיסיים וצריך להיות בעל רישיון תקף לביצוע ניסויים בבעלי חיים.
1. הרדמה וקדם-התברמה
- להרדמה חולדה עם זריקות תוך-אפרטונאליות של נתרן פנטוברביטל (מנה ראשונית של 60 מ"ג-ק"ג-1 עבור חולדות Wistar זכר בן 6 חודשים במשקל 400\u2012550g).
הערה: פרוטוקול זה אינו מוגבל לזן המצוין, מין או גיל של חולדות. כמו כן, הרדמה חלופית כגון תערובת קטמין-קסילאזין, אלפא-כלורוז או פנטניל +midazolam +medetomidine יכול לשמש אם מתאים יותר למטרות מחקר שונות או כאשר נדרש על ידי ועדת האתיקה. - לאחר כ 5 דקות, לבדוק את עומק ההרדמה על ידי צביטת בהון האחורי של העכברוש עם מפסים קהים. המשך לשלבים הבאים של הפרוטוקול רק כאשר לא נצפתה פעולת רפלקס.
- להזריק 0.05 מ"ל של אטרופין תת עורי על מנת להפחית את ייצור הריר לאחר צנרור.
- להזריק תת עורית 5 מ"ל של מאגר פוספט המכיל 4% תמיסת גלוקוז, NaHCO3 (1 %) וג'לטין (14%). מאגר זה ייקלט על ידי כלי הדם התועניים במהלך ניסוי ויעזור לשמור על איזון נוזלים.
- במהלך הניתוח, מדי פעם לבדוק את פעולות רפלקס החיה ולהשלים הרדמה במידת הצורך (10 מ"ג·ק"ג-1·h-1של נתרן פנטוברביטל).
2. כירורגיה
- הכן את החיה לטיפול כירורגי על ידי גילוח פרווה מעל החלק האחורי של החלק האחורי השמאלי, מהקרסול עד הירך, הישבן, מהזנב לקטעי בית החזה הגבוהים, הצד השמאלי של החזה, והצד הגחוני של אזור הצוואר מעל עצם החזה
- מיקום הקו התוך-ורתי
- מניחים את העכברוש על גבו על משטח חימום בלולאה סגורה (ואבטחו אותו עם קיבעון גפיים).
- באמצעות להב 21, לעשות חתך אורכי דרך העור מעצם החזה לסנטר.
- החזק את העור עם ממחטות והפרד אותו מהרקמות הבסיסיות.
- שימוש בטכניקות ניתח קהה חושפות את וריד הצוואר הימני. לנתח בזהירות את וווה מהרקמות שמסביב.
- אתר את החלק של וווין ללא נקודות הסתעפות, להחליק שני ליגטורות 4-0 מתחתיו.
- לעשות קשר רופף אחד בקצה הפרוקסימלי של קטע שאינו מסתעף שזוהה בעבר של וווין וקשר רופף אחד בקצה הדיסטלי של קטע זה של ורין. מהדק את הפרוקסימל של ווין ללב, ולאחר מכן לתקע את החלק הדיסטלי של ורין.
- באמצעות מספריים קשתית, לעשות חתך בין המלחציים קשירה רחוקה. החזק דש של וירק, ולהציג צנתר מלא מראש עד לנקודה שבה הוא חסום על ידי המלחציים.
- תוך החזקת וורין וצנתר יחד עם מלחציים, להסיר את המלחציים ולדחוף את הצנתר כמה מילימטרים לתוך וורין. אבטחו את שני קצות הצנתר לוויר, והוספו נקודת קיבעון נוספת לעור.
- מבוא של צינור tracheal
- באמצעות מפסים קהים מפרידים את שתי בלוטות הבלוטות הריסת בטן המכסים את שרירי הסטרנוהיואיד. הפרד את שרירי הסטרנוהיואיד בקו האמצע כדי לחשוף את קנה הנשימה.
- להחליק שלוש 4-0 ליגטורות מתחת קנה הנשימה, ואז לעשות שני קשרים מתחת לנקודת הכניסה צינור קנה הנשימה וקשר אחד מעל.
- אתר את הסחוס cricoid של הגרון ו לעשות חתך מתחת לסחוס השלישי של הדרך.
- הכנס צינור קנה הנשימה במורד קנה הנשימה ואבטח את הצינור במקום עם קשירה מוכנה מראש, ולאחר מכן להוסיף קשירה נוספת לעור.
- מניחים פיסת צמר גפן קטנה מעל השרירים המופרדים, ותפרים את העור מעל האזור המופעל.
- פירוק של עצבים אחוריים
- באמצעות להב 21, לעשות חתך אורכי בצד האחורי של האיבר האחורי השמאלי, מגיד אכילס עד הירך.
- תפוס את העור עם ממחצויות, ובשימוש בטכניקות חתך קהות להפריד את העור מן השרירים הבסיסיים משני צידי החתך.
- אתר את הפוסה popliteal בחלק האחורי של מפרק הברך, אשר מכוסה על ידי שריר femoris שרירים שרירי, ובשימוש במספריים לעשות חתך בין החלק הקדמי והחלק האחורי של שריר זה.
- נע כלפי מעלה לחתוך שני ראשים של שרירי femoris כל הדרך אל הירך כדי לחשוף את עצב הירך. לצרוב כצורך כדי למנוע דימום.
- זהה את הענפים הפלורליים, היצוקיים והסניפים הנפוצים של עצב הירך.
- באמצעות מספריים, להפריד את החוץ מהראש המדל של שריר גסטרו-קסטרונומיוס כדי לחשוף את עצב השוקה וענפיו.
