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Medicine

중고심 노드 발사 속도의 마이크로 전극 어레이 기록으로 마우스의 본질적인 심장 페이스메이킹 결함을 식별합니다.

Published: July 05, 2021
doi:
10.3791/62735
, , ,
1Department of Biological Sciences,Southern Methodist University

Summary

이 프로토콜은 마우스의 페이스메이킹 결함을 식별하기 위해 전체 시노어심 노드 조직의 미세 전극 어레이 기록을 사용하여 본질적인 심장 발사 속도를 측정하는 새로운 방법론을 설명하는 것을 목표로합니다. 약리학 에이전트는 또한 본질적인 페이스 메이킹에 그들의 효력을 공부하기 위하여 이 방법에 소개될 수 있습니다.

Abstract

오른쪽 심방 노드 (SAN)는 심장의 심박 동기 세포를 포함하고 있으며이 지역의 기능 장애는 빈맥이나 서맥을 유발할 수 있습니다. 심장 페이스 메이킹 결함의 신뢰할 수 있는 식별은 속도 적자를 마스크 할 수있는 자율 신경계의 영향을 크게 방지하여 본질적인 심박수의 측정을 필요로한다. 본질적인 심장 맥박조정기 기능을 분석하는 전통적인 방법은 생체 내 심박수에서 측정하기 위하여 약물 유도한 자율 봉쇄, 본질적인 심박수를 측정하기 위하여 고립된 심혼 기록, 및 sinoatrial 심박동기 세포의 sinoatrial 스트립 또는 단세포 패치 클램프 기록을 포함합니다 자발적인 행동 잠재적인 발사 비율을 측정하기 위하여. 그러나 이러한 보다 전통적인 기술은 기술적으로 어렵고 수행하기 어려울 수 있습니다. 여기에서, 우리는 마우스에서 전체 마운트 시노어 노드 제제의 마이크로 전극 어레이 (MEA) 기록을 수행하여 본질적인 심장 발사 속도를 측정하는 새로운 방법론을 제시합니다. MEA는 체외 외 세포 필드 잠재력을 기록하기 위해 그리드와 같은 패턴으로 배열된 여러 미세 전극으로 구성됩니다. 본 원에 기재된 방법은 본질적인 심박수를 기록하기 위한 이전 접근법보다 상대적으로 빠르고 간단하며 더 정밀해지는 동시에 간편한 약리학적 심문을 가능하게 하는 결합된 이점이 있다.

Introduction

심장은 뇌에서 유래하는 것과 같은 심장 본질적인 및 외신 영향 모두에 의해 지배되는 복잡한 기관입니다. 시노아심 노드(SAN)는 포유류 심장 박동1,2의개시 및 영속에 대한 심장 박동세포(sinoatrial 세포, 또는 SA 세포라고도 함)를 수용하는 심장의 정의된 영역이다. 본질적인 심박수는 그밖 심장 또는 신경 유머 영향에 의해 영향 없이 심박동기 세포에 의해 구동되는 비율입니다, 그러나 심전도와 같은 인간과 살아있는 동물에 있는 심박수의 전통적인 측정은, 심장에 있는 심박동기 및 신경 영향 둘 다 반영합니다. SA 세포에 가장 주목할 만한 신경 영향은 신체의 생리적 요구 사항을 충족하기 위해 발사 패턴을 지속적으로 조절하는 자율 신경계에서3입니다. 이 아이디어를 지원, 모두 동정과 부교감 투영 SAN4근처에서 찾을 수 있습니다. 본질적인 심장 신경계(ICNS)는 특히 오른쪽 아리아에서 신경절플시가 SAN5,6의활동을 조절하는 또 다른 중요한 신경 영향이다.

기능 장애는 많은 심장 장애를 기초할 수 있고, 그밖 합병증의 리스크에 기여할 수 있기 때문에, 페이스 메이킹 적자를 이해하는 것은 임상적으로 중요합니다. 아픈 부비동 증후군 (SSS)은 적절한 페이스 메이킹7,8을방해하는 부상 절의 기능 장애를 특징으로하는 질병의 범주입니다. SSS는 부비동 서맥, 부비동 정지, 부비동 정지, 부비동 정지, 부비동 정지, 부도심 출구 블록, 번갈아 기다림 과 tachyarrhythmias9로 제시할 수 있고, 색전성 치기및 갑작스런 죽음의 증가한 리스크를 포함하여 합병증으로 이끌어 낼 수 있습니다8,10. 브루가다 증후군을 가진 사람들은, 급격한 심장 죽음의 증가한 리스크를 가진 심실 세동에 의해 표시된 심장 무질서, 또한 comorbid SAN 기능 장애11,12가있는 경우에 부정맥 사건에 대한 더 중대한리스크에있습니다. 시노온 임상 장애는 또한 심장 을 넘어 생리적인 결과가 있을 수 있습니다. 예를 들어, SSS는 대뇌저구혈(13)으로인해 환자에서 발작을 유발하는 것으로 관찰되었다.