- באמצעות 55 מפסים לתפוס את הקצה הדיסטלי של העצב העצבי, לחתוך אותו בחוסר תום ולחתוך ככל האפשר.
- חזור על ההליך עם עצב ה peroneal המשותף.
- שימוש במוט זכוכית קהה מפריד את עצב השיכוך מהרקמות שמסביב, דואג לא לפגוע בכלי הדם, ולחתוך אותו בלשון קטנה.
- זהה את גסטרו-קסטרונומיוס (MG) ואת העצבים הגסטרו-קסטרונומיוס והסוס (LGS) הניקפיים.
- באמצעות 55 משקולות, לנתח בזהירות את העצבים MG ו LGS, ניתוקם מן הרקמות שמסביב, אבל שמירה על הקשר שלהם לשרירים בהתאמה.
- מניחים חתיכת צמר גפן ספוגה בתמיסת מלח מתחת לעצבים החשופים.
- סגור את העור מעל האזור המופעל.
- כריתת למינקט
- באמצעות להב 21 לעשות חתך אורכי מsacrum עד חוליות בית החזה.
- הפרד את העור מהשרירים הבסיסיים.
- חותכים את שריר האורך משני צידי תהליכי בית החזה והמותניים.
- באמצעות אזמל קהה משוך את השרירים מעמוד השדרה כדי לחשוף את התהליכים הרוחביים של כל חוליה.
- שימוש במספריים קצה בוטה לחתוך את גידים של השרירים מחוברים לתהליכים רוחביים לאורך עמוד השדרה החשוף. החל סוכנים המוסטיים במידת הצורך.
- זהה את חוליית Th13 כמקטע בית החזה הנמוך ביותר עם החדרת צלעות ושימוש במוטות ברזל עדינים להסיר תהליכים קוצניים ולמינה מ Th13 עד L2 חוליות לחשוף קטעים מותניים של חוט השדרה. זכור לא לפגוע בתהליך הספיני L3 אשר ישמש כמקום קיבעון לייצוב עמוד השדרה.
- הסר את התהליך הספיני Th12 ולהחליק את משטח הגב החוליות ככל האפשר.
- שימוש בטכניקות פירוק קהות מפרידות את השרירים מ החוליה Th11 כדי ליצור נקודות כניסה של מחזיק.
- מניחים צמר גפן דק ספוג תמיסת מלח מעל מקטעי חוט השדרה החשופים.
- הזז את העכברוש למסגרת מתכת מותאמת אישית עם שני פסים מקבילים ושתי זרועות מתכווננות עם מהדקים כדי לתמוך ולייצב את עמוד השדרה.
3. הכנה להקלטה וגירוי
- קיבעון עמודות חוליות וסדר עצבי
- מקם את העכברוש במסגרת בהזמנה אישית על משטח חימום, המחובר למערכת החימום בלולאה סגורה כדי לשמור על טמפרטורת גוף החי ב- 37 ± 1°C.
- הכנס אלקטרודות א.ק.ג מתחת לעור והתחבר למגבר לניטור דופק.
- בעזרת מדפים העור, ליצור בריכה עמוקה מעל חוט השדרה החשוף.
- באמצעות מהדקי מתכת, לתקן את עמוד החוליות על ידי הצבת מהדקים מתחת Th12 תהליכים רוחביים בתהליך ספיני L3.
- ודא כי עמוד החוליות מאובטח ומסודר אופקית, ולאחר מכן להחיל לחץ דורסו-גחן משני צידי העמודה כדי למשוך את השרירים.
- מלאו את הבריכה בשמן מינרלי חם (37°C) ושמרו עלה בטמפרטורה זו.
- להשחיל קשירה 4-0 דרך גיד אכילס, להרים ולתוח את האיבר האחורי השמאלי מופעל, כך הקרסול הוא מאוזן עם הירך.
- באמצעות מדפי העור לעשות בריכה עמוקה מעל החשוף טיבי, MG ועצבים LGS.
- מלאו את הבריכה בשמן מינרלי חם (37°C).
- מקם עצבי MG ו-LGS על אלקטרודות מגרה חוט כסף דו קוטבי ולחבר אותם ממריץ דופק מרובע. השתמשו בערוצים נפרדים לגירוי עבור כל עצב.
- מיקום אלקטרודה משטחית
- מניחים אלקטרודה כדורית כסופה בצד השמאלי של חוט השדרה החשוף, עם אלקטרודה הפניה המוכנסת לשרירי הגב, וחברו את שתי האלקטרודות למגבר DC הדיפרנציאלי. אלקטרודה כדור פני השטח ישמש כדי להקליט מטחים שונים מן העצבים.
- באמצעות ממריץ זרם קבוע, לעורר את העצבים MG ו LGS עם פולסים מרובעים של 0.1 ms משך, חוזר בתדירות של 3 הרץ, ולצפות מטחים שונים.
- לקבוע את הסף (T) להפעלת עצב, לעורר כל עצב בערך 3· עוצמת T, ושיא משרעת של מטח א-פרה לכל עצב.
- הזז את האלקטרודה הרוסטראלית של פני השטח וחזור על ההליך לזיהוי מקטעים בעמוד השדרה שבהם משרעת מטחים היא הגבוהה ביותר עבור כל עצב. לאחר קביעת מיקום המטח המרבי, הזז את אלקטרודה פני השטח למרחק בטוח מחוט השדרה.
- שיתוק שרירים ויוצרים דלקת ריאות כדי להפחית את תנועות הנשימה
- לשתק את העכברוש דרך ורידי עם חוסם עצבי-שרירי ולחבר את צינור tracheal למכונת הנשמה חיצונית בקנה אחד עם capnometer תואם מכרסמים (Pancuronium ברומיד, במינון ראשוני של 0.4 מ ג· ק"ג-1, בתוספת כל 30 דקות במינונים של 0.2 מ"ג· kg-1)
- נטר את ריכוז CO2 של גאות ושפל ותשמור עליו על 3\u20124% על ידי התאמת פרמטרי האוורור (תדירות, לחץ אוויר ונפחי זרימה).
- עשה חתך אורכי בעור בין הצלע 5 ו -6 בצד של ההקלטה.
- באמצעות מספריים קצה בוטה לחתוך את השרירים מעל כדי לדמיין רווח בין צלמי בין הצלעות.
- באמצעות מספריים חדות קטנות, לעשות חתך קטן בשרירים הבין-צליים ובpleura, לאחר מכן להכניס קצה של מלקחיים קצה קהה לתוך הפתח, טיפול לא ללחוץ על הריאות.
- אפשר למלקות להרחיב או להכניס צינור קטן כדי להשאיר את חזה הריאות פתוח לאורך כל הניסוי.
- לאחר בלוק neuromuscular, לפקח על עומק הרדמה על ידי בדיקת תדירות ECG, ולהשלים את סוכן ההרדמה אם קצב הלב עולה על 400 bpm. שיתוק שרירים ויוצרים דלקת ריאות כדי להפחית את תנועות הנשימה, אשר ישפרו את יציבות ההקלטה
- פתיחת הדורה והפיה מאטר
- באמצעות #55 מקצצים, הרם בעדינות את מאטר dura, ולחתוך אותו caudally ממקטע L5, rostrally עד קטע L4.
- באמצעות זוג מקציות 5SF דק במיוחד לעשות תיקון קטן בפיה מכסה את עמוד הגב, בין כלי הדם, בדיוק ברמה של מטח אפיל המרבי מן MG או עצב LGS.
- השתמש בחתיכות קטנות של קצף ג'ל ספוג תמיסת מלח ומיובש כדי לחסום דימום במידת הצורך.
- מיקום אלקטרודה tsDCS
- בצע חתך קטן בעור בצד האוורני של בטן חולדה ברמת הרוזטרו-סיבתית המתאימה למיקום של מקטעי עמוד השדרה L4-L5.
- תפוס את דש העור החשוף עם קליפ מתכת אשר ישמש אלקטרודה התייחסות.
- מניחים ספוג ספוג ספוג בתמיסת מלח על הצד האחורי של חוליית Th12. ודא כי גודל הספוג שווה לזה של אלקטרודה tsDCS פעיל (צלחת נירוסטה בצורת עיגול של 5 מ"מ קוטר).
- באמצעות מניפולטור פיין, לחץ על הספוג עם אלקטרודה tsDCS פעילה לעצם ולוודא כי כל פני השטח של האלקטרודה נלחץ באופן שווה.
- חבר הן את אלקטרודות ההפניה והן את אלקטרודות TsDCS הפעילות ליחידת ממריץ בעלת זרם קבוע, המסוגלת לספק זרימה רציפה של זרם ישיר.
- הכנת מיקרופיפטות
- בעזרת פולר מיקרואלקטרודה, הכינו מיקרואלקטרודה.
הערה: ניתן להשתמש הן באלקטרודות חוטים והן באלקטרודות ללא חוט, עם זאת, לזכור כי הסכר של האלקטרודה חייב להיות ארוך מספיק כדי להגיע לקרן הפתח תוך כדי להיות רזה מספיק כדי לא לדחוס את חוט השדרה בעת היורד.- כוונון את הגדרת המשוך כך הסכין הנכנס לחוט השדרה הוא כ 3 מ"מ ארוך, בעוד קצה האלקטרודה הוא לא יותר מ 1\u20122 μm בקוטר ומיקרואלקטרודה התנגדות הוא בין 10 ו 20 MΩ.
- מלאו את המיקרואלקטרודים באלקטרוליט אשלגן-ציטראט ב-2 מ'.
- הר microelectrode מוכן על micromanipulator המאפשר 1\u20122 μ צעד תנועה לכיול סטריאו-מס.
- חבר את המיקרו-אלקטרודה למגבר התוך תאי עם אלקטרודה הייחוס הממוקמת בשרירי הגב.
- בעזרת פולר מיקרואלקטרודה, הכינו מיקרואלקטרודה.
- לאחר בלוק neuromuscular, לפקח על עומק הרדמה על ידי בדיקת תדירות ECG, ולהשלים את סוכן ההרדמה, כך קצב הלב חולדה לא יעלה על 400 bpm.
4. מעקב וחדירה של מוטון
- מניחים את אלקטרודה הקלטת מטח אפרנטי בחזרה על פני השטח האחורי של חוט השדרה, caudally למיקום של אתר ההקלטה, ברמה של קטע L6.
- לעורר את העצבים MG ו LGS עם פולסים חשמליים 0.1 ms בתדר של 3 הרץ, ועוצמה 3T, כדי להפעיל את כל האקסונים של אלפא-motoneurons בתוך עצב נבחר.
- כונן micropipette לתוך תיקון נבחר בפיא עם זווית בינונית-רוחב של 15\u201220° (עם קצה מכוון לרוחב).
- לאחר הירידה מתחת לפני השטח, כייל את המיקרו-אלקטרודה ו לפצות על הקיבוליות והיסט המתח שלו, והמשך חדירה של חוט השדרה כאשר כל הפרמטרים יציבים. פוטנציאל שדה נוגדן של בריכת המוטוניון יהיה גלוי במעקב מתח microelectrode תוך התקרבות גרעין מנוע ייעודי במהלך גירוי של העצב המתאים.