시노어심 페이스 메이킹 적자를 식별하려면, 본질적인 심박수는 자율 신경계 또는 유머 요인의 영향 없이 SAN의 활동을 측정하여 결정되어야 합니다. 임상적으로, 이것은 약리학적 자율봉쇄(14)에의해 근사될 수 있다, 그러나 이 같은 기술은 또한 본질적인 심장 기능을 연구하기 위하여 포유류 모형에 적용될 수 있다(15,16). 이 접근법은 신경 영향 기여의 큰 부분을 차단하고 생체 내 심장 검사에서 허용하는 동안, 그것은 완전히 심장에 대한 모든 외외적 인 영향을 제거하지 않습니다. 동물 모델에서 본질적인 심장 기능을 연구하는 데 사용되는 또 다른 연구 기술은 일반적으로 전기그램, 속도 또는 상심 다중 전자 화물 배열17,18, 19,20을사용하여 측정을 포함하는 Langendorff-perfused 된 심혼을 사용하여 고립된 심장 기록이다. 이 기술은 신체에서 심장을 제거하는 것을 포함하기 때문에 심장 기능에 더 구체적이지만, 측정은 여전히 본질적인 심박수 측정21에영향을 미칠 수있는 메카노 전기 자동 조절 메커니즘에 의해 영향을받을 수 있습니다. 고립 된 심장 기록은 또한 여전히ICNS를통해 자율 조절에 의해 영향을받을 수있다5,6,22,23. 더욱이, 심장 기능 측정에 중요한 심장의 생리학적으로 관련된 온도를 유지하는 것은 고립된 심장 접근법20에서어려울 수 있다. SAN 기능을 연구하는 보다 직접적인 방법은 SAN 조직을 구체적으로 분리하고 활동을 측정하는 것입니다. 이는 SAN 스트립(절연 SAN 조직) 또는 고립된 SAN 맥박조정기세포(24,25)를 통해 달성될 수있다. SAN은 매우 작고 고도로 정의된 영역이므로 둘 다 높은 수준의 기술 적 교육이 필요하며, 세포 격리는 해리가 올바르게 수행되지 않으면 세포의 전반적인 상태를 손상시킬 수 있으므로 더 큰 도전을 제기합니다. 더욱이, 이러한 기술은 개별 기록 마이크로 전극을 사용하여 조직 또는 세포로부터 성공적으로 기록하기 위해 전문가 전기 생리학적 기술이 필요합니다.

이 프로토콜에서, 우리는 본질적인 심박수 측정을 얻기 위하여 마이크로 전극 배열 (MEA)를 사용하여 시험관 내SAN을 기록하는 기술을 기술합니다. 이 접근은 집중적인 전기 생리기술 세트가 결여된 연구원에 접근하기 위하여 높게 특정 한 전기 생리학 기록을 만드는 이점이 있습니다. MEA는 이전에 1 차 심근 세포배양26,27,28,29,30,31,32,심장 시트33,34,35,36,37,38,39및 조직 전체 탈산40에서심근세포 기능을 연구하는 데 사용되었습니다. 41,42, 43,44,45,46, 47. 이전 작업은 또한 SAN 조직41,42에서필드 잠재력을 검사하기 위하여 행해졌습니다. 여기에서는 MEA를 사용하여 뮤린 내성 SAN 발사 속도를 기록하고 분석하는 방법론을 제공합니다. 우리는 또한 이 기술이 4-aminopyridine (4-AP), 전압 게이트 K+ 채널 차단제의 효력을 보여주는 견본 실험을 제공함으로써 SAN 본질적인 발사 비율에 약리학 효력을 시험하기 위하여 어떻게 이용될 수 있는지 설명합니다. 정의된 해부학 적 랜드 마크를 사용하여, 우리는 정확하게 다른 방법에 필요한 광범위한 조직 해부 또는 세포 격리를 수행하지 않고 SAN을 기록 할 수 있습니다. MEA는 비용 금지 될 수 있지만, 기록은 임상 및 생리 연구 응용 프로그램의 광대 한 배열에 사용할 수있는 페이스 메이킹의 매우 구체적이고 신뢰할 수있는 측정을 제공합니다.