- המשך חדירה עם microelectrode ב 1\u20122 μm צעדים, מעת לעת להשתמש בפונקציית באז של המגבר תאי כדי לנקות את קצה האלקטרודה מכל שאריות.
- צפה חדירה motoneuron אשר יהיה מאופיין על ידי היפרקוטביזציה פתאומית של עקבות מתח מוקלט ומראה של פוטנציאל ספייק אנטידרום.
5. הקלטת קרום מוטונורון וירי נכסים
- במצב גשר של המגבר התוך תאי, זהה את המוטונירון על בסיס המראה "הכל או כלום" של פוטנציאל הפעולה האנטי-דרומית על-ידי גירוי ענפי העצבים המתאימים. שיא 20 עקבות עוקבות עבור ממוצע מאוחר יותר.
- ליישם קריטריון הכללה קפדני כדי להבטיח נתונים באיכות גבוהה: פוטנציאל קרום מנוחה של לפחות -50 mV במשרעת; משרעת פוטנציאלית פעולה גדולה מ- 50 mV, עם עודף חיובי; קרום פוטנציאלי יציב לפחות 5 דקות לפני ההקלטה.
- במצב לא רציף-מהדק (מצב קצב מתג נוכחי 4-8 kHz) של מגבר תאי, לעורר פוטנציאל פעולה אורתודרום בmotoneuron באמצעות 0.5 ms פולסים זרם תוך תאי. חזור על הפעולה לפחות 20 פעמים עבור ממוצע לא מקוון.
- לעורר מוטון עם 40 פולסים קצרים (100 אלפיות מכן) של זרם היפר-קוטבי (1 nA) על מנת לחשב את התנגדות קלט התא.
- לעורר motoneuron עם 50 ms פולסים גל מרובע בהגדלת משרעת כדי לקבוע את ערך rheobase כמשרעת המינימלית של זרם depolarizing הנדרש כדי לעורר ספייק אחד.
- להזריק 500 ms פולסים גל מרובע של זרם depolarizing, במשרעת גוברת בצעדים של 0.1-2 nA לעורר פריקה קצבית של motoneurons.
6. גירוי זרם ישיר דרך עמוד השדרה (tsDCS)
- תוך שמירה על חדירה יציבה של motoneuron, להתחיל את הליך הקיטוב על ידי יישום דרך עמוד השדרה של זרם ישיר. התאם את העוצמה הנוכחית ואת זמן היישום לעיצוב הניסוי (לדוגמה, 0.1 mA למשך 15 דקות).
- מיד לאחר ההפעלה על DC, לצפות פוטנציאל קרום motoneuron. קיטוב אנודל (האלקטרודה הפעילה כאנודה) אמור לגרום לדה-קוטביזציה של פוטנציאל הממברנה, בעוד קיטוב קטודלי (האלקטרודה הפעילה כקטודה) אמור לעורר אפקט הפוך. שים לב אם שינוי בפוטנציאל קרום המנוחה בתגובה לגירוי DC הוא קבוע, אשר מבטיח כי עוצמת השדה החשמלי אינו מושפע.
- במהלך יישום נוכחי רציף, חזור על שלבים 5.3\u20125.6 במרווחי זמן של 5 דקות.
- כבה את ה- DC והמשך לחזור על שלבים 5.3\u20125.6 במרווחי זמן של 5 דקות עד שההקלטות יהפכו לקריטריונים לא יציבים או ייפגעו בקריטריונים להכללה.
- לסיים את הניסוי ולהרדים את החיה באמצעות ניהול תוך ורדי של מנה קטלנית של נתרן פנטוברביטל (180 מ"ג-ק"ג-1).
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Representative Results
פרמטרים של פוטנציאל פעולה ומספר מאפייני ממברנה ניתן לחשב על בסיס הקלטות תאיות כאשר תנאים יציבים של חדירה לתא מובטחים. איור 1א מציג פוטנציאל פעולה אורתודרום טיפוסי העורר על ידי גירוי תאי, אשר עומד בכל הקריטריונים להכללת נתונים (פוטנציאל קרום מנוחה של לפחות -50 mV, ומשרעת ספייק גבוה מ 50 mV, עם overshoot חיובי). פרמטרים פוטנציאליים פעולה, כגון משרעת ספייק, משרעת afterhyperpolarization או לאחרhyperpolarization חצי ריקבון זמן (AHP-HDT) ניתן למדוד. ערך של הפרמטר האחרון בmotoneurons חולדה משמש קריטריון אמין להבחין בין motoneurons מהיר ואיטי (AHP-HDT > 20 ms עבור איטי, בעוד AHP-HDT <20 ms עבור motoneurons מהיר)17. איור 1B מראה תגובת תא לפעימה הנוכחית של 100 ms hyperpolarizing של 1nA, שממנו ניתן לקבוע התנגדות קלט שיא ומישור (IR) של מוטון מהסטת המתח. איור 1C מציג עקבות מתח מורחב של ספייק ראובואסי עם סף מתח מסומן בבירור של הספייק, המציין את רמת depolarization ממברנה שבה ערוצי נתרן מגודרים מתח מופעלים כדי ליזום את פוטנציאל הפעולה. כל הקלטות אלה ניתן לחזור מספר פעמים במהלך ואחרי יישום tsDCS, המאפשר לנו להשוות פרמטרים בהתאמה כל עוד פוטנציאל קרום מנוחה הוא יציב קריטריונים אחרים של גירוי פרוטוקול הקלטה מתקיימים.