Protocol

여기에 설명된 모든 실험 절차는 남부 감리교 대학의 기관 동물 관리 및 사용 위원회 (IACUC)에 의해 승인된 바와 같이, 건강의 국가 학회 (NIH)의 지침에 따라 수행되었습니다. 1. 기록을 위한 다중 전극 어레이(MEA)를 코팅 25m 붕산 완충제. 나2B4O7의0.953 g를 녹여 , 증류수 80mL에 10 H2O. HCl을 사용하여 pH를 8.4로 조정한 다음 증류?…

Representative Results

조직이 15 분 동안 접시에 적응하도록 허용 한 후, 10 1 분 흔적이 기록됩니다. 현재 프로토콜은 한 시간 이상 활동을 기록하지만 여기에 표시되지 않은 게시되지 않은 데이터에서 ≥4 h에 대한 안정적인 발사 패턴을 기록했습니다. 실험 적 준비가 데이터 수집에 좋은 경우, 각 기록 채널은 주어진 채널(그림 11D)에대한 균일 한 모양의 일관되고 균등하게 간격 반복 파형 (즉, 스?…

Discussion

조직이 깨지기 쉽고 건강한 조직이 성공적인 기록을 위해 필요하기 때문에 SAN 해부 과정을 연습하고 마스터하는 것이 필수적입니다. SAN 해부 동안 올바른 방향은 조직의 적절한 영역을 얻기 위해 필수적입니다. 그러나, 심혼의 원래 방향은 이 노력을 복잡하게 하는 해부 과정에서 쉽게 분실될 수 있습니다. 따라서 적절한 좌우 방향을 보장하기 위해 아리아를 시각적으로 검사해야 합니다. 일반적?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 작품은 건강의 국가 학회에 의해 투자되었다, 보조금 번호 R01NS100954 및 R01NS099188.

Materials

4-Aminopyridine Sigma A78403-25G
22 gauge syringe needle Fisher Scientific 14-826-5A Used for dissection
23 gauge syringe needle Fisher Scientific 14-826-6C Used for dissection
60mm Petri Dishes Genesee Scientific 32-105G
500mL Pyrex Bottle Fisher Scientific 06-414-1C Used to store solutions
1000 mL Pyrex Bottle Fisher Scientific 06-414-1D Used to store solutions
Bone Forceps Fine Science Tools 16060-11
Calcium chloride dihydrate (CaCl2·2H2O) Sigma-Aldrich C5080-500G
Carbogen (95% O2, 5% CO2)
Castroviejo Scissors, 4" Fine Science Tools 15024-10
D-(+)-Glucose Sigma-Aldrich G7021-1KG
Data Acquisition PC CPU: Intel Xeon or Intel Core i7, Memory: 8GB, HDD: 1TB, Graphic Card: NVIDIA or On-board, Screen: 1920×1080
Dissection Microscope Jenco
Dissecting Pins Fine Science Tools 26002-20
Dumont #2 Laminectomy Forceps Fine Science Tools 11223-20
Dumont #55 Forceps Fine Science Tools 11295-51
 Extra Fine Graefe Forceps Fine Science Tools 11152-10
Glass Chamber Grainger 49WF30 Used for mouse euthanization
Harp Anchor Kit Warner Instruments  SHD-22CL/15 WI 64-0247
HCl Fisher Chemicals SA48-4 Used for pH balancing
Hemostat Fine Science Tools 13013-14
Heparin Aurobindo Pharma Limited IDA, Pashamylaram NDC 63739-953-25
HEPES Sigma-Aldrich H3375-250G
Inverted Microscope Motic AE2000
Isoflurane Patterson Veterinary 07-893-1389
Lab Tape Fisher Scientific 15-950
Light for Dissection Microscope Dolan-Jenner MI150DG 660000391014
Magesium chloride (MgCl2) Sigma-Aldrich 208337-100G
MED64 Head Amplifier MED64 MED-A64HE1S
MED64 Main Amplifier MED64 MED-A64MD1A
MED64 Perfusion Cap MED64 MED-KCAP01
MED64 Perfusion Pipe Holder Kit MED64 MED-KPK02
MED64 ThermoConnector MED64 MED-CP04
Mesh  Warner Instruments 640246
Microelectrode array (MEA) Alpha Med Scientific MED-R515A
Mobius Software WitWerx Inc. Specific software for the MED64
NaOH Fisher Chemicals S320-500 Used for pH balancing
Normal Saline Ultigiene NDC 50989-885-17
Paint Brush Fisher Scientific NC1751733
Parafilm Genesee Scientific PM-996
Peristaltic Pump Gilson F155009
Peristaltic Pump Tubing Fisher Scientific 14-171-298 1/8'' Interior Diameter
Polyethyleneimine Sigma P3143
Potassium chloride (KCl) Sigma-Aldrich P9333-500G
Potassium phosphate monobasic (KH2PO4) Sigma-Aldrich P5655-500G
Sodium Bicarbonate Sigma S6297
Sodium chloride (NaCl) Fisher Scientific S671-3
Sylgruard Elastomer Kit Dow Corning 184 SIL ELAST KIT 0.5KG
Sodium Phosphate Monobasic Sigma S6566
Sodium tetraborate Sigma S9640
Surgical Scissors Fine Science Tools 14074-09
Transfer Pipets (3mL graduated) Samco Scientific 225
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References

  1. Marionneau, C., et al. Specific pattern of ionic channel gene expression associated with pacemaker activity in the mouse heart. Journal of Physiology. 562 (1), 223-234 (2005).
  2. Josea, A. D., Collison, D. The normal range and determinants of the intrinsic heart rate in man. Cardiovascular Research. (4), 160-167 (1970).
  3. Peters, C. H., Sharpe, E. J., Proenza, C. Annual Review of Physiology Cardiac Pacemaker Activity and Aging. Annual Review of Physiology. 82, 21-43 (2019).
  4. Keith, A., Flack, M. The form and nature of the muscular connections between the primary divisions of the vertebrate heart. Journal of Anatomy and Physiology. 41 (3), 172-189 (1907).
  5. Wake, E., Brack, K. Characterization of the intrinsic cardiac nervous system. Autonomic Neuroscience. 199, (2016).
  6. Fedele, L., Brand, T. The intrinsic cardiac nervous system and its role in cardiac pacemaking and conduction. Journal of Cardiovascular Development and Disease. 7 (4), 1-33 (2020).
  7. Mangrum, J. M., DiMarco, J. P. The evaluation and management of bradycardia. New England Journal of Medicine. 342 (10), 703-709 (2000).
  8. Adan, V., Crown, L. A. Diagnosis and treatment of Sick Sinus Syndrome. American Family Physician. 67 (8), 1725-1732 (2003).
  9. Semelka, M., Gera, J., Usman, S. Sick Sinus Syndrome: A Review. American Family Physician. 87 (10), 691-696 (2013).
  10. Zaragoza, M. V., et al. Exome sequencing identifies a novel LMNA splice-site mutation and multigenic heterozygosity of potential modifiers in a family with Sick Sinus Syndrome, dilated cardiomyopathy, and sudden cardiac death. PLoS ONE. 11 (5), 0155421 (2016).
  11. Brugada, J., Campuzano, O., Arbelo, E., Sarquella-Brugada, G., Brugada, R. Present status of Brugada Syndrome: JACC State-of-the-Art Review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (9), 1046-1059 (2018).
  12. Rollin, A., et al. Prevalence, characteristics, and prognosis role of type 1 ST elevation in the peripheral ECG leads in patients with Brugada syndrome. Heart Rhythm. 10 (7), 1012-1018 (2013).
  13. Patel, N., Majeed, F., Sule, A. A. Seizure triggered by Sick Sinus Syndrome. BMJ case reports. 4, 2017222011 (2017).
  14. Knecht, S., et al. Impact of pharmacological autonomic blockade on complex fractionated atrial electrograms. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 21 (7), 766-772 (2010).
  15. Saba, S., London, B., Ganz, L. Autonomic blockade unmasks maturational differences in rate-dependent atrioventricular nodal conduction and facilitation in the mouse. Journal of Cardiovascular Electrophysiology. 14 (2), 191-195 (2003).
  16. Shusterman, V., et al. Strain-specific patterns of autonomic nervous system activity and heart failure susceptibility in mice. American Journal of Physiology – Heart and Circulatory Physiology. 282 (6), 51-56 (2002).
  17. Tse, G., Tse, V., Yeo, J. M., Sun, B. Atrial anti-arrhythmic effects of heptanol in Langendorff-perfused mouse hearts. PLoS ONE. 11 (2), 0148858 (2016).
  18. Tse, G., et al. Quantification of beat-to-beat variability of action potential durations in Langendorff-perfused mouse hearts. Frontiers in Physiology. 9 (1578), 01578 (2018).
  19. Avula, U. M. R., et al. Heterogeneity of the action potential duration is required for sustained atrial fibrillation. JCI Insight. 5 (11), 128765 (2019).
  20. Jungen, C., et al. Impact of intracardiac neurons on cardiac electrophysiology and arrhythmogenesis in an ex vivo Langendorff system. Journal of Visualized Experiments. (135), e57617 (2018).
  21. Quinn, A. T., Kohl, P. Cardiac mechano-electric coupling: Acute effects of mechanical stimulation on heart rate and rhythm. Physiological Reviews. 101 (1), 37-92 (2021).