מספר מחקרים הראו בעקיפין כי tsDCS משנה את הדרה של מוטונורון ודפוסירי 9,18. איור 2 מציג דוגמאות של עקבות מתח תאי משני motoneurons מגורה intracellularly עם 500 ms פולסים מרובעים של זרם depolarizing לפני, במהלך ואחרי יישום tsDCS. בתנאים יציבים, ניתן לבצע הקלטות החוזרות על עצמן מספר דקות אחת אחרי השנייה, ותבניות ירי של מוטון ניתן להשוות באופן אמין. אנודל (+) tsDCS נמצא לפעול לקראת רגשנות מוטון מוגברת ותדרים גבוהים יותר שלירי קצבי (איור 2A), בעודקטודל (-) tsDCS פעל לקראת ירי עיכוב(איור 2B). יתר על כן, ההשפעות של שני סוגי tsDCS יותר זמן תקופת הקיטוב. כמו כן, ראוי לציין כי השינויים שנצפו ברגשה ובתבנית ירי אינם רק תוצאה של דה-קוטביזציה של קרום התא או היפרקוטביזציה על ידי anodal או cathodal tsDCS, בהתאמה, אבל להציג שינויים עמוקים לא קשורים לשינוי של פוטנציאל קרום, כפי שהם נמשכו למרות העובדה כי פרמטר זה חזר לקו הבסיס לאחר סיום הקיטוב.
לבסוף, יש להדגיש כי כל סטייה מהפרוטוקול המוצג תגרום ככל הנראה לניסוי כושל, בשל הידרדרות בהכנה ו/או ירידה עמוקה באמינות הנתונים. איור 3 מציג דוגמאות להקלטות כאשר קריטריוני הכללת נתונים נפגעו גם בשל חדירה לא מושלמת לתא(איור 3A), הזנחהכדי לפצות על עמידות וקיבולת מיקרואלקטרודות(איור 3B)או חוסר יציבות בחוט השדרה(איור 3C). חשוב שהחוקרים יזהו הקלטות לא אופטימליות כאלה, ויישמו פעולות מתקנת מתאימות או יתעלמו מתוצאות כאלה מסט הנתונים.
איור 1: פרמטרים של פוטנציאל פעולה ומאפייני ממברנה.
(א)פוטנציאל פעולה אורתודרום הנו רק גירוי תאי, עם פרמטרים בסיסיים המצוינים שניתן לחשב מרישומה זו. משרעת AP = משרעת פוטנציאלית פעולה; משרעת AHP = משרעת לאחר קוטביות; AHP-HDT = לאחר היפרפולציה חצי ריקבון זמן. (ב)סימן המתח של תגובת קרום לדופק זרם קצר (100 אלפיות מכן) של עוצמת 1nA, המאפשר לנו לחשב התנגדות קלט (IR). שים לב לשיא של הסטה פוטנציאלית (פסגת IR) ואחריו ירידה קטנה ואת שלב הרמה הבא של פוטנציאל קרום (רמת IR). (ג)סימן המתח המורחב של ספייק ראובואיסי עם קו אופקי מנוקד המציין את סף מתח הקוצים. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 2: השפעות הקיטוב על ירי מוטון.
(א)רשומות תאיות ממוטוניון אחד מגורה באופן תאי עם 7.5 nA עבור 500 ms, שנעשו לפני (שמאל), במהלך tsDCS אנודל (0.1 mA, באמצע), ו 10 דקות לאחר סיום הקיטוב (מימין). שימו לב לעלייה ההדרגתית ברגשנות המוטון באותה עוצמת גירוי. (ב)רשומות תאיות ממוטוניון אחר מגורה intracellular עם 6 nA עבור 500 ms, עשה לפני (שמאל), במהלך tsDCS קטטודל (0.1 mA, באמצע), ו 10 דקות לאחר סיום הקיטוב (מימין). שים לב לעיכוב הדרגתי של תדירות ירי motoneuron באותה עוצמת גירוי. להלן הקלטות מסופקים עקבות של זרם גירוי תאי. פסים הכיול בפינה הימנית התחתונה חלים על כל ההקלטות התוך תאיות המוצגות. הערכים של פוטנציאל קרום המנוחה מסופקים משמאל לכל הקלטה. תדרים של ירי במצב יציב, מחושב מהאמצעים של שלושת מרווחי interspike הסופיים, ניתנים מעל רשומות. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
איור 3: דוגמאות לרשומות תת-אופטימליות כתוצאה מסטיות מהפרוטוקול הניסיוני.
(א)הספייק האנטי-דרומי שתועד ממוטון חדר בצורה לא מספקת. פוטנציאל קרום המנוחה אינו מספיק (-45 mV), ולמרות צורה מתאימה של הספייק עם כל השלבים הרצופים של depolarization, קוטביזציה, והיפר-קוטביזציה, משרעתו נמוכה מדי (41 mV) וללא overshoot. (ב)ספייק ראובואסיק שנוצר בסף מתח לא מציאותי (קרום depolarized עד +68 mV). שגיאה מסוג זה נובעת בדרך כלל ממיקרו-אלקטרודה חסומה, עם התנגדות וקיבולת לא מחוסנים. ניתן גם לראות כי שיא זה מזוהם מאוד על ידי רעש חשמלי 50 הרץ. (ג)ירי קצבי מוטון בתגובה 500 ms depolarizing זרם, עם תנודות גדולות של פוטנציאל קרום, בעיקר נגרמת על ידי חדירה מיקרואלקטרודה לא יציבה, אולי בשל תנועות נשימה מוגזמות. בכל המקרים המוצגים, מאפייני הממברנה המחושבים או הירי יהיו לא אמינים. לחץ כאן כדי להציג גירסה גדולה יותר של נתון זה.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Discussion
אם תבוצע כראוי, יש להשלים את החלק הכירורגי של הפרוטוקול המתואר בתוך כשלוש שעות. יש לנקוט טיפול מיוחד בשמירה על מצבים פיזיולוגיים יציבים של בעל חיים במהלך הניתוח, בפרט טמפרטורת הגוף ועומק ההרדמה. מלבד שיקולים אתיים ברורים, חוסר הרדמה נכונה יכול לגרום לתנועות גפיים מוגזמות במהלך כריתת עצב או כריתת למינקטום ולהוביל לנזק להכנה או סיום ניסוי מוקדם. עם שיתוק בעל חיים לפני חודר חוט השדרה עם microelectrode, זה חיוני כדי לפקח על עומק ההרדמה וקצב הלב ולהחיל פרמטרים אוורור נאותים המבוססים על משקל בעלי חיים וקיבולת ריאות. יש לתקן באופן מיידי את כל היסטות מהפרמטרים הפיזיולוגיים הרצויים כדי להבטיח הצלחה בהליך. לאחר הניתוח, תנאי הקלטה יציבים צריכים להיות אפשריים כדי לשמור על לפחות ארבע שעות.