  22. Ripplinger, C. M., Noujaim, S. F., Linz, D. The nervous heart. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 120 (1-3), 199-209 (2016).
  23. Pauza, D. H., Pauziene, N., Pakeltyte, G., Stropus, R. Comparative quantitative study of the intrinsic cardiac ganglia and neurons in the rat, guinea pig, dog and human as revealed by histochemical staining for acetylcholinesterase. Annals of Anatomy. 184, 125-136 (2002).
  24. Golovko, V., Gonotkov, M., Lebedeva, E. Effects of 4-aminopyridine on action potentials generation in mouse sinoauricular node strips. Physiological Reports. 3 (7), 12447 (2015).
  25. Sharpe, E. J., St. Clair, J. R., Proenza, C. Methods for the isolation, culture, and functional characterization of sinoatrial node myocytes from adult mice. Journal of Visualized Experiments. (116), e54555 (2016).
  26. Doi, M., Ogawa, E., Arai, T. Effect of a photosensitization reaction performed during the first 3 min after exposure of rat myocardial cells to talaporfin sodium in vitro. Lasers in Medical Science. 32 (8), 1873-1878 (2017).
  27. Takanari, H., et al. A new in vitro co-culture model using magnetic force-based nanotechnology. Journal of Cellular Physiology. 231 (10), 2249-2256 (2016).
  28. Nakashima, T., et al. Rapid electrical stimulation causes alterations in cardiac intercellular junction proteins of cardiomyocytes. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 306 (9), 1324-1333 (2014).
  29. Suzuki, S., et al. Effects of aldosterone on Cx43 gap junction expression in neonatal rat cultured cardiomyocytes. Circulation Journal. 73 (8), (2009).
  30. Horiba, M., et al. T-type Ca2+ channel blockers prevent cardiac cell hypertrophy through an inhibition of calcineurin-NFAT3 activation as well as L-type Ca2+ channel blockers. Life Sciences. 82 (11-12), 554-560 (2008).
  31. Inoue, N., et al. Rapid electrical stimulation of contraction modulates gap junction protein in neonatal rat cultured cardiomyocytes: involvement of mitogen-activated protein kinases and effects of angiotensin II receptor agonist. Journal of the American College of Cardiology. 44 (4), 914-922 (2004).
  32. Aalders, J., et al. Effects of fibrillin mutations on the behavior of heart muscle cells in Marfan syndrome. Scientific Reports. 10 (16756), (2020).
  33. Matsuura, K., et al. Creation of mouse embryonic stem cell-derived cardiac cell sheets. Biomaterials. 32 (30), 7355-7362 (2011).
  34. Fujita, H., Shimizu, K., Nagamori, E. Application of a cell sheet-polymer film complex with temperature sensitivity for increased mechanical strength and cell alignment capability. Biotechnology and Bioengineering. 103 (2), 370-377 (2009).
  35. Baba, S., et al. Generation of cardiac and endothelial cells from neonatal mouse testis-derived multipotent germline stem cells. Stem Cells. 25 (6), 1375-1383 (2007).
  36. Baba, S., et al. Flk1+ cardiac stem/progenitor cells derived from embryonic stem cells improve cardiac function in a dilated cardiomyopathy mouse model. Cardiovascular Research. 76 (1), 119-131 (2007).
  37. Shimizu, K., et al. Construction of multi-layered cardiomyocyte sheets using magnetite nanoparticles and magnetic force. Biotechnology and Bioengineering. 96 (4), 803-809 (2007).
  38. Haraguchi, Y., Shimizu, T., Yamato, M., Kikuchi, A., Okano, T. Electrical coupling of cardiomyocyte sheets occurs rapidly via functional gap junction formation. Biomaterials. 27 (27), 4765-4774 (2006).
  39. Miyagawa, S., et al. Tissue cardiomyoplasty using bioengineered contractile cardiomyocyte sheets to repair damaged myocardium: Their integration with recipient myocardium. Transplantation. 80 (11), 1586-1595 (2005).