לאחר חדירה של מוטון, יציבות ההקלטה היא בעלת חשיבות גבוהה. זה הכרחי כי פוטנציאל קרום נשאר קבוע במהלך הקלטות שליטה, כמו כל תנודות ישפיעו באופן משמעותי על זרם rheobase וסף של ירי קצבי. קיבעון נכון של עמודת החוליות אמור לספק יציבות בסיסית, בעוד המטרה של דלקת ריאות היא להקטין את תנועות חוט השדרה המעוררות על ידי הנשימה. יתר על כן, יש לוודא כי התכווצויות שרירים מבוטלים באופן מלא לפני ניסיון החדירה חוסם neuromuscular מנוהל במרווחי זמן קבועים.
לאחר זיהוי נוגדן חדירה מוצלח של motoneuron המוקלט יכול להתבצע על ידי גירוי של ענף עצב בהתאמה. זהו יתרון אמיתי של הכנת vivo, שבה האקסונים motoneuron נשמרים בהמשכיות עם השרירים הפנימיים בהתייחסות הקלטות תוך תאיות במבחנה שבוצעו על פרוסות עמוד השדרה, אשר רק לאחרונה היואפשריים בבעלי חיים בוגרים 16, אבל אינם מאפשרים זיהוי של motoneuron מוקלט. עם זאת, חשוב כי החוקרים יש הבנה ברורה של ההבדל בין הפעלה נוגדת ותודרומית של motoneuron19 כדי למנוע פרשנות שגויה של הנתונים. חשוב לשמור על גירוי עצבי היקפי נמוך ככל האפשר (פחות מ 0.5 V) כדי למנוע את ההפעלה של עצבים נוספים בשל ההתפשטות הנוכחית ולשים לב להשהיה קבועה וקצרה של ספייק אנטידרום19.
יתרון נוסף של הטכניקה המוצגת הוא כי motoneurons ניתן לסווג גם סוגים מהירים או איטיים על בסיס הפרמטרים הפוטנציאליים של הפעולה שלהם, כל שם משך AHP-HDT17. ההבידול בין מוטונורון המקים סיבי שריר מסוג מהיר ואיטי הוא קריטי ביחס לתרומתם השונה לביצועי השרירים במהלך התנועות. יתר על כן, motoneurons מהיר ואיטי יכול להגיב באופן שונה לקיטוב9.
כדי להבטיח תוצאות אמינות של קיטוב יש לשים לב להגדרת פרמטרים מתאימים של tsDCS. האינטנסיביות הנוכחית צריכה, מצד אחד, לספק צפיפות שדה רצויה באזור הנבחר כדי לעורר השפעות על רשתות עצביות, בעוד מצד שני צריך להיות בתוך מגבלות בטיחות לנזק לרקמות20. גודל אלקטרודות פעילות והתייחסות והמיקום שלהם לגבי אתר הקלטה הם גם אלמנטיםחשובים לשקול 4, ואת זמן היישום משך tsDCS צריך להיות מספיק כדי לעורר את האפקטיםהרצויים 16,17,22. בשיטות אלה נייר, התוצאות המייצגות הושגו על ידי יישום של 100 μA קטודל או קיטוב אנודל במשך 15 דקות. אם לוקחים בחשבון את צורת האלקטרודה וקוטר, עוצמת השדה החשמלי בהתאמה ישירות מתחת לאלקטרודה הייתה 39.25 μA·mm2. עם זאת, יש להבין כי הערך המדויק של השדה החשמלי באתר המוטוניון המוקלט הוא בלתי אפשרי לקבוע מראש כמיקום motoneuron ביחס אלקטרודה קיטוב משתנה, ואת צפיפות השדה האלקטרוני יורד באופן משמעותי עם עומק מוגבר וירידה אלקטרודה גודל4,24. יתר על כן, הכיוון של תאי המוטון ביחס לשדה החשמלי המיושם חשוב לדורשל פוטנציאל פעולה 22,25,26, וזה לא יכול להיות צפוי עבור תאים בודדים. בנוסף, חשוב מאוד להבין כי השפעות tsDCS אינן מוגבלות לתקופה של קיטוב, כי מתמיד, השפעות ארוכות הטווח מתועדיםהיטב 22,27. לכן, לאחר אפילו מפגש קיטוב קצר אחד, כל ההקלטות הרצופות באותה הכנה יבוצעו בתנאי קיטוב שלאחר קיטוב, מה שמגביל את מספר הקלטות הקיטוב האקיוריות האפשריות לאחת לכל בעל חיים.
ניתן לבצע שינויים נוספים בהליך המוצג כדי לענות על שאלות מחקר ספציפיות. פרוטוקול זה עם שינויים מינימליים יכול לשמש כסטנדרט עבור מספר עיצובים ניסיוניים, למשל, בעת בדיקת משך ו/או משרעת שונים של tsDCS מיושם או בעת השוואת השפעות קצרות או ארוכות טווח של tsDCS בבריכות שונות motoneurons. שימוש במספר מודלים של מחלות גנטיות (לדוגמה SOD1 G93A מודל חולדה של טרשת ציציצית אמיוטרופית) או עצבים שונים להפעלת עצבים נוגדניים (peroneal, tibial, saphenous, וכו ') מקובל. עם זאת, יש גם להיות מודע למגבלות ההליך. לדוגמה, השימוש ברביטורטים להרדמה מעכב את הפעילות של זרמים פנימייםמתמידים 28, בעוד המבוא המערכתי של חוסמים ספציפיים המשמשים בדרך כלל בהכנות מבחנה (למשל, סטריכנין כדי לחסום קולטני ניקוטיניק) יכול להוכיח קטלני לחיה. מומלץ לחוקרים לשקול מגבלות אלה לפני בחירת הפרוטוקול הניסיוני המתאים.
Subscription Required. Please recommend JoVE to your librarian.
Disclosures
לסופרים אין ניגוד אינטרסים לחשוף.
Acknowledgments
עבודה זו נתמכה על ידי מענק מרכז המדע הלאומי מס' 2017/25/B/NZ7/00373. המחברים רוצים להכיר את עבודתם של חנה Drzymała-Celichowska ו Włodzimierz Mrówczyński, אשר שניהם תרמו איסוף נתונים וניתוח של התוצאות המוצגות בעיתון זה.
Materials
| Name | Company | Catalog Number | Comments |
| Durgs and solutions | - | - | - |
| Atropinum sulfuricum | Polfa Warszawa | - | - |
| Glucose | Merck | 346351 | - |
| NaHCO3 | Merck | 106329 | - |
| Pancuronium Jelfa | PharmaSwiss/Valeant | - | Neuromuscular blocker |
| Pentobarbital sodium | Biowet Pu?awy Sp. z o.o | - | Main anesthetic agent |
| Pottasium citrate | Chempur | 6100-05-06 | - |
| Tetraspan | Braun | - | HES solution |
| Surgical equipment | - | - | - |
| 21 Blade | FST | 10021-00 | Scalpel blade |
| Cauterizer | FST | 18010-00 | - |
| Chest Tubes | Mila | CT1215 | - |
| Dumont #4 Forceps | FST | 11241-30 | Muscle forceps |
| Dumont #5 Forceps | FST | 11254-20 | Dura forceps |
| Dumont #5F Forceps | FST | 11255-20 | Nerve forceps |
| Dumont #5SF Forceps | FST | 11252-00 | Pia forceps |
| Forceps | FST | 11008-13 | Blunt forceps |
| Forceps | FST | 11053-10 | Skin forceps |
| Hemostat | FST | 13013-14 | - |
| Rongeur | FST | 16021-14 | For laminectomy |
| Scissors | FST | 15000-08 | Vein scissors |
| Scissors | FST | 15002-08 | Dura scissors |
| Scissors | FST | 14184-09 | For trachea cut |
| Scissors | FST | 104075-11 | Muscle scissors |
| Scissors | FST | 14002-13 | Skin scissors |
| Tracheal tube | - | - | Custom made |
| Vein catheter | Vygon | 1261.201 | - |
| Vessel cannulation forceps | FST | 18403-11 | - |
| Vessel clamp | FST | 18320-11 | For vein clamping |
| Vessel Dilating Probe | FST | 10160-13 | For vein dissection |
| Sugrgical materials | - | - | - |
| Gel foam | Pfizer | GTIN 00300090315085 | Hemostatic agent |
| Silk suture 4.0 | FST | 18020-40 | - |
| Silk suture 6.0 | FST | 18020-60 | - |
| Equipment | - | - | - |
| Axoclamp 2B | Molecular devices | discontinued | Intracellular amplifier/ new model Axoclamp 900A |
| CapStar-100 End-tidal CO2 Monitor | CWE | 11-10000 | Gas analyzer |
| Grass S-88 | A-M Systems | discontinued | Constant current stimulator |
| Homeothermic Blanket Systems with Flexible Probe | Harvard Apparatus | 507222F | Heating system |
| ISO-DAM8A | WPI | 74020 | Extracellular amplifier |
| Microdrive | - | - | Custom made/replacement IVM/Scientifica |
| P-1000 Microelectrode puller | Sutter Instruments | P-1000 | Microelectrode puller |
| SAR-830/AP Small Animal Ventilator | CWE | 12-02100 | Respirator |
| Support frame | - | - | Custom made/replacement lab standard base 51601/Stoelting |
| Spinal clamps | - | - | Custom made/replacement Rat spinal adaptor 51695/Stoelting |
| TP-1 DC stimulator | WiNUE | - | tsDCS stimulator |
| Miscellaneous | - | - | - |
| 1B150-4 glass capillaries | WPI | 1B150-4 | For microelectrodes production |
| Cotton wool | - | - | - |
| flexible tubing | - | - | For respirator and CO2 analyzer connection |
| MicroFil | WPI | MF28G67-5 | For filling micropipettes |
| Silver wire | - | - | For nerve electrodes |
References
- Angius, L., Hopker, J., Mauger, A. R. The Ergogenic Effects of Transcranial Direct Current Stimulation on Exercise Performance. Frontiers in Physiology. 8, 90 (2017).
- Berry, H. R., Tate, R. J., Conway, B. A. Transcutaneous spinal direct current stimulation induces lasting fatigue resistance and enhances explosive vertical jump performance. PloS One. 12 (4), 0173846 (2017).