  40. Watts, M., et al. Decreased bioavailability of hydrogen sulfide links vascular endothelium and atrial remodeling in atrial fibrillation. Redox Biology. 38, 101817 (2021).
  41. Feng, Y., Cao, H., Zhang, Y. Prediction model of sinoatrial node field potential using high order partial least squares. Bio-Medical Materials and Engineering. 26, 1805-1811 (2015).
  42. Feng, Y., Cao, H., Wang, Y., Zhang, Y. Fuzzy linguistic prediction model for sinoatrial node field potential analysis in acute hyperglycemia environment. Bio-Medical Materials and Engineering. 26, 881-887 (2015).
  43. Suzuki, K., Matsumoto, A., Nishida, H., Reien, Y., Maruyama, H., Nakaya, H. Termination of aconitine-induced atrial fibrillation by the KACh-channel blocker tertiapin: underlying electrophysiological mechanism. Journal of Pharmacological Sciences. 125 (4), 406-414 (2014).
  44. Chang, S. -. L., et al. Heart failure enhances arrhythmogenesis in pulmonary veins. Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 38 (10), 666-674 (2011).
  45. Wang, Y. -. J., et al. Time-dependent block of ultrarapid-delayed rectifier K+ currents by aconitine, a potent cardiotoxin, in heart-derived H9c2 myoblasts and in neonatal rat ventricular myocytes. Toxicological Sciences. 106 (2), 454-463 (2008).
  46. Lai, Y. -. J., Huang, E. Y. -. K., Yeh, H. -. I., Chen, Y. -. L., Lin, J. J. -. C., Lin, C. -. I. On the mechanisms of arrhythmias in the myocardium of mXinα-deficient murine left atrial-pulmonary veins. Life Sciences. 83 (7-8), 272-283 (2008).
  47. Gustafson-Wagner, E. A., et al. Loss of mXinα, an intercalated disk protein, results in cardiac hypertrophy and cardiomyopathy with conduction defects. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 293 (5), 2680-2692 (2007).
  48. Clark, R. B., et al. A rapidly activating delayed rectifier K+ current regulates pacemaker activity in adult mouse sinoatrial node cells. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 286, 1757-1766 (2004).
  49. Bell, R. M., Mocanu, M. M., Yellon, D. M. Retrograde heart perfusion: The Langendorff technique of isolated heart perfusion. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 50 (6), 940-950 (2011).
  50. Nikmaram, M. R., et al. Characterization of the effects of Ryanodine, TTX, E-4031 and 4-AP on the sinoatrial and atrioventricular nodes. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 96 (1-3), 452-464 (2008).
  51. Fenske, S., et al. Comprehensive multilevel in vivo and in vitro analysis of heart rate fluctuations in mice by ECG telemetry and electrophysiology. Nature Protocols. 11 (1), 61-86 (2016).
  52. Masé, M., Glass, L., Ravelli, F. A model for mechano-electrical feedback effects on atrial flutter interval variability. Bulletin of Mathematical Biology. 70 (5), 1326-1347 (2008).
  53. Franz, M. R., Bode, F. Mechano-electrical feedback underlying arrhythmias: The atrial fibrillation case. Progress in Biophysics and Molecular Biology. 82 (1-3), 163-174 (2003).
  54. Bucchi, A., Tognati, A., Milanesi, R., Baruscotti, M., DiFrancesco, D. Properties of ivabradine-induced block of HCN1 and HCN4 pacemaker channels. Journal of Physiology. 572 (2), 335-346 (2006).

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Keywords: Microelectrode ArraySinoatrial NodeHeart RateCardiac PacemakingMouseDissectionTyrode’s SolutionHeart RemovalAtriumSinoatrial Node Location
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Kumar, P., Si, M., Paulhus, K., Glasscock, E. Microelectrode Array Recording of Sinoatrial Node Firing Rate to Identify Intrinsic Cardiac Pacemaking Defects in Mice. J. Vis. Exp. (173), e62735, doi:10.3791/62735 (2021).
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