- Lenoir, C., Jankovski, A., Mouraux, A. Anodal transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS) selectively inhibits the synaptic efficacy of nociceptive transmission at spinal cord level. Neuroscience. 393, 150-163 (2018).
- Parazzini, M., et al. Modeling the current density generated by transcutaneous spinal direct current stimulation (tsDCS). Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 125 (11), 2260-2270 (2014).
- Choi, Y. A., Kim, Y., Shin, H. I. Pilot study of feasibility and effect of anodal transcutaneous spinal direct current stimulation on chronic neuropathic pain after spinal cord injury. Spinal Cord. 57 (6), 461-470 (2019).
- Gómez-Soriano, J., Megía-García, A., Serrano-Muñoz, D., Osuagwu, B., Taylor, J. Non-invasive spinal direct current simulation for spasticity therapy following spinal cord injury: mechanistic insights contributing to long-term treatment effects. The Journal of Physiology. 597 (8), 2121-2122 (2019).
- de Araújo, A. V. L., et al. Effectiveness of anodal transcranial direct current stimulation to improve muscle strength and motor functionality after incomplete spinal cord injury: a systematic review and meta-analysis. Spinal Cord. , (2020).
- de Paz, R. H., Serrano-Muñoz, D., Pérez-Nombela, S., Bravo-Esteban, E., Avendaño-Coy, J., Gómez-Soriano, J. Combining transcranial direct-current stimulation with gait training in patients with neurological disorders: a systematic review. Journal of Neuroengineering and Rehabilitation. 16 (1), 114 (2019).
- Ahmed, Z. Modulation of gamma and alpha spinal motor neurons activity by trans-spinal direct current stimulation: effects on reflexive actions and locomotor activity. Physiological Reports. 4 (3), (2016).
- Bolzoni, F., Jankowska, E. Presynaptic and postsynaptic effects of local cathodal DC polarization within the spinal cord in anaesthetized animal preparations. The Journal of Physiology. 593 (4), 947-966 (2015).
- Cogiamanian, F., et al. Transcutaneous Spinal Direct Current Stimulation. Frontiers in Psychiatry. 3, (2012).
- Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation alters muscle tone in mice with and without spinal cord injury with spasticity. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 34 (5), 1701-1709 (2014).
- Bolzoni, F., Pettersson, L. G., Jankowska, E. Evidence for long-lasting subcortical facilitation by transcranial direct current stimulation in the cat. The Journal of Physiology. 591 (13), 3381-3399 (2013).
- Manuel, M., Zytnicki, D. Alpha, beta and gamma motoneurons: functional diversity in the motor system's final pathway. Journal of Integrative Neuroscience. 10 (3), 243-276 (2011).
- Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Motor unit recruitment order during voluntary and electrically induced contractions in the tibialis anterior. Experimental Brain Research. 114 (1), 117-123 (1997).
- Van Cutsem, M., Feiereisen, P., Duchateau, J., Hainaut, K. Mechanical properties and behaviour of motor units in the tibialis anterior during voluntary contractions. Canadian Journal of Applied Physiology = Revue Canadienne De Physiologie Appliquee. 22 (6), 585-597 (1997).
- Gardiner, P. F. Physiological properties of motoneurons innervating different muscle unit types in rat gastrocnemius. Journal of Neurophysiology. 69 (4), 1160-1170 (1993).
- Ahmed, Z. Trans-spinal direct current stimulation modifies spinal cord excitability through synaptic and axonal mechanisms. Physiological Reports. 2 (9), (2014).
- Manuel, M., Iglesias, C., Donnet, M., Leroy, F., Heckman, C. J., Zytnicki, D. Fast kinetics, high-frequency oscillations, and subprimary firing range in adult mouse spinal motoneurons. The Journal of Neuroscience: The Official Journal of the Society for Neuroscience. 29 (36), 11246-11256 (2009).
- Liebetanz, D., Koch, R., Mayenfels, S., König, F., Paulus, W., Nitsche, M. A. Safety limits of cathodal transcranial direct current stimulation in rats. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1161-1167 (2009).
- Bączyk, M., Jankowska, E. Long-term effects of direct current are reproduced by intermittent depolarization of myelinated nerve fibers. Journal of Neurophysiology. 120 (3), 1173-1185 (2018).
- Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Motoneuron firing properties are modified by trans-spinal direct current stimulation in rats. Journal of Applied Physiology. 126 (5), Bethesda, Md. 1232-1241 (2019).
- Bączyk, M., Drzymała-Celichowska, H., Mrówczyński, W., Krutki, P. Long-lasting modifications of motoneuron firing properties by trans-spinal direct current stimulation in rats. European Journal of Neuroscience. , (2019).
- Miranda, P. C., Faria, P., Hallett, M. What does the ratio of injected current to electrode area tell us about current density in the brain during tDCS. Clinical Neurophysiology: Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 120 (6), 1183-1187 (2009).
- Rahman, A., et al. Cellular effects of acute direct current stimulation: somatic and synaptic terminal effects. The Journal of Physiology. 591 (10), 2563-2578 (2013).
- Bikson, M., et al. Effects of uniform extracellular DC electric fields on excitability in rat hippocampal slices in vitro. The Journal of Physiology. 557, Pt 1 175-190 (2004).
- Jankowska, E. Spinal control of motor outputs by intrinsic and externally induced electric field potentials. Journal of Neurophysiology. 118 (2), 1221-1234 (2017).
- Button, D. C., Gardiner, K., Marqueste, T., Gardiner, P. F. Frequency-current relationships of rat hindlimb alpha-motoneurones. The Journal of Physiology. 573, Pt 3 663-677 (2006).
